بررسی اثرات شرایط استخراج بر فعالیت آنتی‌اکسیدانی عصاره‌های میوه کنار و هسته خرما رقم مضافتی
الموضوعات :
عباس نمدی پور
1
(دانش آموخته کارشناسی ارشد گروه علوم و صنایع غذایی، دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران)
علیرضا صادقی ماهونک
2
(دانشیار گروه علوم و صنایع غذایی، دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران)
محمد قربانی
3
(دانشیار گروه علوم و صنایع غذایی، دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران)
الکلمات المفتاحية: حلال, عصاره, فعالیت آنتی‌اکسیدانی, کنار, هسته خرما,
ملخص المقالة :
مقدمه:آنتی اکسیدان ها ترکیباتیهستندکهباجذب رادیکالآزادوکاهش سرعتاکسیداسیون ازفساد،تغییررنگو تُندشدنچربی ها به مقدار زیادیجلوگیریمی کنند. استفاده از آنتی اکسیدان های سنتزی به دلیل اثرات سمی و سرطان زایی محدود شده است؛ به همین دلیل،جستجوبرایجایگزینیآنتی اکسیدان های سنتزیمنجربهبررسیآنتی اکسیدان های متعددیازمنابعطبیعیشدهاست. به دلیل این که تاکنون پژوهشی در زمینه تعیین شرایط بهینه (نوع حلال و زمان استخراج ترکیبات فنلی) عصاره های هسته خرما (رقم مضافتی) و کنار (کنارهای استان خوزستان) انجام نگرفته است هدف از این مطالعه تعیین این شرایط می باشد. مواد و روش ها: در این مطالعه 9 سیستم حلال (3 سیستم حلال تک جزیی به شرح آب، اتانول، متانول و 6 سیستم حلال دو جزیی به ترتیب بر حسب درصد به صورت آب50 : اتانول50، آب50 : متانول50، آب20: اتانول80، آب80 : اتانول20، آب20 : متانول80 و آب80 : اتانول20) در سه زمان 3 و 5 و 7 ساعت درون انکوباتور شیکردار با سرعت همزدن 280 دور در دقیقه قرار گرفتند و میزان استخراج ترکیبات فنلی این سیستم ها با هم مقایسه شد. پس از انتخاب تیمارهای منتخب سنجش فعالیت آنتی اکسیدانی شامل DPPH، ظرفیت آنتی اکسیدانی کل و قدرت احیاکنندگی اتم آهن بر روی آن ها انجام گرفت. یافته ها: بالاترین راندمان استخراج در کنار توسط آب50 : اتانول50 در دو زمان 5 و 7 ساعت و برای هسته خرما حلال آب50 : اتانول50 ، آب20 : اتانول80 و اتانول در مدت زمان 7 ساعت بدست آمدند. سنجش فعالیت آنتی اکسیدانی تیمارهای منتخب نشان دادند که در هر دو عصاره مخلوط حلال آب50 : اتانول50 طی مدت زمان 7 ساعت بهترین انتخاب بود. نتیجه گیری: با توجه به این نتایج انتخاب محلولی متنمودار از حلال های قطبی و غیر قطبی به صورت ترکیب با هم دارای بالاترین فعالیت آنتی اکسیدانی می باشد.
Antolovich, M., Prenzler, P., Robards, K. & Ryan, D. (2000). Sample preparation in the determination of phenolic compounds in fruit. Analyst, 125, 989–1009.
Arabshahi, S. & Urooj, A. (2007). Antioxidant properties of various solvent extracts of mulberry (Morus indica L.) leaves. Food Chemistry, 102, 1233-1240.
Baliga, M. S., Baiga, B. R. V., Kandathil, S. M., Bhat, H. & Vaialyl, P. K. (2011). A review of the chemistry and pharmacology of the date fruits (Phoenix dactylifera). Food Research International, 44, 1812-1822.
Basuny, A. M., Arafat, S. M. & Faraq, H. A. (2013). Utilization from fruits & leaves of
Napek (Zizyphusspina-christi L.) as a source of bioactive components.International Journal of Chemical & Natural Science, 1, 29-36.
