Interaction of salinity stress and chitosan nanoparticles on some biochemical and micronutrient properties of maize (Zea mays L.) leaves and roots

Veqhar Mooavi, Seyedeh Nasrin; Saadatmand, Sara; Jamei, Rashid; Darvishzadeh, Reza

doi:https://doi.org/10.71890/IPER.2025.1127477

Manuscript ID : 140305071127477 Visit : 143 Page: 53 - 68

https://doi.org/10.71890/IPER.2025.1127477

Article Type: Original Research

Interaction of salinity stress and chitosan nanoparticles on some biochemical and micronutrient properties of maize (Zea mays L.) leaves and roots

Subject Areas : Tension

Seyedeh Nasrin Veqhar Mooavi ¹ , Sara Saadatmand ^{2
*} , Rashid Jamei ³ , Reza Darvishzadeh ⁴

1 - Department of Biology, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran
2 - Department of Biology, Science and Research Unit, Islamic Azad University, Tehran, Iran.
3 - Department of Biology, Urmia University, Urmia, Iran
4 - Department of Plant Genetics and Production, Faculty of Agriculture and Natural Resources, Urmia University, Urmia, Iran

Received: 2024-07-28 Accepted : 2024-11-16 Published : 2025-06-22

Keywords: Environmental Stress, Maize, Antioxidant Activity, Phenol and Flavonoid, Chitosan,

Abstract :

Given that maize yield declines under salinity, this study investigated the impact of this stress on the single-cross 201 maize cultivar and evaluated the role of chitosan nanoparticles as a moderating agent. To achieve this, the seeds were grown in pots, and at the four-leaf stage, different treatments were applied, including salinity stress at three levels: 0, 0.05, and 0.1 M, and a spray of 50 nm chitosan nanoparticles at concentrations of 0, 0.05, and 0.1 g/liter. The results indicated that the treatments studied significantly affected maize traits. Characteristics such as phenol, flavonoid, anthocyanin, DPPH radical scavenging, nitrogen, and zinc content were found to be considerably higher in maize leaves compared to their roots. In most traits, no significant statistical difference was observed between the studied treatments in the roots; however, a significant difference was found in the leaf averages. The levels of phenol, flavonoids, DPPH radical scavenging, and anthocyanins in maize leaves increased with chitosan nanoparticle spraying, but significantly decreased at higher salinity levels compared to the control. With the increase in salinity of both root and leaf tissues, the amount of chlorine increased while the content of iron decreased. The application of chitosan nanoparticles significantly improved this process. Given the optimal performance of chitosan nanoparticles and their minimal environmental risks, it is recommended to focus more on this issue in future studies and to conduct evaluations during the final stages of maize growth.

References:

