Evaluation of cadmium accumulation and absorption of micronutrient elements in lettuce (Lactuca sativa L.) under cadmium chloride stress

Subject Areas : Nut

R. Heydari ¹ , E. Mohajel Kazemi ² , H. Nosrati ³ , M. Kolahi ⁴ , A. Movafeghi ⁵

1 - PhD Student of the Department of Plant, Cell and Molecular Biology, Faculty of Natural Science, University of Tabriz, Tabriz, Iran.
2 - Associate Professor of the Department of Plant, Cell and Molecular Biology, Faculty of Natural Science, University of Tabriz, Tabriz, Iran.
3 - Professor of the Department of Plant, Cell and Molecular Biology, Faculty of Natural Science, University of Tabriz, Tabriz, Iran.
4 - Associate Professor of Department of Biology, Faculty of Science, Shahid Chamran Universityof Ahvaz, Ahvaz, Iran.
5 - Professor of the Department of Plant, Cell and Molecular Biology, Faculty of Natural Science, University of Tabriz, Tabriz, Iran.

Received: 2023-10-08 Accepted : 2023-11-21 Published : 2023-12-22

Keywords: Lettuce (Lactuca sativa L.), Phytochemical, Cadmium accumulation, toxicity,

Abstract :

Introduction: The high mobility and solubility of cadmium pose a serious threat to the health of humans and other organisms. There are no signs of toxicity when cadmium metal accumulates in the tissues of plants and enters the human food chain. Cadmium transfer rates from vegetables to the human diet depend on their accumulation. Thus, inorder to investigate heavy metal absorption by lettuce, this research evaluated the levels of cadmium accumulating in various lettuce organs. Materials and Methods: The seeds of lettuce (Lactuca sativa Linn) were cultivated in autoclaved pots containing perlite and cocopeat (with a ratio of 2 to 1). The pots were kept under greenhouse conditions of 25±1 (day temperature) and 20±1 (night temperature) and light/dark conditions were placed. About three weeks after the plants reached the three-leaf stage, the seedlings were treated with cadmium chloride in 3 replicates. Four concentrations (0, 30, 60 and 90 μg/g perlite) were used every 3 days. After 5 stages of treatment and 28 days after cultivation, the third leaf of the plants was used for the studies. Results: Cadmium increased lettuce's phenol, flavonoid and antioxidant content significantly as compared to the control sample. Furthermore, by increasing the concentrations of cadmium, lettuce showed an increase in total protein, soluble sugar, free amino acids, proline, malondialdehyde, and hydrogen peroxide as compared to the control sample. Due to the increasing amount of cadmium applied to lettuce plants, an increase in the amount of cadmium in the roots was greater than in the aerial parts. Conclusion: In general, the results of this research indicated that lettuce is a cadmium accumulating plant with the ability to accumulate heavy metals in its roots and aerial parts. Contaminated with heavy metals, it seems necessary to protect the health of consumers.

References:

Abdalla, M. A., Li, F., Wenzel-Storjohann, A., Sulieman, S., Tasdemir, D. & Mühling, K. H. (2021). Comparative metabolite profile, biological activity and overall quality of three lettuce (Lactuca sativa L., Asteraceae) cultivars in response to sulfur nutrition. Pharmaceutics, 13(5), 713. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13050713.



Akhter, F. (2012). Cadmium accumulation and distribution in lettuce and barley. The University of Western Ontario (Canada).

Ali, B., Deng, X., Hu, X., Gill, R. A., Ali, S., Wang, S. & Zhou, W. (2015). Deteriorative Effects of Cadmium Stress on Antioxidant System and Cellular Structure in Germinating Seeds of Brassica napus L. Journal of Agricultural Science and Technology, 17(1), 63-74.‏ 20.1001.1.16807073.2015.17.1.2.3.

Barcelo, J., Vazquez, M. D. & Poschenrieder, C. H. (1988). Structural and ultrastructural disorders in cadmium‐treated bush bean plants (Phaseolus vulgaris L.). New phytologist, 108(1), 37-49. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1988.tb00202.x.

Bates, L. S., Waldren, R. A. & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil, 39, 205-207.‏ https://doi.org/10.1007/BF00018060.

Baversad, M. S., Ghorbani, H., Afyuni, M. & KheirAbadi, H. (2014). The potential risk assessment of heavy metals on human health in some agricultural products in Isfahan province. JWSS-Isfahan University of Technology, 18(67), 71-81 [In Persian].

Berg, T. (2003). How to establish international limits for mycotoxins in food and feed. Food Control, 14(4), 219-224.‏ https://doi.org/10.1016/S0956-7135(02)00021-X.

Bichi, A. M. & Ibrahim, S. R. (2018). Plant diversity and profile distribution of some available Micronutrients in selected soils of Kano State, Nigeria. Bayero Journal of Pure and Applied Sciences, 11(2), 20-31.‏ 10.4314/bajopas.v11i2.4.

Biyani, K., Tripathi, D. K., Lee, J. H. & Muneer, S. (2019). Dynamic role of iron supply in amelioration of cadmium stress by modulating antioxidative pathways and peroxidase enzymes in mungbean. AoB Plants, 11(2), plz005.‏ https://doi.org/10.1093/aobpla/plz005.

Boominathan, R. & Doran, P. M. (2002). Ni‐induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumulator, Alyssum bertolonii. New phytologist, 156(2), 205-215.‏ https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2002.00506.x.

Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry, 72(1-2), 248-254.‏https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3.

Chang, C. C., Yang, M. H., Wen, H. M. & Chern, J. C. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of food and drug analysis, 10(3).‏ https://doi.org/10.38212/2224-6614.2748.

Coakley, S., Cahill, G., Enright, A. M., O’Rourke, B. & Petti, C. (2019). Cadmium hyperaccumulation and translocation in Impatiens glandulifera: from foe to friend. Sustainability, 11(18), 5018.‏ https://doi.org/10.3390/su11185018.

Dala-Paula, B. M., Custódio, F. B., Knupp, E. A., Palmieri, H. E., Silva, J. B. B. & Glória, M. B. A. (2018). Cadmium, copper and lead levels in different cultivars of lettuce and soil from urban agriculture. Environmental pollution, 242, 383-389.‏ https://doi.org/10.1016/j.envpol.2018.04.101.

de Silva, N. D. G., Cholewa, E. & Ryser, P. (2012). Effects of combined drought and heavy metal stresses on xylem structure and hydraulic conductivity in red maple (Acer rubrum L.). Journal of experimental botany, 63(16), 5957-5966.‏ https://doi.org/10.1093/jxb/ers241.

Dhir, B., Sharmila, P. & Saradhi, P. P. (2004). Hydrophytes lack potential to exhibit cadmium stress induced enhancement in lipid peroxidation and accumulation of proline. Aquatic toxicology, 66(2), 141-147.‏ https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2003.08.005.

Eid, E. M. & Shaltout, K. H. (2016). Bioaccumulation and translocation of heavy metals by nine native plant species grown at a sewage sludge dump site. International Journal of Phytoremediation, 18(11), 1075-1085.‏ https://doi.org/10.1080/15226514.2016.1183578.

El-Beltagi, H. S., Mohamed, H. I. & Sofy, M. R. (2020). Role of ascorbic acid, glutathione and proline applied as singly or in sequence combination in improving chickpea plant through physiological change and antioxidant defense under different levels of irrigation intervals. Molecules, 25(7), 1702.‏ 10.3390/molecules25071702.

Emanuil, N., Akram, M. S., Ali, S., El-Esawi, M. A., Iqbal, M., & Alyemeni, M. N. (2020). Peptone-induced physio-biochemical modulations reduce cadmium toxicity and accumulation in spinach (Spinacia oleracea L.). Plants, 9(12), 1806. https://doi.org/ 10.3390/plants9121806.

Fontes, R. L., Pereira, J., & Neves, J. C. (2014). Uptake and translocation of Cd and Zn in two lettuce cultivars. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 86, 907-922.‏ https://doi.org/10.1590/0001-37652014117912.

Fuentes, D., Disante, K. B., Valdecantos, A., Cortina, J., & Vallejo, V. R. (2007). Response of Pinus halepensis Mill. seedlings to biosolids enriched with Cu, Ni and Zn in three Mediterranean forest soils. Environmental Pollution, 145(1), 316-323.‏ https://doi.org/10.1016/j.envpol.2006.03.005.