Besbes, S., Blecker, C., Deroanne, C., Lognay, G., Drira, N. E. & Attia, H. (2004). Date seeds: chemical composition & characteristic profiles of the lipid fraction. Food Chemistry, 84, 577-584.
Capannesi, C., Palchetti, I., Mascii, M. & Parenti, A. (2000). Electrochemicalsensor andbiosensor for polyphenols detection in oliveoils. Food Chemistry, 71, 553–562.
Chirinos, R., Rogez, H., Campos, D., Pedreschi, R. & Larondelle, Y. (2007). Optimization of extraction conditions of antioxidant phenolic compounds from mashua (Tropaeolum tuberosum Ruız & Pavon) tubers. Separation & Purification Technology, 55, 217–225.
Eskin, N. A. M. & Przybylski, R. (2001). Antioxidants and shelf life of foods. In Food shelf life stability: chemical, biochemical, & microbiological changes. Eds. DS. Robinson & NAM Eskin. CRC Press. 175-203.
Huang, D., Ou, B. & Prior, R. L. (2005). The Chemistry behind antioxidant capacity assays. Food Chemistry, 53, 1841-56.
Jayaprakasha, G. K. (2003). Antibacterial and antioxidant activities of grape (Vitis vinifer) seed extracts. Food Research International,117-122.
Jung, C. H., Seog, H. M., Choi, I. W., Park, M. W. & Cho, H. Y. (2006). Antioxidant properties of various solvent extracts from wild ginseng leaves. LWT, 39, 266-274.
Morelli, L. L. & Prado, M. A. (2012). Extraction optimization for antioxidant phenolic compounds in red grape jam using ultrasound with a response surface methodology. Ultrasonics Sonochemistry, 19 (6), 1144-1149.
Nasif, N. M. (2001). Phytoconstituents of Zizyphus spina-christi L. fruits & their antimicrobial activity. Food Chemistry, 76, 77-81.
Pan, M., Jiang, T. & Pan, J. (2011). Antioxidant Activities of Repeseed Protein Hydrolysates. Food Bioprocess Technology, 4, 1144-1152.
Sahreen, S., Rashid Khan, M. & Ali Khan, R. (2010). Evaluation of antioxidant activities of various solvent extracts of Carissa opaca fruits. Food Chemistry, 122, 1205-1211.
Sheng, Z. W., Ma, W. H., Gao, J. H., Bi, Y., Zhang, W. M., Duo, H. T. & Jin, Z. Q. (2011). Antioxidant properties of banana flower of two cultivars in China using 2,2-dipheny1-1-picrylhydrazyl (DPPH) reducing power, 2,2-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-suphonate (ABTS) and inhibition of lipid peroxidation assays. African Journal of Biotechnology, 10 (21), 4470-4477.
Sun, L., Zhang, J., Lu, X., Zhang, L. & Zhang, Y. (2011). Evaluation to the antioxidant activity of total flavonoids extract from persimmon (Diospyros kaki L.) leaves. Food and Chemical Toxicology, 49, 2689-2696.
Suzuki, M., Watanabe, T., Miura, A., Harashima, E., Nakagawa, Y. & Tsuji, K. (2002). An extraction solvent optimum for analyzing polyphenol contents by Folin-Denis assay. Nippon Shokuhin Kagaku Kaishi, 49, 507-511.
Turkmen, N., Sari, F. & Sedat-Velioglu, Y. (2006). Effects of extraction solvents on concentration & antioxidant activity of black and black mate tea polyphenols determined by ferrous tartrate & Folin Ciocalteu methods. Food Chemistry, 99, 835-841.
Youssef, H. E., Khedr, A. A. & Mahran, M. Z. (2011). Hepatoprotective activity & antioxidant effects of Napk (Zizyphus spinachristi L.) fruits on rats hepatoxicity induced by carbon tetrachloride. Nutrition Science, 9, 1-7.
_||_