Al-Tawaha, A.R., Turk, M.A., Al-Tawaha, A.R.M., Alu'Datt, M.H., Wedyan, M., Al-Ramamneh, E.A.D.M. and Hoang, A.T. (2018). Using chitosan to improve growth of maize cultivars under salinity conditions. Bulgarian Journal of Agricultural Science. 24(3): 437-442.
Al-Tawaha, A.R.M. and Al-Ghzawi, A. L. A. (2013). Effect of chitosan coating on seed germination and salt tolerance of lentil (Lens culinaris L.). Research on Crops. 14(2): 489-491.
Arya, S.P., Mahajan, M. and Jain, P. (2000). Non-spectrophotometric methods for the determination of Vitamin C. Analytica Chimica Acta. 417(1): 1-14.
Arzhang, S., Darvishzadeh, R., Alipour, H., Maleki, H.H. and Dezhsetan, S. (2024). Genetic variability of maize (Zea mays) germplasm from Iran: genotyping with a maize 600K SNP array and genome-wide scanning for selection signatures. Crop and Pasture Science. 75(3).
Attaran Dowom, S., Karimian, Z., Mostafaei Dehnavi, M. and Samiei, L. (2022). Chitosan nanoparticles improve physiological and biochemical responses of Salvia abrotanoides (Kar.) under drought stress. BMC Plant Biology. 22(1): 364.
Attia, M.S., Osman, M.S., Mohamed, A.S., Mahgoub, H.A., Garada, M.O., Abdelmouty, E.S. and Abdel Latef, A.A.H. (2021). Impact of foliar application of chitosan dissolved in different organic acids on isozymes, protein patterns and physio-biochemical characteristics of tomato grown under salinity stress. Plants. 10(2): 388.
Badshah, I., Mustafa, N., Khan, R., Mashwani, Z. U. R., Raja, N.I., Almutairi, M. H., Aleya. L., Sayed, A.A., Zaman, S., Sawati, L. and Sohail. (2023). Biogenic titanium dioxide nanoparticles ameliorate the effect of salinity stress in wheat crop. Agronomy. (13):352.
Bandara, S., Du, H., Carson, L., Bradford, D. and Kommalapati, R. (2020). Agricultural and biomedical applications of chitosan-based nanomaterials. Nanomaterials. 10(10): 1903.
Behboudi, F., Tahmasebi Sarvestani, Z., Kassaee, M.Z., Modares Sanavi, S.A.M., Sorooshzadeh, A. and Ahmadi, S.B. (2018). Evaluation of chitosan nanoparticles effects on yield and yield components of barley (Hordeum vulgare L.) under late season drought stress. Journal of Water and Environmental Nanotechnology. 3(1): 22-39.
Behboudi, F., Tahmasebi Sarvestani, Z., Zaman Kassaee, M., Modares Sanavi1, S.A.M. and Sorooshzadeh, A. (2019a). The effect of foliar and soil application of chitosan nanoparticles on chlorophyll, photosynthesis, yield and yield components of wheat (Triticum aestivum L.) under drought stress after pollination. Plant Process and Function. 8(30): 271-285. [In Persian].
Behboudi, F., Tahmasebi-Sarvestani, Z., Kassaee, M.Z., Modarres-Sanavy, S.A.M., Sorooshzadeh, A. and Mokhtassi-Bidgoli, A. (2019b). Evaluation of chitosan nanoparticles effects with two application methods on wheat under drought stress. Journal of Plant Nutrition. 42(13): 1439-1451.
Bittelli, M., Flury, M., Campbell, G.S. and Nichols, E.J. (2001). Reduction of transpiration through foliar application of chitosan. Agricultural and Forest Meteorology. 107(3): 167-175.
Brand-Williams, W., Cuvelier, M.E. and Berset, C.L.W.T. (1995). Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. LWT-Food Science and Technology. 28(1): 25-30.
Chen, M., Yang, Z., Liu, J., Zhu, T., Wei, X., Fan, H. and Wang, B. (2018). Adaptation mechanism of salt excluders under saline conditions and its applications. International Journal of Molecular Sciences. 19(11): 3668.
Cho, M.H., No, H.K. and Prinyawiwatkul, W. (2008). Chitosan treatments affect growth and selected quality of sunflower sprouts. Journal of Food Science. 73(1): S70-S77.
ChunYan, L., GuoRui, M. and WenYing, H. (2003). Induction effect of chitosan on suppression of tomato early blight and its physiological mechanism. Journal of Zhejiang University (Agriculture and Life Sciences). 29: 280-286.
Dzung, N. A. (2007). Chitosan and their derivatives as prospective biosubstances for developing sustainable eco-agriculture. Advances in Chitin Science X. 453-459.
Farooq, M., Hussain, M., Wakeel, A., & Siddique, K. H. (2015). Salt stress in maize: effects, resistance mechanisms, and management. A review. Agronomy for Sustainable Development, 35, 461-481.
Guan, Y.J., Hu, J., Wang, X.J., and Shao, C.X. (2009). Seed priming with chitosan improves maize germination and seedling growth in relation to physiological changes under low temperature stress. Journal of Zhejiang University Science B. 10: 427-433.