Genchi, G., Sinicropi, M. S., Lauria, G., Carocci, A. & Catalano, A. (2020). The effects of cadmium toxicity. International journal of environmental research and public health, 17(11), 3782.‏ https://doi.org/10.3390/ijerph17113782.

Głowacka, K., Olszewski, J., Sowiński, P., Kalisz, B. & Najdzion, J. (2022). Developmental and physiological responses of Pisum sativum L. after short-and long-time cadmium exposure. Agriculture, 12(5), 637.‏ https://doi.org/10.3390/agriculture12050637.

Haghighi, M., Kafi, M., Taghavi, T. S., Kashi, A. K. & Savabeghi, G. (2010). Effect of Humic Acid on N, P and Stress Indicators of Lettuce Polluted by Cadmium. Water and Soil Science, 20(1), 87-98‏ [In Persian].

Harinasut, P., Poonsopa, D., Roengmongkol, K. & Charoensataporn, R. (2003). Salinity effects on antioxidant enzymes in mulberry cultivar. Science Asia, 29(2), 109-113.‏

He, Y., Dai, S., Dufresne, C. P., Zhu, N., Pang, Q. & Chen, S. (2013). Integrated proteomics and metabolomics of Arabidopsis acclimation to gene-dosage dependent perturbation of isopropylmalate dehydrogenases. PLoS One, 8(3), e57118. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0057118.

Hwang, M. N. & Ederer, G. M. (1975). Rapid hippurate hydrolysis method for presumptive identification of group B streptococci. Journal of Clinical Microbiology, 1(1), 114-115.‏ https://doi.org/10.1128/jcm.1.1.114-115.1975.

Kochert, G. (1978). Carbohydrate determination by the phenol-sulfuric acid method. Handbook of phycological methods, Physiological and biochemical methods., 95.‏

Krzesłowska, M. (2011). The cell wall in plant cell response to trace metals: polysaccharide remodeling and its role in defense strategy. Acta physiologiae plantarum, 33, 35-51.‏ https://doi.org/10.1007/s11738-010-0581-z.

Kubier, A., Wilkin, R. T. & Pichler, T. (2019). Cadmium in soils and groundwater: a review. Applied Geochemistry, 108, 104388.‏ https://doi.org/10.1016/j.apgeochem.2019.104388.

Kumar, S., Shah, S. H., Vimala, Y., Jatav, H. S., Ahmad, P., Chen, Y. & Siddique, K. H. (2022). Abscisic acid: Metabolism, transport, crosstalk with other plant growth regulators, and its role in heavy metal stress mitigation. Frontiers in Plant Science, 13, 972856.‏ https://doi.org/10.3389/fpls.2022.972856.

Luo, J. S. & Zhang, Z. (2021). Mechanisms of cadmium phytoremediation and detoxification in plants. The Crop Journal, 9(3), 521-529.‏ https://doi.org/10.1016/j.cj.2021.02.001.

Manquián-Cerda, K., Cruces, E., Escudey, M., Zúñiga, G. & Calderón, R. (2018). Interactive effects of aluminum and cadmium on phenolic compounds, antioxidant enzyme activity and oxidative stress in blueberry (Vaccinium corymbosum L.) plantlets cultivated in vitro. Ecotoxicology and environmental safety, 150, 320-326.‏ https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2017.12.050.

Márquez-García, B., Fernández-Recamales, M. & Córdoba, F. (2012). Effects of cadmium on phenolic composition and antioxidant activities of Erica andevalensis. Journal of Botany, 2012.‏ 10.1155/2012/936950.

Meda, A., Lamien, C. E., Romito, M., Millogo, J. & Nacoulma, O. G. (2005). Determination of the total phenolic, flavonoid and proline contents in Burkina Fasan honey, as well as their radical scavenging activity. Food chemistry, 91(3), 571-577.‏ https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2004.10.006.

Miliauskas, G., Venskutonis, P. R. & Van Beek, T. A. (2004). Screening of radical scavenging activity of some medicinal and aromatic plant extracts. Food chemistry, 85(2), 231-237.‏ https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2003.05.007.

Mohamed, R. E. (2021). Investigating the Role of Porcupine and WNTless: Components of WNT Signalling Pathway in Response to Endoplasmic Reticulum, Oxidative, Hypoxia and Environmental Toxins Stesses (Doctoral dissertation, Carleton University).‏ https://doi.org/https://doi.org/10.22215/etd/2021-14744.

Muneer, S., Kim, T. H. & Qureshi, M. I. (2012). Fe modulates Cd-induced oxidative stress and the expression of stress responsive proteins in the nodules of Vigna radiata. Plant Growth Regulation, 68, 421-433.‏ https://doi.org/10.1007/s10725-012-9731-1.

Payehghadr, M., Esmaeilpour, S., Kazem Rofouei, M. & Adlnasab, L. (2013). Determination of trace amount of cadmium by atomic absorption spectrometry in table salt after solid phase preconcentration using octadecyl silica membrane disk modified by a new derivative of pyridine. Journal of Chemistry, 2013.‏ https://doi.org/10.1155/2013/417085.

Ramos, I., Esteban, E., Lucena, J. J. & Gárate, A. (2002). Cadmium uptake and subcellular distribution in plants of Lactuca sp. Cd–Mn interaction. Plant science, 162(5), 761-767.‏ https://doi.org/10.1016/S0168-9452(02)00017-1.

Roa, J. (2023). Informal Food Markets in Quezon City and Pasay City, Philippines: A Rapid Assessment. Resilient Cities Initiative Research Report.‏ https://doi.org/10.4160/9789290606642.

Sandalio, L. M., Dalurzo, H. C., Gomez, M., Romero‐Puertas, M. C. & Del Rio, L. A. (2001). Cadmium‐induced changes in the growth and oxidative metabolism of pea plants. Journal of experimental botany, 52(364), 2115-2126.‏ https://doi.org/10.1093/jexbot/52.364.2115.

Sakihama, Y., Cohen, M. F., Grace, S. C. & Yamasaki, H. (2002). Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics-induced oxidative damage mediated by metals in plants. Toxicology, 177(1), 67-80.‏ https://doi.org/10.1016/S0300-483X(02)00196-8.

Sanjari, M., Siroosmehr, A. & Fakheri, B. (2015). The effects of drought stress and humic acid on some physiological characteristics of roselle (Hibiscus sabdariffa). Journal of Crops Improvement, 17(2)‏ [In Persian].

Schat, H., Sharma, S. S. & Vooijs, R. (1997). Heavy metal‐induced accumulation of free proline in a metal‐tolerant and a nontolerant ecotype of Silene vulgaris. Physiologia plantarum, 101(3), 477-482.‏ https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1997.tb01026.x.

Shah, K. & Dubey, R. S. (1997). Effect of cadmium on proline accumulation and ribonuclease activity in rice seedlings: role of proline as a possible enzyme protectant. Biologia Plantarum, 40, 121-130.‏ https://doi.org/10.1023/A:1000956803911.

Shahid, M., Dumat, C., Khalid, S., Niazi, N. K. & Antunes, P. M. (2017). Cadmium bioavailability, uptake, toxicity and detoxification in soil-plant system. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology Volume 241, 73-137.‏ https://doi.org/10.1007/398_2016_8.

Sharma, S. S., Schat, H. & Vooijs, R. (1998). In vitro alleviation of heavy metal-induced enzyme inhibition by proline. Phytochemistry, 49(6), 1531-1535.‏ https://doi.org/10.1016/S0031-9422(98)00282-9.

Sinisha, A. K. & Puthur, J. T. (2018). Comparative study on the zinc and cadmium tolerance potential of twelve prominent rice cultivars. Journal of Crop Science and Biotechnology, 21, 201-210.‏ https://doi.org/10.1007/s12892-018-0042-0.

Sufian, J., Golchin, A., Moradi, S., Jahanban, L. & Gheiratie Arani, L. (2019). growth and nutrients concentration of duckweed (Lemna minor L.) as affected by cadmium and salinity application of aqueous solutions. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 32(3), 610-622 [In Persian].

Suhani, I., Sahab, S., Srivastava, V. & Singh, R. P. (2021). Impact of cadmium pollution on food safety and human health. Current Opinion in Toxicology, 27, 1-7.‏ https://doi.org/10.1016/j.cotox.2021.04.004.