Hassan, F.A.S., Ali, E., Gaber, A., Fetouh, M.I. and Mazrou, R. (2021). Chitosan nanoparticles effectively combat salinity stress by enhancing antioxidant activity and alkaloid biosynthesis in Catharanthus roseus (L.) G. Don. Plant Physiology and Biochemistry. 162: 291-300.
Hassanvand, A., Saadatmand, S., Lari Yazdi, H. and Iranbakhsh, A. (2023). Evaluation of photosynthetic pigments, fluorescence indexes, gas exchange, and some active flavonoid substances Pansy (Viola tricolor L.) under the effect of Bio-Silver Nanoparticles. Journal of Plant Environmental Physiology. 69(1): 80-98. [In Persian].
Hidangmayum, A. and Dwivedi, P. (2022). Chitosan based nanoformulation for sustainable agriculture with special reference to abiotic stress: a review. Journal of Polymers and the Environment. 30(4): 1264-1283.
Iftikhar, N., Perveen, S., Ali, B., Saleem, M.H. and Al-Sadoon, M.K. (2024). Physiological and Biochemical Responses of Maize (Zea mays L.) Cultivars Under Salinity Stress. Turkish Journal of Agriculture and Forestry. 48(3): 332-343.
Iqbal, S., Hussain, S., Qayyaum, M.A., Ashraf, M. and Saifullah, S. (2020). The response of maize physiology under salinity stress and its coping strategies. Plant Stress Physiology. 1-25.
Kalra, N., Jain, M.C., Joshi, H.C., Choudhary, R., Harit, R.C., Vatsa, B.K., Sharma, S.K. and Kumar, V. (1998). Flyash as a soil conditioner and fertilizer. Bioresource Technology. 64(3): 163-167.
Li, C., Du, H., Wang, L., Shu, Q., Zheng, Y., Xu, Y., Zhang, J., Zhang, J., Yang, R. and Ge, Y. (2009). Flavonoid composition and antioxidant activity of tree peony (Paeonia section Moutan) yellow flowers. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 57(18): 8496-8503.
Ma, L., Li, Y., Yu, C., Wang, Y., Li, X., Li, N., Chen, Q. & Bu, N. (2012). Alleviation of exogenous oligochitosan on wheat seedlings growth under salt stress. Protoplasma. 249: 393-399.
Malerba, M. and Cerana, R. (2016). Chitosan effects on plant systems. International Journal of Molecular Sciences. 17(7): 996.
Ministry of Jihad Agriculture. (2023). Agricultural statistics. Vol. 1: Crops. Statistics and information technology office, deputy of planning and economy. Ministry of Jihad Agriculture. [In Persian].
Munns, R. and Tester, M. (2008). Mechanisms of salinity tolerance. Annual Review of Plant Biology. 59(1): 651-681.
Nadernejad, N., Ahmadimoghadam, A., Hossyinifard, J. and Poorseyedi, S. (2013). Study of the rootstock and cultivar effect in PAL activity, production of phenolic and flavonoid compounds on flower, leaf and fruit in Pistachio (Pistacia vera L.). Journal of Plant Biological Sciences. 5(15): 95-110.
Oliveira, H.C., Gomes, B.C., Pelegrino, M.T. and Seabra, A.B. (2016). Nitric oxide-releasing chitosan nanoparticles alleviate the effects of salt stress in maize plants. Nitric Oxide. 61: 10-19.
Quitadamo, F., De Simone, V., Beleggia, R. and Trono, D. (2021). Chitosan-induced activation of the antioxidant defense system counteracts the adverse effects of salinity in durum wheat. Plants. 10(7): 1365.
Rahimian, M.H. and Gholami, H. (2022). An analysis of the salinity status of water resources in use in the agricultural sector. Journal of Water and Sustainable Development. 9(3): 107-116. [In Persian].
Razavizadeh, R., Adabavazeh, F. and Komatsu, S. (2020). Chitosan effects on the elevation of essential oils and antioxidant activity of Carum copticum L. seedlings and callus cultures under in vitro salt stress. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. 29: 473-483.
Román-Doval, R., Torres-Arellanes, S.P., Tenorio-Barajas, A.Y., Gómez-Sánchez, A. and Valencia-Lazcano, A.A. (2023). Chitosan: Properties and its application in agriculture in context of molecular weight. Polymers. 15(13): 2867.
Sabagh, A.E., Çiğ, F., Seydoşoğlu, S., Battaglia, M.L., Javed, T., Iqbal, M.A. and Awad, M. (2021). Salinity stress in maize: Effects of stress and recent developments of tolerance for improvement. Cereal Grains. 1: 213.
Sen, S.K., Chouhan, D., Das, D., Ghosh, R. and Mandal, P. (2020). Improvisation of salinity stress response in mung bean through solid matrix priming with normal and nano-sized chitosan. International Journal of Biological Macromolecules. 145: 108-123.
Singleton, V.L. and Rossi, J.A. (1965). Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture. 16(3): 144-158.
Soni, A.T., James, E., Rookes, E. and Arya.S. (2023). Chitosan Nanoparticles as Seed Priming Agents to Alleviate Salinity Stress in Rice (Oryza sativa L.) Seedlings. Polysaccharides (4): 129–141.

Thambiliyagodage, C., Jayanetti, M., Mendis, A., Ekanayake, G., Liyanaarachchi, H. and Vigneswaran, S. (2023). Recent advances in chitosan-based applications—a review. Materials. 16(5): 2073.
Yousefi, K., Jamei, R. and Darvishzadeh, R. (2022). Study of some physiological and biochemical parameters of Okra plant (Abelmoschus esculentus L.) under salt stress in the presence of chitosan nanoparticles. Iranian Journal of Plant Biology. 14(1): 2322-2204. [In Persian].
Zayed, M.M., Elkafafi, S.H., Zedan, A.M. and Dawoud, S.F. (2017). Effect of nano chitosan on growth, physiological and biochemical parameters of Phaseolus vulgaris under salt stress. Journal of Plant Production. 8(5): 577-585.
Zhang, G., Wang, Y., Wu, K., Zhang, Q., Feng, Y., Miao, Y. and Yan, Z. (2021). Exogenous application of chitosan alleviate salinity stress in lettuce (Lactuca sativa L.). Horticulturae. 7(10): 342.

Full-Text:

title-en

Interaction of salinity stress and chitosan nanoparticles on some biochemical and micronutrient properties of maize (Zea mays L.) leaves and roots

Seyedeh Nasrin Veqhar Mooavi1, Sara Saadatmand2*, Rashid Jamei3,

Reza Darvishzadeh4

1Department of Biology, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran,
Email: nasrin.mousavi@srbiau.ac.ir

2Department of Biology, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran,
Email: s_saadatmand@srbiau.ac.ir

3 Department of Biology, Faculty of Science, Urmia University, Urmia, Iran, Email: r.jamei@urmia.ac.ir

4Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran,
Email: r.darvishzadeh@urmia.ac.ir

Article type:		Abstract
Research article Article history Received:28.07.2024 Revised:07.11.2024 Accepted:16.11.2024 Published:22.06.2025 Keywords Environmental stress Maize Antioxidant activity Phenol and flavonoid Chitosan		Given that maize yield declines under salinity, this study investigated the impact of this stress on the single-cross 201 maize cultivar and evaluated the role of chitosan nanoparticles as a moderating agent. To achieve this, the seeds were grown in pots, and at the four-leaf stage, different treatments were applied, including salinity stress at three levels: 0, 0.05, and 0.1 M, and a spray of 50 nm chitosan nanoparticles at concentrations of 0, 0.05, and 0.1 g/liter. The results indicated that the treatments studied significantly affected maize traits. Characteristics such as phenol, flavonoid, anthocyanin, DPPH radical scavenging, nitrogen, and zinc content were found to be considerably higher in maize leaves compared to their roots. In most traits, no significant statistical difference was observed between the studied treatments in the roots; however, a significant difference was found in the leaf averages. The levels of phenol, flavonoids, DPPH radical scavenging, and anthocyanins in maize leaves increased with chitosan nanoparticle spraying, but significantly decreased at higher salinity levels compared to the control. With the increase in salinity of both root and leaf tissues, the amount of chlorine increased while the content of iron decreased. The application of chitosan nanoparticles significantly improved this process. Given the optimal performance of chitosan nanoparticles and their minimal environmental risks, it is recommended to focus more on this issue in future studies and to conduct evaluations during the final stages of maize growth.
Cite this article as: Veqhar Mooavi, S.N., Saadatmand, S., Jamei, R., Darvishzadeh, R. (2025). Interaction of salinity stress and chitosan nanoparticles on some biochemical and micronutrient properties of maize (Zea mays L.) leaves and roots Journal of Plant Environmental Physiology, 78: 53-68.
	©The author(s) Publisher: Islamic Azad University, Gorgan branch DOI: https://doi.org/10.71890/IPER.2025.1127477

title-Fa

برهمکنش تنش شوری و نانوذره کیتوزان بر روی برخی از خصوصیات بیوشیمیایی

و عناصر ریزمغذی برگ و ریشه ذرت (Zea mays L.)

سیده نسرین وقار موسوی1، سارا سعادتمند2*، رشید جامعی3، رضا درویش‌زاده4

1 دانشکده علوم و فناوری‌های هم‌گرا، واحد علوم تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران، رایانامه: nasrin.mousavi@srbiau.ac.ir

2 دانشکده علوم و فناوری‌های هم‌گرا، واحد علوم تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران، رایانامه: s_saadatmand@srbiau.ac.ir

3 گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران، رایانامه: r.jamei@urmia.ac.ir

4 گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران، رایانامه: r.darvishzadeh@urmia.ac.ir

نوع مقاله:

مقاله پژوهشی

تاریخ دریافت: 07/05/1403

تاریخ بازنگری:17/08/1403

تاریخ پذیرش:26/08/1403

تــاریخ چاپ:01/04/1404

واژه‌های کلیدی:

تنش محیطی

ذرت

فعالیت پاداکسندگی

فنل و فلاونوئید

کیتوزان

چکيده

نظر به اینکه عملکرد ذرت تحت تأثیر شوری کاهش می‌یابد، در تحقیق حاضر اثر این تنش بر روی رقم سینگل کراس 201 ذرت بررسی و نقش تعدیل‌کنندگی نانوذره کیتوزان ارزیابی شد. بدین منظور، بذور در گلدان‌هایی کشت شدند و در مرحله چهار برگی تیمارهای مختلف یعنی تنش شوری در سه سطح 0، 05/0 و 1/0 مولار و اسپری نانو ذره کیتوزان nm 50 با غلظت‌های 0، 05/0 و 1/0 گرم بر لیتر اعمال گردید. نتایج نشان داد که تیمارهای مورد مطالعه اثر معنیداری بر صفات ذرت داشتند. صفاتی مانند فنل، فلاونوئید، آنتوسیانین، جاروب‌کنندگی رادیکال DPPH و محتوای نیتروژن و روی در برگ ذرت به شکل معنی‌داری بیشتر از ریشه آن بود. در اکثر صفات اختلاف آماری معنی‌داری بین تیمارهای مورد مطالعه در بافت ریشه مشاهده نشد، در حالی که در بافت برگ تفاوت معنی‌دار بین میانگین‌ها وجود داشت. میزان فنل و فلاونوئید، درصد جاروب‌کنندگی رادیکال‌های آزاد DPPH و آنتوسیانین برگ ذرت با افزایش غلظت محلول‌پاشی نانوذره کیتوزان افزایش و با تشدید سطح شوری کاهش معنی‌داری نسبت به شاهد داشتند. همچنین با افزایش تنش شوری در هر دو بافت ریشه و برگ بهوضوح میزان کلر افزایش و محتوای آهن کاهش یافت که استفاده از محلول‌پاشی نانوذره کیتوزان به طور معنی‌داری این روند را بهبود داد. با توجه به عملکرد مطلوب نانوذره کیتوزان و خطرات پایین زیست‌محیطی آن توصیه میگردد در مطالعات آتی به این موضوع توجه بیشتری شود و ارزیابیها در مراحل انتهایی رشد ذرت نیز انجام گردد.