Sun, S., Li, M., Zuo, J., Jiang, W. & Liu, D. (2015). Cadmium effects on mineral accumulation, antioxidant defence system and gas exchange in cucumber. Zemdirbyste-Agriculture, 102(2), 193-200.‏ 10.13080/z-a.2015.102.025.

Tester, M. & Davenport, R. (2003). Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Annals of botany, 91(5), 503-527.‏ https://doi.org/10.1093/aob/mcg058.

Tkalec, M., Štefanić, P. P., Cvjetko, P., Šikić, S., Pavlica, M. & Balen, B. (2014). The effects of cadmium-zinc interactions on biochemical responses in tobacco seedlings and adult plants. Plos one, 9(1), e87582.‏ https://doi.org/10.1371/journal.pone.0087582.

Tawfik, M. M., Mohamed, M. H., Sadak, M. S. & Thalooth, A. T. (2021). Iron oxide nanoparticles effect on growth, physiological traits and nutritional contents of Moringa oleifera grown in saline environment. Bulletin of the National Research Centre, 45(1), 1-9.‏ https://doi.org/10.1186/s42269-021-00624-9.

Verma, S. & Dubey, R. S. (2001). Effect of cadmium on soluble sugars and enzymes of their metabolism in rice. Biologia plantarum, 44, 117-123.‏ https://doi.org/10.1023/A:1017938809311.

Vollmannova, A., Musilova, J., Toth, T., Arvay, J., Bystricka, J., Medvecky, M. & Daniel, J. (2014). Phenolic compounds, antioxidant activity and Cu, Zn, Cd and Pb content in wild and cultivated cranberries and blueberries. International journal of environmental analytical chemistry, 94(14-15), 1445-1451. https://doi.org/10.1080/03067319.2014.974588.

Wang, W., Vinocur, B. & Altman, A. (2003). Plant responses to drought, salinity and extreme temperatures: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta, 218, 1-14.‏ https://doi.org/10.1007/s00425-003-1105-5.

Weisany, W., Sohrabi, Y., Heidari, G., Siosemardeh, A. & Ghassemi-Golezani, K. (2012). Changes in antioxidant enzymes activity and plant performance by salinity stress and zinc application in soybean ('Glycine max'L.). Plant Omics, 5(2), 60-67.‏

Yazdi, M., Kolahi, M., Kazemi, E. M. & Barnaby, A. G. (2019). Study of the contamination rate and change in growth features of lettuce (Lactuca sativa Linn.) in response to cadmium and a survey of its phytochelatin synthase gene. Ecotoxicology and Environmental Safety, 180, 295-308.‏ https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2019.04.071.

Yousuf, B., Gul, K., Wani, A. A. & Singh, P. (2016). Health benefits of anthocyanins and their encapsulation for potential use in food systems: A review. Critical reviews in food science and nutrition, 56(13), 2223-2230.‏ https://doi.org/10.1080/10408398.2013.805316.

Zhang, F., Shi, W., Jin, Z. & Shen, Z. (2002). Response of antioxidative enzymes in cucumber chloroplasts to cadmium toxicity. Journal of Plant Nutrition, 26(9), 1779-1788.‏ https://doi.org/10.1081/PLN-120023282.

Zulfiqar, U., Ayub, A., Hussain, S., Waraich, E. A., El-Esawi, M. A., Ishfaq, M. & Maqsood, M. F. (2022). Cadmium toxicity in plants: Recent progress on morpho-physiological effects and remediation strategies. Journal of soil science and plant nutrition, 1-58.‏ https://doi.org/10.1007/s42729-021-00645-3.

Full-Text:



علوم غذايي و تغذيه/ زمستان 1402 / سال بیست و یکم / شماره 1                                                                                                                           Food Technology & Nutrition / Winter 2024 / Vol. 21 / No. 1

رقیه حیدری و همكاران

 

ارزیابی میزان انباشتگی کادمیوم و جذب عناصر ریزمغذی در گیاه کاهو (Lactuca sativa Linn) تحت تنش کلریدکادمیوم

 

رقیه حیدریa، الهام محجل کاظمیb، هوشنگ نصرتیc، مریم کلاهیd*، علی موافقیc

 

a دانشجوی دکتری گروه علوم گیاهی، سلولی مولکولی، دانشکده علوم طبیعی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران

b دانشیار گروه علوم گیاهی، سلولی مولکولی، دانشکده علوم طبیعی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران

c استاد گروه علوم گیاهی، سلولی مولکولی، دانشکده علوم طبیعی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران

d دانشیار گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید چمران اهواز، اهواز، ایران

 

 

 

 

تاریخ دریافت مقاله: 16/07/1402                        تاریخ پذیرش مقاله: 30/08/1402

DOI: 10.30495/jftn.2023.75567.11282

 

چکيده

مقدمه: کادمیوم به عنوان یک عنصر سنگین و بسیار سمی، به دلیل تحرک و حلالیت زیاد تهدید جدی برای سلامتی انسان و سایر موجودات به شمار می‏آید. فلز کادمیوم از طریق عدم ایجاد نشانه‏ سمیت، در بافت‏های گیاهان انباشته شده و به زنجیره غذایی انسان راه می‏یابد. میزان انتقال کادمیوم از سبزیجات به رژیم غذایی انسان به انباشتگی آن در بخش‏های مختلف گیاه بستگی دارد. بر همین اساس به منظور بررسی میزان جذب فلزات سنگین توسط گیاه کاهو، این پژوهش با هدف ارزیابی میزان انباشتگی و آلودگی کادمیوم در اندام‏های مختلف گیاه کاهو انجام شد. 

مواد و روش‏ها: بذر گیاهچه کاهو ((Lactuca sativa Linn پس از استریل شدن در گلدان حاوی پرلیت و کوکوپیت (با نسبت 2 به 1) اتوکلاو شده کشت داده شد. گلدان‌ها تحت شرایط گلخانه ای 1±25 (دمای روز) و 1±20 (دمای شب) و شرایط نوری روشنایی/تاریکی قرار داده شدند. حدود سه هفته پس از رسیدن گیاهان به مرحله سه برگی، گیاهچه ها با استفاده از کلریدکادمیوم در 3 تکرار و 4 غلظت (0، 30، 60 و 90 میکروگرم بر گرم پرلیت) هر 3 روز یکبار تیماردهی شدند. پس از انجام 5 مرحله تیماردهی و 28 روز پس از کشت، از برگ سوم گیاهان جهت مطالعات مورد نظراستفاده شد. 

یافته‏ها: در حضور کادمیوم محتوی فنل کل، فلاونوئید و ظرفیت آنتی‏اکسیدانی کاهو نسبت به نمونه شاهد افزایش معنی‏داری داشت. همچنین، با توجه به نتایج با افزایش غلظت کادمیوم در میزان پروتئین کل، قند محلول، آمینواسیدهای آزاد، پرولین، مالون دی‏آلدهید و پراکسید هیدروژن گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ شاهد افزایش مشاهده شد )05/0>(P. با افزایش اعمال کادمیوم به گیاه کاهو تجمع کادمیوم در ریشه و اندام هوایی سیر صعوی نشان داد به‏طوری‏که، افزایش در ریشه به مراتب بیشتر از اندام هوایی کاهو بود.

نتیجه‏گیری: به‏طور کلی، نتایج این پژوهش حاکی از آن بود که گیاه کاهو به عنوان یک گیاه انباشته کننده کادمیوم با قابلیت تجمع بالای فلزات سنگین در ریشه و اندام هوایی است. به همین منظور، لزوم مدیریت کشت سبزیجات در خاک‏های آلوده به فلزات سنگین جهت حفظ سلامت مصرف‏کنندگان امری ضروری به نظر می‏رسد.

 

واژه‌های کلیدی: انباشتگی کادمیوم، سمیت کادمیوم، کاهو، محتوی پروتئین

 

* نويسنده مسئول مكاتبات                                                                                                                         email: [e-mail]

 

مقدمه

فلزات سنگين از مهمترین آلاينده‏های زيست ‏محيطي به شمار می‏آیند که معمولا در بافت تازة گياهان يافت مي‏شوند. کادمیوم یکی از متحرک‏ترین و سمی‏ترین عناصر در محیط است که از طریق صنایع متالوژی، فاضلاب‏های صنعتی و استفاده بیش از حد از کودهای فسفاته وارد خاک و آب‏های زیرزمینی می‏شود. به دلیل توانایی آن برای تجمع در اندام‏های گیاهی بدون ایجاد سمیت، آلودگی کادمیوم در خاک‏های کشاورزی یک مشکل زیست محیطی جدی است (Kubier et al., 2019). وجود فلزات سنگینی مانند کادمیوم در خاک علاوه بر کاهش کيفيت و عملکرد محصولات، پايداری توليدات کشاورزی و سلامت انسان‏ها را با خطرات جدی مواجه می‏کند. مصرف غذاهایی با منشأ گياهي از قبیل ميوه، سبزی، غلات و حبوبات حدودا نيمي از ميانگين کادميوم را به خود اختصاص می‏دهد. فعالیت‏های صنعتی و معادن به‏طور وسیعی در شهرهای کلان منجر به گسترش آلودگي خاک به فلزات سنگين شده است. ورود کادمیوم به بدن انسان‏ها از طریق روش‏های مختلفی از جمله استنشاق گرد وغبار و استفاده از گیاهان رشدیافته در مناطق آلوده به کادمیوم صورت می‏گیرد. فلزات سنگين به‎‏ محض ورود به بدن، در بافت‏هايي مانند چربي، عضلات، استخوان‏ها و مفاصل رسوب كرده و تجمع پیدا می‏کنند، كه این موضوع سبب ایجاد عوارض متعدد و جبران ناپذیری از جمله سرطان، فشار خون بالا و آمفیزوم می‏شود (Suhani et al., 2021). کادمیوم پس از جذب به سراسر بدن منتقل می‏شود و معمولاً با یک دسته پروتئین حاوی سولفیدریل مانند متالوتیونین واکنش می‏دهد. به طور معمول 30 درصد کادمیوم ذخیره شده در کبد و کلیه  با نیمه عمر بیولوژیکی 10 تا 30 سال، انباشته می شود و حدود 70 درصد آن در سرتاسر بدن پخش می شود. طبق استانداردهای سازمان جهانی بهداشت (WHO)، مصرف مناسب هفتگی کادمیوم 7 میلی‏گرم بر گرم وزن بدن است. مقدار قابل قبول کادمیوم در لجن کشاورزی 85 میلی‏گرم بر کیلوگرم خاک و حداکثر 39 میلی‏گرم بر کیلوگرم به طور متوسط ماهانه است (Zulfiqar et al., 2022). مشخص شده است که در معرض کادمیوم قرار گرفتن گیاهان باعث تولید گونه‌های اکسیژن فعال (ROS) و همچنین القای استرس اکسیداتیو به دلیل اختلال در هموستاز سلولی می‌شود. در نتیجه، اکسید شدن پروتئین‏ها، اختلال در سنتز کربوهیدرات‏ها، آسیب به اسیدهای نوکلئیک، مهار آنزیم‏ها و در نهایت  مرگ برنامه ریزی شده سلول‏ها رخ می‏دهد (Genchi et al., 2020). بخش قابل توجهی از سمیت کادمیوم در گیاهان نتیجه تعامل و رقابت با سایر ریز مغذی‌ها و همچنین تداخل آن با توانایی غشاء در جذب ریزمغذی‌های ضروری مانند پتاسیم (K)، سدیم (Na)، کلسیم (Ca) است (Luo and Zhang, 2021). 

سبزيجات برگی به جهت دارا بودن کربوهیدرات‏ها، پروتئین‏ها، ویتامین‏ها و عناصر معدنی یکی از مهمترین اجزای رژیم غذایی سالم برای مصرف‏کنندگان است. مطالعات پژوهشگران نشان از آن دارد که استفاده از سبزي سالم و بهداشتی می‏تواند، از بروز بیماری‏هاي قلبی و برخی از انواع سرطان‏ها به خصوص سرطان گوارش جلوگیری کند. ک‏اهو (Lactuca sativa Linn.)  گی‏اهی یکس‏اله از خانواده Asteraceae است که حاوی ویت‏امین‏ه‏اي A ،B ،K  و مواد معدنی ضروري مانند کلسیم، فس‏فر، آهن، پتاسیم، سدیم و همچنین مقدار کم‏ی منی‏زیم و گ‏وگرد است (Abdalla et al., 2021). وجود متابولیت های ثانویه مانند ترپنوئیدها و فلاونوئیدها نشان دهنده خواص دارویی کاهو است. تسکین درد، تسکین درد معده و بهبود عفونت‏های ادراری از مهمترین خواص دارویی کاهو است. بر اساس آمار سازمان خواربار و کشاورزی ملل متحد (FAO) تولید انواع کاهو طی دو دهه گذشته در جهان رشد 118 درصدی داشته است و به این ترتیب این محصول از نظر افزایش سطح زیر کشت پس از ذرت، برنج، سیب زمینی و گوجه فرنگی در رتبه پنجم جهان قرار گرفته است (Roa, 2023).

در سال‏های اخیر با توجه به افزایش آگاهی مردم از ارزش غذایی بالای سبزیجات برگی، در بین جوامع شهری استفاده از سبزیجات رو به افزایش است. سبزیجاتی مانند کاهو از یک سو مهمترین سبزی پهن برگ و پرمصرف، با داشتن انواع ویتامین‏ها، مواد معدنی، پروتئينی، سلولزي، آهن و کلسیم، بیشترین مصرف‏کنندگان را به خود اختصاص داده‏اند و جز محصولات پراهميت و اساسی در سلامتی انسان نقش بسزایی ایفا می‏کنند از سویی دیگر، یکی از مهمترین منابع روزانه انتقال آلودگی، فلزات سنگین به انسان‏ها می‏باشد. طبق مطالعات انجام شده کادمیوم یکی از محصولات جانبی کارخانجات و صنایع به شمار می‏رود که علاوه بر آلودگی محیط زیست، خطر آلودگی منابع غذایی از جمله سبزی کاهو را به همراه دارد. با توجه به اهمیت مصرف سبزیجات آلوده به کادمیوم و ورود فلزات سنگین به چرخه غذایی انسان‏ها در کشورهای در حال توسعه، و همچنين، با توجه به اینکه کاهو به‏عنوان گونه‏اي مناسب جهت بررسی غلظت تجمع یافته عناصر بالقوه سمی در بافت‏هاي این گونه، می‏تواند براي حفظ سلامتی مصرف کنندگان حائز اهميت باشد، بنابراین، این مطالعه با هدف ارزیابی میزان ورود و انباشتگی فلز سنگین کادمیوم در بخش زیرزمینی و انتقال آن به بخش خوراکی گیاه پرمصرف کاهو و تاثیر آن بر سیستم تغذایه‏ای گیاه (رقابت کادمیوم با جذب سایر عناصر ریزمغذی) انجام شد.

 

مواد و روش‏ها

این پژوهش بصورت طرح کاملا تصادفی با 3 تکرار در آزمایشگاه سیتوشیمی دانشگاه تبریز در سال 1401-1400 انجام گردید. بذر گیاهچه کاهو (Lactuca sativa Linn.) در دانشگاه تبریز تهیه شده سپس عمل استریل بذرهای گیاه کاهو انجام شد. بذرها به تعداد 10 عدد در گلدان‏های (قطر 12 و ارتفاع 15 سانتی متر) حاوی پرلیت و کوکوپیت (با نسبت 2 به 1) اتوکلاو شده کشت داده شدند. در ادامه، گلدان‌ها تحت شرایط گلخانه‏ای 1±25 (دمای روز) و 1±20 (دمای شب) و شرایط نوری روشنایی/تاریکی 16/8 قرار داده شدند. پس از جوانه‌زنی بذرها، دانه رست‌ها با استفاده از محلول هوگلند 25 % (6-8/5pH=) و سپس محلول هوگلند 50 % و در انتها با هوگلند کامل، هفته ای دو مرتبه آبیاری شدند. حدود سه هفته پس از رسیدن گیاهان به مرحله سه برگی، گیاهچه‏ها با استفاده از کلریدکادمیوم در 3 تکرار و 4 غلظت (0، 30، 60 و 90 میکروگرم بر گرم پرلیت) هر 3 روز یکبار تیماردهی شدند. قبل از هر بار تیماردهی گلدان‏ها با آب مقطر شستشو داده شدند تا کادمیوم موجود در پرلیت به‏طور کامل حذف شود. پس از انجام 5 مرحله تیماردهی و 28 روز پس از کشت، از برگ سوم گیاهان جهت مطالعات مورد نظراستفاده شد. به‏طوری‏که، جهت مطالعات بیوشیمیایی از نمونه‏های تازه استفاده شد و برای سنجش عناصر معدنی مغذی نمونه‏های 

ریشه و برگ به آون جهت خشک شدن انتقال داده شدند.