استناد: وقار موسوی، سیده نسرین؛ سعادتمند، سارا؛ جامعی، رشید؛ درویش‌زاده، رضا. (1404). برهم‌کنش تنش شوری و نانوذره کیتوزان بر روی برخی از خصوصیات بیوشیمیایی و عناصر ریزمغذی برگ و ریشه ذرت (Zea mays L.). فیزیولوژی محیطی گیاهی، 78: ۶۸-۵۳.

$Description: C:\Users\Asus\Desktop\CC-BY.png$

ناشر: دانشگاه آزاد اسلامی گرگان

DOI: https://doi.org/10.71890/IPER.2025.1127477

مقدمه

ذرت (Zea mays L.) یکی از گیاهان مهم اقتصادی از خانواده غلات است و بهعنوان غذای انسان، خوراک دام و یک محصول صنعتی استفاده می‌شود (Arzhang et al., 2024). مطابق با آمارنامه رسمی ایران در سال زراعی 1401-1400، ذرت دانه‌ای و علوفه‌ای بهترتیب در 159 و 385 هزار هکتار از اراضی کشور کشت گردد و میزان تولید آن به‌ترتیب برابر با 1135910 و 18430906 تن بود (Ministry of Jihad Agriculture, 2023). ذرت گرچه بهعنوان یک گیاه C4، توانایی تحمل به سطوح متوسط تنش شوری را دارد، اما این تنش طیف وسیعی از تغییرات را در گیاه ایجاد کرده و در نهایت موجب کاهش عملکرد ذرت می‌شود (Sabagh et al., 2021). در یک مقیاس ملی، حدود 31 درصد از آبهایی زیرزمینی و 20 درصد از آب‌های سطحی مصرفی در بخش کشاورزی ایران دارای شوری‌های بالاتر از میانگین هستند که تهدیدی برای عملکرد گیاهان زراعی در داخل کشور می‌باشد (Rahimian and Gholami, 2022). در سطح جهانی نیز گرچه اکنون 20 درصد از تمام زمین‌های کشاورزی متأثر از شوری هستند اما پیش‌بینی‌ها نشان می‌دهد تا سال 2050، حدود 50 درصد از زمین‌های کشاورزی دنیا تحت تأثیر تنش شوری قرار گیرد (Sen et al., 2020).

کیتوزان یک ماکرومولکول بیولوژیکی طبیعی و دومین پلی ساکارید فراوان بعد از سلولز است که از استیل‌زدایی کیتین به دست می‌آید. با پیشرفت در فناوری نانو و طی سالیان اخیر نانوذرات مبتنی بر کیتوزان مورد توجه محققان بخش کشاورزی قرار گرفته است (Hidangmayum & Dwivedi, 2022). در تحقیقات قبلی نشان داده شده است که کیتوزان به صورت کلی اثرات منفی تنش شوری را در گیاهان زراعی و دارویی کاهش می‌دهد (Ma et al., 2012; Al-Tawaha and Al-Ghzawi, 2013; Zhang et al., 2021)، اما نانوکیتوزان به دلیل نسبت سطح به حجم بالا و در نتیجه نفوذپذیری بیشتر و توانایی ایجاد فعل و انفعالات بیشتر، می‌تواند تأثیر قابل توجهی بر روی این محصولات داشته باشد (Bandara et al., 2020). سازوکار عمل نانوذره کیتوزان در کاهش اثرات مضر تنش شوری در گیاه ذرت بهطور کامل شناخته نشده است. نانوذره کیتوزان با آزاد کردن نیتریک اکسید باعث بهبود رشد ذرت در برابر تنش شوری می‌گردد (Oliveira et al., 2016). نتایج Al-Tawaha و همکاران (2018) نشان داد که شوری اثرات منفی بر رشد اندام هوایی و ریشه ذرت دارد، در حالیکه محلول‌پاشی کیتوزان رشد گیاه را بهبود می‌بخشد و اثرات نامطلوب حاصل از شوری را تعدیل می‌نماید. در یک مطالعه مشخص شد که نانوذره کیتوزان بر بسیاری از شاخص‌های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی گیاه بامیه اثر می‌گذارد و در غلظت 4/0 گرم بر لیتر عملکرد بهتری در بهبود سطوح مختلف تنش شوری دارد (Yousefi et al., 2022). در گیاه لوبیا گزارش شده است که نانوذره کیتوزان در غلظت‌های مختلف، جوانه‌زنی و رشد رویشی گیاهان رشد کرده تحت شرایط شوری را افزایش می‌دهد (Zayed et al., 2017). همچنین، محلول‌پاشی نانوذره مذکور در گیاه دارویی Catharanthus roseus L. منجر به افزایش رشد و فعالیت آنزیم‌های پاداکسنده تحت شرایط تنش شوری شد (Hassan et al., 2021). علاوه بر تنش شوری، تأثیر مثبت نانوذرات کیتوزان توانست اثرات نامطلوب تنش خشکی را در برخی از گیاهان زراعی دیگر نظیر گندم (Behboudi et al., 2019a) و جو (Behboudi et al., 2018) کاهش دهد.