 

-       سنجش محتوی فنل

از معرف فولین سیوکالچو محتوی فنل کل عصاره‌ها استفاده شد (Meda et al., 2005). از محلول گالیک اسید به عنوان استاندارد در این سنجش استفاده شد و در ادامه با استفاده از منحنی معادله، محتوی فنل کل تعیین شد. محلول‏های کربنات سدیم 2% (Na2CO3)، معرف فولین سیوکالچو 50%   (V/V) و محلول گالیک اسید با غلظت 1 میلی‌گرم در لیتر در اندازه‏گیری فنل کل مورد استفاده قرار گرفتند.

سنجش مقدار فنل کل: مقدار 1/0 گرم از بافت برگی در 2 میلی لیتر متانول 80 درصد ساییده شد و بعد در لوله‏های آزمایش مقدار 100 میکرولیتر از عصاره‌های گیاهی ریخته شد. به هرکدام از لوله‏ها به ترتیب مقادیر 8/2 میلی لیتر آب دیونیزه، 2 میلی لیتر کربنات ‌سدیم 2 % و 100 میکرولیتر معرف فولین-سیوکالچو افزوده شد. مخلوط بدست آمده ورتکس شده و در دمای اتاق به مدت 30 دقیقه نگهداری شد و جذب محلول‏ها توسط دستگاه اسپکتروفوتومتر در طول موج 720 نانومتر نسبت به نمونه‏ی شاهد قرائت شد. در انتها، داده‏ها بر اساس معادل میلی‌گرم گالیک اسید بر گرم وزن تر گیاه بیان شدند. 

 

-       سنجش محتوی فلاونوئید

از روش رنگ‌سنجی آلومینیوم‌کلراید، همراه با تغییراتی جهت سنچش فلاونوئید کل انجام شد (Chang et al., 2002). برای تعیین مقدار فلاونوئید کل در هریک از نمونه‏ها از منحنی استاندارد کوئرستین استفاده شد. در این سنجش محلول‏هایی شامل متانول 80 %، استات پتاسیم 1 مولار و محلول کلریدآلومینیوم 6 آبه 10 % مورد استفاده قرار گرفتند.

سنجش مقدار فلاونوئید کل عصاره‏های گیاهی: مقدار 500 میکرولیتر از عصاره‌های گیاهی در لوله‌های آزمایش حاوی متانول 80 % ریخته شد و سپس به هر یک از لوله‏ها به ترتیب، مقادیر 5/1 میلی لیتر متانول 80 %، 100 میکرولیتر آلومینیم کلراید 10 %، 100 میکرولیتر استات پتاسیم 1 مولار و 8/2 میلی لیتر آب مقطر اضافه شد. مخلوط حاصل ورتکس شده و در دمای اتاق به مدت 40 دقیقه قرار گرفت. جذب محلول‌ها با استفاده از اسپکتروفتومتر در طول موج 415 نانومتر نسبت به نمونه‏ی شاهد اندازه‌گیری شد. مقدار فلاونوئید کل عصاره‌ها با قرار دادن مقدار جذب نمونه‌ها در معادله مربوط به منحنی استاندارد قرائت شد. در انتها، مقدار فلاونوئید کل عصاره‌ها بر اساس معادل میلی‌گرم کوئرستین بر گرم وزن تر گیاه بیان شد.

 

-       سنجش فعالیت آنتی‏اکسیدانی به روش DPPH

به منظور سنجش DPPH مقدار 1/0 گرم بافت برگ در 5 میلی‏لیتر متانول مخلوط شد و در دور g 1000 به مدت 5 دقیقه سانتریفیوژ گردید. سپس، 1000 میکرولیتر از سوپرناتانت با استفاده از متانول به حجم 2 میلی‏لیتر رسانده شده و در ادامه 2 میلی‏لیتر محلول متانولی 004/0 DPPH% به آن افزوده شد. مخلوط بدست آمده به خوبی ورتکس شد و پس از گذشت 30 دقیقه در دمای اتاق و در تاریکی، در طول موج 517 نانومتر نسبت به شاهد جذب نمونه‏ها خوانده شد. در انتها درصد مهار رادیکال آزاد براساس فرمول زیر محاسبه شدMiliauskas et al., ) (2004.

%I = (A control – A sample) / A control × 100

A control: جذب محلول کنترل در طول موج 769 نانومتر

A Sample: جذب نمونه‏ها در طول موج 769 

 

-       سنجش محتوی قند محلول

از روش فنل-اسیدسولفوریک جهت اندازه‌گیری قند‌های محلول استفاده شد (Kochert, 1978). به این ترتیب که، 05/0 گرم از پودر بافت خشک شده گیاهی را در لوله آزمایش ریخته و سپس 5 میلی‌لیتر الکل اتانول 70 % اضافه گردید و به مدت یک هفته در نگهداری شد. پس از گذشت زمان مورد نیاز، نمونه‌ها را با استفاده از کاغذ صافی، صاف شده و عمل جداسازی بخش‏های محلول و رسوب از هم انجام پذیرفت. بخش محلول، برای اندازه‏گیری قند محلول مورد استفاده قرار گرفت. به منظور سنجش قند محلول، 500 میکرولیتر از محلول با استفاده از 2 میلی‌لیتر آب مقطر و 5 میلی‌لیتر اسید‌سولفوریک غلیظ و 1 میلی‌لیتر فنل 5 % مخلوط شده و پس از گذشت 30 دقیقه جذب نمونه‌ها در طول موج 485 نانومتر بررسی شد. 

 

-       سنجش محتوی پروتئین کل

جهت انجام محاسبات نهایی آنزیم‌ها، سنجش مقدار کمی پروتئین‌ها ضروری است. برای این عمل از روش برادفورد (Bradford et al., 1976) استفاده شد که در مقایسه با سایر روش‌ها از سرعت عمل و سهولت بیشتری برخوردار است و با آن روش می‌توان مقدار پروتئین‌ها را تا حد میکروگرم اندازه‌گیری کرد. جهت اندازه‏گیری میزان پروتئین‌ها از عصاره‌های تهیه شده برای سنجش آنزیم‌ها استفاده شد، به این ترتیب که، 100 میکرولیتر از عصاره به همراه 100 میکرولیتر آب مقطر به میکروتیوب جدید انتقال داده شد در ادامه، به تیوب‌ها 1 میلی‌لیتر معرف برادفورد اضافه شده و پس از عمل ورتکس، به مدت 10 تا 15 دقیقه در دمای اتاق نگه‌داری شدند و در انتها جذب نمونه‌ها در طول موج 595 نانومتر اندازه‌گیری شد. واحد پروتئین بر حسب میلی گرم برگرم وزن تر (mg/g FW) گزارش گردید. 

 

-       سنجش محتوی آمینواسیدهای آزاد

اندازه‏گیری آمینواسیدهای آزاد با استفاده از معرف نین هیدرین انجام شد (Hwang and Ederer, 1975). جهت آماده سازی معرف نین هیدرین مقدار 55/0 گرم نین‏هیدرین در 100 میلی‏لیتر اتانول مخلوط و حل شده و نسبت 1 به 5 از عصاره و معرف نین‏هیدرین به عنوان محلول سنجش مورد ارزبابی قرار گرفت. محلول حاصل در بن ماری با دمای 80-70 درجه سانتی‏گراد به مدت 4-7 دقیقه قرار داده شد. پس از سرد شدن لوله‏های آزمایش، جذب محلول‏ها در طول موج 570 نانومتر اندازه‏گیری گردید. جهت تهیه منحنی استاندارد از غلظت‏های 0 تا 1 میلی‏مولار گلایسین استفاده شد.

 

-       سنجش محتوی پرولین

سنجش پرولین آزاد براساس روش Bates و همکاران (1913) انجام شد. در ابتدا به وسیله هاون 2/0 گرم از نمونه تر (برگ) در 10 میلی‌لیتر اسیدسولفوسالیسیک 3 درصد ساییده شد و عصاره بدست آمده در دماي 4 درجه سانتی‏گراد به مدت10 دقیقه با دور 13000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. در ادامه، به لوله‌هاي درب‏دار 2میلی‌لیتر از عصاره‌هاي صاف شده انتقال داده شد همچنین، مقدار 2 میلی‌لیتر اسیداستیک‌گلاسیال و 2 میلی‌لیتر معرف نین هیدرین  اضافه گردید. سپس، درب لوله‏ها را بسته و به مدت یک ساعت در دماي 100 درجه سانتی‏گراد در داخل حمام بن‌ماري قرار گرفتند. پس از سرد شدن، مقدار 4 میلی‌لیتر تولوئن به هریک از لوله‌ها اضافه شد. محلول استاندارد پرولین (0-5 میکرومولار) تهیه شد. جذب نمونه‏ها و محلول‏های استاندارد در طول موج 520 نانومتر اندازه‏گیری شد. در نهایت مقدار پرولین نمونه‏ها بر حسب میکرومول برگرم وزن تر بیان گردید.

 

-       سنجش محتوی مالون دی‏آلدهید

به منظور بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها، سنجش مالون دی‏آلدهید براساس روش بومیناتان و دوران (Boominathan and Doran, 2002) انجام شد. به این ترتیب که، در حمام یخ عصاره گیاهی در محلول 1/0 درصد از تری‏کلرواستیک‌اسید (TCA) استخراج و با دور 10000 به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شد. مقدار500 میکرولیتر از سوپرناتانت عصاره بدست آمده با محلول TCA 20 درصد به میزان 2 میلی‌لیتر حاوی TBA (تری باربیتوریک اسید) 5/0 درصد در لوله آزمایش مخلوط شدند و در حمام آب گرم با دمای 95 درجه سانتی‏گراد برای 30 دقیقه قرار گرفتند. در ادامه، عمل سرد شدن لوله‌ها در داخل یخ انجام شد. بعد از سرد شدن رنگ محلول‌ها به رنگ صورتی کمرنگ تغییر یافت. در انتها محلول‌ها به مدت 15 دقیقه با دور 10000 سانتریفیوژ شدند و جذب نمونه‏ها در 532 نانومتر توسط اسپكتروفتومتر مورد اندازه‏گیري قرار گرفت. در نهايت مقدار MDA نمونه‏ها برحسب میكرومول بر گرم بافت تر گیاه محاسبه شد.

 

-       سنجش محتوی پراکسید هیدروژن

غلظت پراکسید هیدروژن طبق روش Harinasut و همکاران (2003) اندازه‏گیری شد. در ابتدا عصاره گیاهی در محلول 1/0 درصد از تری‌کلرواستیک‌اسید (TCA) استخراج و 15 دقیقه با دور 12000 سانتریفیوژ شدند. در ادامه کار، 5/0 میلی‌لیتر از سوپرناتانت با 5/0 میلی‌لیتر بافر فسفات پتاسیم 10 میلی‌مولار (pH=7) و 1 میلی‌لیتر محلول یدیدپتاسیم 1 مولار مخلوط شده و در دمای 15 درجه سانتی‏گراد به مدت 15 دقیقه نگهداری شد. میزان پراکسیدهیدروژن نمونه‌ها براساس واحد میکرومول بر گرم وزن تر گیاه محاسبه گردید جذب نوري نمونه‏ها در طول موج 390 نانومترنسبت به شاهد اندازه‏گیري شد. غلظت پراکسید هیدروژن نمونه‏ها براساس منحنی استاندارد تهیه شده از غلظت‏هاي مختلف پراکسید هیدروژن (0-120 میکرومول) محاسبه شد و به صورت میكرومول بر گرم وزن تر بیان گردید.

 

-       سنجش غلظت کادمیوم

پودر نمونه‏های خشک شده در آون (60 درجه سانتی گراد، 72 ساعت) به مدت 8 ساعت در کوره الکتریکی با دمای 550 در جه سانتی گراد قرار گرفت. سپس 1 میلی لیتر N HCL 1 و 1 میلی لیتر HNO3  اضافه شد. پس از سرد شدن نمونه‏ها به مدت 1 ساعت در زیر هود بخار با استفاده از آب مقطر حجم نهایی نمونه‏ها به 20 میلی لیتر رسانده شد. محتوی کادمیوم نمونه‏ها با استفاده از دستگاه طیف سنجی جذب اتمی  (مدل (Shimadzu AA630  اندازه گیری شد (Payehghadr et al.,2013). 

فاکتور انتقال (TF)، فاکتور تجمع زیستی (BAF) و ضریب انتقال (TC) با استفاده از فرمول‏های زیر محاسبه گردید (Eid and Shaltout, 2016).

TF= Cd shoot/ Cd root

BAF= Cd root/ Cd medium

TC= Cd shoot/ Cd medium

TF = (Translocation factor), BAF = (Bioaccumulation factor), TC = (Translocation coefficient)

 

-       سنجش عناصر غذایی

به پودر نمونه‏های خشک شده (5/0 گرم) اسید نیتریک (10 میلی لیتر، 65 درصد) جهت هضم اسیدی اضافه شد و نمونه‏ها به مدت 24 ساعت در زیر هود بخار قرار گرفتند. سپس نمونه‏ها در دمای90 درجه سانتی‏گراد حرارت داده شدند. پس از سرد شدن، به نمونه‏های هضم شدهH2O2  (1 میلی‏لیتر، 30 درصد) اضافه و حرارت داده شد. سپس با استفاده از آب مقطر حجم نهایی نمونه‏ها به 25 میلی‏لیتر رسانده شد. غلظت عناصر معدنی نمونه‏ها با استفاده از طیف سنجی جذب اتمی ‏مدل Shimadzu AA630)) اندازه‏گیری شد و به صورت میلی‏گرم در گرم وزن خشک بیان گردید (Bichi and Ibrahim, 2018). 

-       تجزیه و تحلیل آماری

این پژوهش در قالب طرح بلوک‏های کاملا تصادفی در سه تکرار انجام شد. تجزیه و تحلیل تمام داده‏ها با استفاده از آنالیز واریانس داده‏ها و بسته نرم افزاری SPSS 20.0 (SPSS Inc., Chicago, Ⅱ, USA) انجام شد. میانگین ± انحراف معیار برای ارائه تمام داده‏های تجربی به کار گرفته شد و برای تمامی آزمون‏ها از p < 0.05 به عنوان سطح معنی‏داری استفاده شد. رسم نمودارها توسط نرم افزار Microsoft Excel 2013 انجام گردید.

 

یافته‏ها

-       بررسی محتوی فنل و فلاونوئید گیاه کاهو تحت تاثیر کلریدکادمیوم

همانطور که در نتایج آماری حاصل از جدول 1 مشاهده می‏شود محتوی فنل و فلاونوئید در خاک آلوده به کادمیوم تحت تاثیر غلظت‏های مختلف تیمار کلریدکادمیوم قرار گرفت. با مقایسه میانگین  اثرات سطوح مختلف کلریدکادمیوم بر میزان فنل و فلاونوئید مشاهده شد که بین تیمارهای مختلف تفاوت معنی‏داری وجود داشت. درگیاهان تحت تاثیر با غلظت‏های مختلف کلریدکادمیوم نسبت به نمونه‏ی شاهد میزان فنل و فلاونوئید به طور معنی‏داری افزایش یافت. تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم با دو غلظت 30 و 60 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم اختلاف معنی‏داری را در میزان فنل کل نشان دادند ولی بین تیمارهای 30 و 60 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم تفاوت معنی‏داری مشاهده نشد. به‏طوری‏که، میزان فنل و فلاونوئید به ترتیب در تیمار 30 میکروگرم بر گرم پرلیت 75/22 و 15/13 درصد، در تیمار 60 میکروگرم بر گرم پرلیت  به ترتیب 44/23 و 21/34 درصد و در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت 75/62 و 63/52 درصد نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش نشان داد. با توجه به شکل 1، کمترین محتوی فنل و فلاونوئید مربوط به نمونه‏ی شاهد به ترتیب با مقدار mg/g FW45/1 و 38/0 بود و بیشترین مقدار فنل و فلاونوئید در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم به ترتیب با میزان mg/g FW36/2 و 58/0 مشاهده شد (p < 0.05) (شکل a-b 1).