همانطور که اشاره گردید نانوذره کیتوزان و اجزای آن اثرات مفیدی بر روی گونههای مختلف گیاهی دارد. با این حال، تاکنون نقش آنها بر روی ذرت تحت سطوح مختلف تنش شوری و در مراحل اولیه رشد گیاه بهخوبی شناخته نشده است. بر این اساس، هدف از آزمایش حاضر، تعیین اثرات سطوح مختلف تنش شوری در ذرت و بررسی نقش مثبت محلول‌پاشی نانوذره کیتوزان و غلظتهای متفاوت آن در تعدیل آثار تنش شوری بود.

مواد و روش‌ها

نحوه اجرای آزمایش: بذر ذرت مورد استفاده در مطالعه حاضر رقم سینگل کراس 201 بود که از بخش تحقیقات ذرت و گیاهان علوفه‌ای مؤسسه تحقیقات اصلاح و تهیه بذر و نهال کشور تهیه شدند. جهت کشت ابتدا بذور با آب ژاول سه درصد به مدت پنج دقیقه ضدعفونی و شستشو داده شدند. سپس ده عدد بذر با فاصله یکسان در عمق پنج سانتی‌متری خاک و در گلدان‌هایی که با نسبت 2 به 1 از ماسه و پرلیت پر شده بودند، کشت شدند. گلدان‌های مورد استفاده دارای ارتفاع 15 سانتی‌متر و قطر 12 سانتی‌متر بودند. از زمان کاشت، آبیاری به صورت یک روز در میان و با استفاده از محلول هوگلند قدرت تا رسیدن به ظرفیت زراعی انجام گرفت. از مرحله دو برگی الی چهار برگی آبیاری از محلول هوگلند قدرت و بعد از مرحله چهار برگی از محلول هوگلند تمام قدرت استفاده شد. همچنین از همین مرحله رشدی تیمارهای مورد مطالعه یعنی تنش شوری در سه سطح 0، 05/0 و 1/0 مولار و اسپری نانو ذره کیوزان nm 50 با غلظت‌های 0، 05/0 و 1/0 گرم بر لیتر اعمال گردید. سطوح تیمارها بر پایه مطالعات (Farooq et al., 2015; Badshah et al., 2023; Soni et al., 2023) با کمی تغییر انتخاب شدند. ابتدا نانوذره کیتوزان از مرحله چهار برگی روی برگ‌های گیاه اسپری شد. دو الی سه روز بعد از شروع اسپری نانوذره، غلظت‌های شوری در محلول هوگلند به خاک گلدان به صورت یک روز در میان افزوده شد یعنی یک روز پس از اعمال تنش شوری، روز بعد شستوشوی خاک با آب مقطر انجام گرفت. لازم به توضیح است که نانوذره مورد مطالعه قبلاً توسط دستگاه اولتراسونیک که در آب دیونیزه حل شده بود تهیه شد. آزمایش فوق در اتاق کشت و رطوبت کافی و دمای بین 28 تا 30 درجه سانتی‌گراد و دوره نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی انجام گرفت. پس از اعمال تیمارهای مختلف، ارزیابی صفات بیوشیمیایی و عناصر ریزمغذی در دو بافت ریشه و برگ یادداشتبرداری شدند.

استخراج عصاره گیاهی: برای استخراج عصاره گیاهی مقدار یک گرم از بافت تازه برگ یا ریشه با استفاده از نیتروژن مایع در هاون چینی به پودر نرم تبدیل شد. به پودر حاصل چهار میلی‌لیتر حلال استخراج، متشکل از 85 درصد متانول و 15 درصد استیک اسید اضافه گردید. پس از مخلوط کردن، نمونه‌ها برای انجام عمل استخراج به مدت 24 ساعت در یخچال با دمای چهار درجه سانتی‌گراد نگه‌داری شدند. سپس بخش روشناور نمونه‌ها داخل تیوپ‌های دو میلی‌لیتری ریخته شده و در g10000 به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شدند. بعد از سانتریفیوژ، بخش روشناور نمونه‌ها جداسازی و در داخل تیوپ‌های 5/1 میلی‌لیتری ریخته شدند. نمونه‌ها در این مرحله جهت انجام اندازه‌گیری‌های مورد نظر در یخچال با دمای 20- درجه سانتی‌گراد نگه‌داری شدند.

اندازه‌گیری فلاونوئید کل: مقدار فلاونوئید کل با روش آلومینیوم کلراید اندازه‌گیري شد. بدین منظور، به 150 میکرولیتر عصاره استخراج شده بهترتیب 1700 میکرولیتر اتانول 30 درصد، 150 میکرولیتر نیتریت سدیم 5/0 میلی‌مولار و 150 میکرولیتر کلرید آلومینیوم 3/0 میلی‌مولار اضافه و بلافاصله بهم زده شد. پس از گذشت پنج دقیقه، 100 میکرولیتر محلول هیدروکسید سدیم یک میلی‌مولار اضافه گردید. پس از 10 الی 15 دقیقه، میزان جذب با دستگاه اسپکتروفتومتر (Agilent 8453,USA) UV/Vis در طول موج 510 نانومتر ثبت شد. سپس مقدار فلاونوئید کل برحسب میلی‌گرم کوئرستین بر گرم بیان شد (Li et al., 2009).

اندازهگیری فنل کل: میزان فنل کل در عصاره با روش فولین-سینگلتون با کمی تغییر (Singleton and Rossi, 1965) و با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومر اندازه‌گیری شد. ابتدا 1/0 گرم اسید گالیک با متانول به حجم 100 میلی‌لیتر رسانده شد. سپس محلول 10 درصد فولین و کربنات سدیم 5/7 درصد تهیه گردید. محلول بهدست آمده به مدت یک ساعت در تاریکی در دمای اتاق نگه داری شد و بعد از آن میزان جذب با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر قرائت گردید. محتوای فنل کل با استفاده از منحنی استاندارد اسید گالیک محاسبه گردید.

اندازه‌گیری فعالیت پاداکسندگی: فعالیت جاروب‌کنندگی رادیکال پایدار 2 و 2- دی فنیل 1- پیکرویل هیدرازیل (DPPHSC) بر پایه روش معرفی شده توسط Brand-Williams و همکاران (1995) با اندکی تغییر اندازهگیری شد. به طور خلاصه، 50 میکرولیتر از عصاره با 2 میلی‌لیتر محلول متانولی DPPH (004/0 درصد) مخلوط گردید. جذب مخلوط بعد از 30 دقیقه انکوباسیون در دمای اتاق و طول موج 517 نانومتر خوانده شد. درصد جاروب‌کنندگی نمونه‌ها مطابق با رابطه زیر برآورد شد که در آن ASample جذب مخلوط واکنش حاوی عصاره و ABlank جذب مخلوط واکنش بدون عصاره است.

اندازه‌گیری آنتوسیانین: حدود 1/0 گرم بافت گياه تازه را در هاون چيني با 10 ml متانول اسيدي كاملاً سائيده و عصاره در لوله آزمايش سر پيچ‌دار ريخته شد و بهمدت 24 ساعت در تاريكي و دماي 25 درجه سانتیگراد قرار گرفت. سپس بهمدت 10 دقيقه با سرعت 4000 دور در دقيقه سانتريفيوژ و جذب محلول روئي در طول موج 550 nm اندازه‌گيري شد. غلظت با استفاده از رابطه A=εbc و با در نظر گرفتن ضريب خاموشي (ε) 33000 سانتيمتر بر مول و نتايج بر حسب ميكرومول بر گرم وزن تر ارائه شد. در رابطه فوق، A میزان جذب، b عرض كوت و c غلظت محلول مورد نظر مي‌باشد (Nadernejad et al., 2013).

اندازهگیری آسکوربیک اسید: جهت اندازه‌گیری آسکوربیک اسید از روش یدومتریک استفاده شد. بدین منظور، 20 میلی‌لیتر آب مقطر، 10 میلی‌لیتر عصاره گیاه و 5/2 میلی‌لیتر نشاسته را در داخل بشر ریخته و با محلول ید در یدورپتاسیم تا ظهور رنگ خاکستری تیتر گردید. مقدار ید مصرفی را در فرمول زیر قرار داده و مقدار اسید آسکوربیک به صورت درصد محاسبه شد (Arya et al., 2000).

مقدار مصرفی ید در یدور پتاسیم × 8/8 = درصد اسید آسکوربیک

اندازه‌گیری نیتروژن: جهت اندازه‌گیری نیتروژن در اندام‌ها ابتدا اندام‌های گیاهی به روش هضم تر، هضم شدند. عصاره‌های هضم شده و عصاره بلانک 10 برابر با آب مقطر رقیق شده و میزان 2/0 میلی‌لیتر از عصاره‌های رقیق شده و استانداردها به لوله‌های آزمایش منتقل شدند. سپس سه میلی‌لیتر محلول مخلوط شماره یک به آن اضافه گردد و کاملا به هم زده شدند. پس از اطمینان از اختلاط کامل پنج میلی‌لیتر محلول مخلوط شماره دو به آن افزوده و کاملا به هم زده شد تا همگن شوند. بعد از گذشت دو ساعت مقدار جذب کمپلکس تشکیل شده با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 660 نانومتر اندازه‌گیری شد. در نهایت، غلظت نیتروژن بر حسب میلی‌گرم در کیلوگرم و ماده خشک گیاهی و همچنین درصد آن با روابط زیر محاسبه گردید (Kalra et al., 1998).