 

-       بررسی میزان ظرفیت آنتی اکسیدانی (DPPH) گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

مقایسه میانگین ظرفیت آنتی‏اکسیدانی نشان داد هنگامی که گیاه کاهو تحت تاثیر سطوح مختلف کلریدکادمیوم قرار گرفت تغییرات قابل توجهی مشاهده شد. به‏طوری‏که، فعالیت مهار رادیکال DPPH با افزایش غلظت کلریدکادمیوم ظرفیت آنتی‏اکسیدانی کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش یافت و بین تیمارهای مختلف کلریدکادمیوم اختلاف معنی‏داری از لحاظ میزان ظرفیت آنتی‏اکسیدانی مشاهده شد. با بررسی نتایج مشخص شد که میزان ظرفیت آنتی‏اکسیدانی در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت 04/36 درصد نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش نشان داد. به‏طوری‏که، بیشترین و کمترین میزان ظرفیت آنتی‏اکسیدانی را به ترتیب تیمارهای 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم و نمونه‏ی شاهد با مقدار 73/78 و 87/57 درصد داشتند (p < 0.05) (شکل 2).

 

 

 

 

 

Figure 1- Effects of different concentrations of cadmium chloride on A) Total phenolic content, B) Total flavonoid content

شکل 1- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی (A محتوی فنل کل، (B محتوی فلاونوئید کل.

 

Figure 2- Effects of different concentrations of cadmium chloride on DPPH radical scavenging activity 

شکل 2- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی ظرفیت آنتی‏اکسیدانی

 

 

-       بررسی محتوی قند محلول گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

اثر تیماردهی کلریدکادمیوم در سطوح مختلف، محتوی قندمحلول گیاه کاهو را تحت تاثیر قرار داد. نتایج مقایسه‏ی میانگین نشان داد که با افزایش غلظت کلریدکادمیوم میزان قند محلول گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به طور معنی‏داری افزایش یافت. گیاه کاهو تحت تیمار با 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم بیشترین میزان قند محلول با مقدارmg/g D.W99/4  را نشان داد. در محتوی قند محلول گیاهان تحت تیمار با غلظت 30 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم نسبت به نمونه شاهد به طور معنی‏داری کاهش مشاهده شد. به‏طوری‏که، محتوی قندمحلول در گیاهان تحت تیمار با غلظت 30 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم mg/g DW 78/1 بود (p < 0.05) (شکل 3). 

 

-       بررسی محتوی پروتئین محلول گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

نتایج حاصل از شکل 4 بیانگر تغییر محتوی پروتئین محلول تحت تیماردهی با کلریدکادمیوم است. مطابق با نتایج حاصل از مقایسه میانگین، با افزایش غلظت کلریدکادمیوم میزان پروتئین کل در گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش نشان داد. بین تیمارهای مختلف کلریدکادمیوم اختلاف معنی‏داری مشاهده شد. بیشترین و کمترین مقدار پروتئین کل به ترتیب مربوط به تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم و نمونه‏ی شاهد با مقدار mg/g FW 0/18 و 01/7 بود (p < 0.05) (شکل 4).

 

-       بررسی محتوی آمینوسیدهای آزاد گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

براساس نتایج حاصل از تجزیه واریانس (جدول 1)، با افزایش غلظت کلریدکادمیوم محتوی آمینواسیدهای آزاد در گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به طور معنی‏داری افزایش یافت. هر چند که تیمار 30 میکروگرم در گرم پرلیت کادمیوم نسبت به نمونه‏ی شاهد تفاوت معنی‏داری نشان نداد. به‏طوی‏که، بیشترین محتوی آمینواسیدهای آزاد در تیمارهای 60 میکروگرم برگرم پرلیت کادمیوم با مقدار mg/g FW 152/0 مشاهده شد و کمترین میزان را نمونه‏ی شاهد (mg/g FW 105/0) به خود اختصاص داد (p < 0.05) (شکل 5).

 

-       -بررسی محتوی پرولین گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

نتایج بدست آمده از تجزیه واریانس داده‏ها (جدول 1) نشان داد که بین تیمارهای مختلف نسبت به نمونه‏ی شاهد از لحاظ میزان پرولین در گیاه کاهو تفاوت معنی‏داری مشاهده شد. با افزایش غلظت کلرید کادمیوم میزان پرولین نسبت به شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش نشان داد. بیشترین و کمترین میزان پرولین را به ترتیب تیمارهای 6 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم و نمونه‏ی شاهد با مقدار mg/g FW 144/0 و 075/0 داشتند (p < 0.05) (شکل a 6).

 

 

Figure 3- Effects of different concentrations of cadmium chloride on soluble sugar content

شکل 3- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی محتوی قند محلول

 

 

Figure 4- Effects of different concentrations of cadmium chloride on total protein content

شکل 4- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی محتوی پروتئین کل

 

 

Figure 5- Effects of different concentrations of cadmium chloride on free amino acids content

شکل 5- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی محتوی آمینواسیدهای آزاد

 

-       بررسی محتوی پرولین گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

نتایج بدست آمده از تجزیه واریانس داده‏ها (جدول 1) نشان داد که بین تیمارهای مختلف نسبت به نمونه‏ی شاهد از لحاظ میزان پرولین در گیاه کاهو تفاوت معنی‏داری مشاهده شد. با افزایش غلظت کلرید کادمیوم میزان پرولین نسبت به شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش نشان داد. بیشترین و کمترین میزان پرولین را به ترتیب تیمارهای 6 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم و نمونه‏ی شاهد با مقدار mg/g FW 144/0 و 075/0 داشتند (p < 0.05) (شکل a 6).

 

-       بررسی محتوی مالون دی‏آلدهید گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

اثر تیماردهی کلریدکادمیوم محتوی مالون دی‏آلدهید گیاه کاهو را تحت تاثیر قرار داد و بین تیمارهای مختلف اختلاف معنی‏داری مشاهده شد. بطوری‏که، با افزایش غلظت کلریدکادمیوم محتوی مالون دی آلدهید گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش نشان داد. بیشترین میزان مالون دی آلدهید را تیمار 6 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم با مقدار µmol/g FW  39/4 به خود اختصاص داد (p < 0.05) (شکل b6).

 

-       بررسی محتوی پراکسید هیدروژن گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

نتایج مقایسه‏ی میانگین محتوی پراکسید هیدروژن نشان داد، زمانی‏که گیاه کاهو تحت تاثیر غلظت‏های مختلف کلریدکادمیوم قرار گرفت محتوی پراکسید هیدروژن نسبت به نمونه‏ی شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش یافت. با وجود اختلاف کمی که بین تیمارها وجود داشت ولی این اخلاف معنیداری بود. به‏طوری‏که، بیشترین و کمترین میزان پراکسید هیدروژن را به ترتیب تیمار 6 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم و نمونه‏ی شاهد با مقدار µmol/g FW 455/0 و 385/0 به خود اختصاص داد (p < 0.05) (شکل c6).

 

 

 

Figure 6- Effects of different concentrations of cadmium chloride on A) Proline content, B) MDA content, C) H2O2 content 

شکل 6- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی (A محتوی پرولین، (B محتوی مالون دی‏آلدهید، (C محتوی پراکسید هیدروژن

 

 

 

-       بررسی میزان فاکتور انتقال، فاکتورهای تجمع زیستی و ضریب انتقال کادمیوم در گیاه کاهو تحت تاثیر کلریدکادمیوم