در روابط فوق، a: غلظت نیتروژن در عصاره (میلی‌گرم در لیتر)، b: غلظت نیتروژن در بلانک (میلی‌گرم در لیتر)، v: حجم نهایی عصاره هضم شده، df: درجه رقیق‌سازی و w: وزن نمونه گیاه می‌باشند.

اندازهگیری کلر: میزان کلر با استفاده از دستگاه Chloride Analyzer (مدل Sherwood) اندازه‌گیری شد. این دستگاه بر اساس تیتراسیون اتوماتیک یون‌های کلر موجود در نمونه می‌باشد که توسط یون‌های نقره‌ای حاصل از الکترودهای متصل به دستگاه به صورت کلرید نقره رسوب پیدا می‌کنند. مقدار 5/0 میلی‌لیتر از عصاره‌ی تهیه شده برای اندازهگیری عناصر به محلول بافر اسیدی تزریق شده و الکترودهای دستگاه آنالیزور کلر در داخل آن قرار داده شد (Munns and Tester, 2008).

اندازهگیری آهن و روی: میزان 2/0 گرم از ماده خشک گیاهی توزین و به هر کدام چهار میلی‌لیتر اسید نیتریک 65 درصد اضافه شد و به مدت 24 ساعت در دمای اتاق قرار داده شدند. در مرحله بعد، به مدت 5 الی 6 ساعت در آون 90 درجه سانتیگراد قرار گرفته تا NO2 تبخیر گردد. بعد از خنک شدن، نمونهها با کاغذ صافی، صاف شده و با آب مقطر به حجم 10 میلی‌لیتر رسانده شدند و سپس جذب عنصر روی در طول موج 9/213 نانومتر و جذب عنصر آهن در طول موج 3/248 نانومتر خوانده شد. جهت محاسبه میزان این دو عنصر باید منحنی استاندارد رسم گردد. برای تهیه استاندارد عنصر روی از غلظت‌های 5/0، 5/1، 2 و 5/2 نیترات روی استفاده گردید. در حالیکه جهت تهیه استاندارد عنصر آهن از غلظت‌های 20، 40، 60 و 80 کلرید آهن استفاده شد. در نهایت، جذب آن‌ها به همراه نمونه‌ها توسط دستگاه جذب اتمی خوانده شد (Kalra et al., 1998).

تحلیل آماری: پس از اندازه‌گیری و تجمیع داده‌ها و همچنین آگاهی از نرمال بودن توزیع اشتباهات آزمایشی، تجزیه واریانس (ANOVA) بهصورت فاکتوریل سه عاملی و در قالب طرح کاملاً تصادفی (CRD) در نرم‌افزار آماری SAS 9.4 انجام گرفت. از آزمون چند دامنه‌ای دانکن (DMRT) برای مقایسه میانگین تیمارها استفاده گردید. در نهایت، نمودار مقایسه میانگین هر صفت با استفاده از برنامه Excel ترسیم شد.

نتایج

نتایج جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده عوامل مورد مطالعه یعنی شوری، نانوذره و بافت گیاه در سطح احتمال یک درصد بر میزان تمام صفات اندازه‌گیری شده ذرت معنی‌دار بود (جدول 1). علاوه بر این، برهم‌کنش شوری × نانوذره × بافت بهغیر از فعالیت جاروب‌کنندگی رادیکال DPPH و آسکوربیک اسید برای سایر صفات به شدت معنی‌دار گشت. همچنین، اکثر اثرات متقابل دوجانبه نیز بر بروز صفات ذرت تأثیر معنی‌داری داشتند که جزییات هر کدام در جدول 1 ارائه شده است.

همانطور که انتظار می‌رفت، میزان فنل کل و فلاونوئید کل در برگ ذرت بسیار بیشتر از ریشه آن بود. در بافت ریشه اختلاف آماری معنی‌داری بین تیمارهای مورد مطالعه وجود نداشت، در حالی که در بافت برگ تفاوت معنی‌داری بین میانگین‌ها مشاهده شد. بالاترین میزان فنل و فلاونوئید کل به شرایط عدم شوری و نانوذره کیتوزان با غلظت 1/0 گرم بر لیتر اختصاص داشت. در سایر سطوح تنش شوری نیز محلول‌پاشی نانوذره کیتوزان در هر دو غلظت در مقایسه با عدم محلول‌پاشی سبب افزایش محتوای فنل کل (شکل 1) و فلاونوئید کل (شکل 2) ذرت گردید.

شکل 1: مقایسه میانگین سطوح مختلف تنش شوری و نانوذره کیتوزان از نظر میزان فنل در بافت برگ و ریشه ذرت.