نتایج مقایسه‏ی میانگین نشان داد که با افزایش غلظت کلریدکادمیوم در محیط ریشه، غلظت کادمیوم در ریشه و اندام هوایی گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش یافت. به‏طوری‏که، افزایش غلظت کادمیوم در ریشه بیشتر از اندام هوایی مشاهده شد. از آنجایی‏که، کاهو به عنوان سبزی برگی توانایی بالایی در جذب و نگداشت کادمیوم دارد در این مطالعه نیز چنین نتایجی یافت شد و رابطه مستقیمی بین افزایش سطوح کادمیوم و میزان بالای تجمع نشان داده شد. بیشترین غلظت کادمیوم در ریشه و اندام هوایی مربوط به تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم به ترتیب mg/g DW 641/1 و 998/0 با مقادیر بود (شکل a-b5(. همچنین، فاکتور انتقال کادمیوم به دنبال افزایش غلظت کلریدکادمیوم افزایش نشان داد و میزان TF > 1 نشان‏دهنده‏ی افزایش انتقال کادمیوم از ریشه به اندام هوایی گیاه کاهو بود. با لحاظ نمودن این نتایج می‏توان کاهو را جز گیاهان بیش انباشته‏گر در نظر گرفت. بالاترین مقدار TF در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم با مقدار 60/0% مشاهده شد. به‏طوری‏که، در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت نسبت به تیمار 30 میکروگرم بر گرم پرلیت 20 درصد از کادمیوم از ریشه به اندام هوایی انتقال یافته است (شکل c5(. علاوه براین، مقدار فاکتور تجمع زیستی در گیاه کاهو نیز BAF > 1 بود که نشان‏دهنده‏ی توانایی بالای ریشه کاهو در جذب و تجمع کادمیوم از محیط ریشه می‏باشد  (شکل d5(. ضریب انتقال کادمیوم TC > 1 نیز نشان‏دهنده پتانسیل گیاه در افزایش انتقال کادمیوم از محیط به اندام هوایی گیاه کاهو بود. بنابراین، نتایج بدست آمده گویاي این موضوع است که، غلظت کادمیوم در اندام‏های مختلف کاهو، بیشتر از محدوده مجاز اعلام شده توسط سازمان بهداشت جهانی (66/0 تا 3 میلی‏گرم در کیلوگرم (براساس وزن خشک)) بوده و نتایج نشان از انتقال ساده عناصر سنگین از خاک آلوده به گیاه است  (p < 0.05) (شکل e7( (جدول 2).

 

 

Figure 7- Effects of different concentrations of cadmium chloride on A) Cd concentration in root, B) Cd concentration in shoot, C) Translocation factor (TF), D) Biological Accumulation Factor (BAF), E) Translocation Coefficient (TC) 

شکل 7- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی (A غلظت کادمیوم در ریشه، (B غلظت کادمیوم در اندام هوایی، (C فاکتور انتقال کادمیوم، (D فاکتور تجمع زیستی، (E ضریب انتقال

 

-       بررسی غلظت عناصر آهن، روی، پتاسیم، کلسیم و فسفر در گیاه کاهو تحت تاثیر کلریدکادمیوم 

بررسی نتایج حاصل از تجزیه واریانس (جدول 2) نشان داد که با افزایش غلظت کلریدکادمیوم غلظت عناصری همچون روی، پتاسیم وکلسیم در ریشه کاهش و در اندام هوایی گیاه کاهو به‏طور معنی‏داری نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش نشان دادند (شکلA-H 8). به علاوه، غلظت آهن و فسفر در ریشه و اندام هوایی گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد به‏طور معنی‏داری کاهش یافت (شکلI-J, E-F 8). بیشترین غلظت عناصر آهن mg/g DW 096/0، روی mg/g DW 106/0، کلسیم mg/g DW 567/3 پتاسیم mg/g DW 97/0 و فسفر mg/g DW 367/4 در ریشه گیاه کاهو مربوط به نمونه‏ی شاهد بود. همچنین، بیشترین غلظت پتاسیم mg/g DW 087/6، کلسیم mg/g DW 952/6 و روی mg/g DW 174/0 در اندام هوایی گیاه کاهو را تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت کادمیوم به خود اختصاص داد. همچنین، با توجه به نتایج بیشترین غلظت آهن mg/g DW 177/0 و فسفر mg/g DW 821/3 در نمونه‏ی شاهد بدست آمد. می‏توان این‏گونه نتایج را تفسیر کرد که افزایش غلظت کادمیوم در جذب عناصر کلسیم، روی و پتاسیم توسط ریشه اثر مثبت داشته در حالی‏که، مانع از انتقال مثبت این عناصر به اند ام هوایی شده است. جذب عنصر سدیم توسط ریشه گیاه کاهو تحت تاثیر غلظت بالای کادمیوم کاهش یافته است. بیشترین تاثیر منفی تیماردهی سطوح بالای کادمیوم متوجه دو عنصر آهن و فسفر شده است بطوری‏که، جذب و انتقال این دو عنصر کاهش نشان داد (p < 0.05) (شکلA-J 8).

 

 

جدول 1- تجزیه واریانس صفات بیوشیمیایی گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

Table 1- Variance analysis of biochemical traits of lettuce under the influence of cadmium chloride

Mean Square
H2O2 mg/g FW	MDA mg/g FW	Proline mg/g FW	DPPH %	Amino acid mg/g FW	Total protein mg/g FW	Soluble sugars mg/g DW	Flavonoid mg/g FW	Phenol mg/g FW	df	Source of variation
0.003**	0.483**	0.003**	237/750**	0.001*	82.168**	6.758**	0.003**	0.483**	3	Cadmium chloride
0.00007	0.002	0.00001	0.456	0.0002	0.021	0.004	0.00001	0.002	8	Error
2	1.11	3.70	1.01	11.59	1.06	2.06	3.70	1.11		C.V (%)

 

ns: not significant, *p < 0.05, **p < 0.01

 

جدول 2- تجزیه واریانس میزان کادمیوم و عناصر معدنی در ریشه و اندام هوایی گیاه کاهو تحت تاثیر کلرید کادمیوم

Table 2- Variance analysis of cadmium and mineral elements in roots and shoots of lettuce under the influence of cadmium chloride

 

Mean Square
P stem mg/g DW	P root mg/g DW	K stem mg/g DW	K root mg/g DW	Fe stem mg/g DW	Fe root mg/g DW	Zn stem mg/g DW	Zn root mg/g DW	Ca stem mg/g DW	Ca root mg/g DW	TC %	BAF %	TF %	Cd stem mg/g DW	Cd root mg/g DW	df	Source of variation
0.853**	2.034**	0.728**	0.062**	0.007**	0.008**	0.004**	0.005**	0.515**	1.530**	15.179**	44.133**	0.260**	0.617**	1.766**	3	Cadmium chloride
0.01	0.01	0.005	0.0002	0.00003	0.00003	0.000009	0.00002	0.0002	0.013	0.003	0.003	0.00007	0.00005	0.0004	8	Error
3.19	3.12	1.27	1.76	4.93	5.95	2.14	4.14	0.69	3.29	2.07	1.21	1.89	1.05	1.75		C.V (%)

ns: not significant, *p < 0.05, **p < 0.01

 

Figure 8- Effects of different concentrations of cadmium chloride A) Ca concentration in root, B) Ca concentration in shoot, C) Zn concentration in root, D) Zn concentration in shoot, E) Fe concentration in root, F) Fe concentration in shoot, G) K concentration in root, H) K concentration in shoot, I) P concentration in root, J) P concentration in shoot

شکل 8- اثر غلظت‏های مختلف کلرید کادمیوم بر روی A) غلظت کلسیم در ریشه، (B کلسیم در اندام هوایی، (C روی در ریشه، (D روی در اندام هوایی، (E آهن در ریشه، (F آهن در اندام هوایی، (G پتاسیم در ریشه، (H پتاسیم در اندام هوایی،  (I فسفر در ریشه، (J فسفر در اندام هوایی

 

بحث

تحت تنش فلزات سنگین ترکیبات فنلی با مکانیسم‏های متعدد مثل ربایش رادیکال‏های آزاد، خاموش کردن اکسیژن یکتایی، کلاته کردن یون‏های فلزی و یا قرارگرفتن به عنوان سوبسترای آنزیم‏های پراکسیداز، نقش آنتی‏اکسیدانی دارند. این ترکیبات همچنین با انتقال سریع هیدروژن به رادیکال‏های لیپید، از ادامه زنجیره پراکسیداسیون لیپیدها ممانعت می‏کنند Vollmannova) (et al., 2014. پژوهش‏های مختلف بیان داشتند که قرارگیری گیاهان تحت شرایط استرس در میزان تولید ترکیبات فنلی در میوه‏ها، سبزیجات و گیاهان زارعی تاثیرگذار است. نتایج تحقیقات بر روی گونه‏های بومی Erica andevalensis و Vaccinium corymbosum L.  نشان داد که محتوی فنل و فلاونوئید تحت تیمار با کلرید کادمیوم به طور معنی‏داری نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش یافتMarquez Garcia et al., 2012; ) (Manquian-Cerda et al., 2018. تنش کادمیوم از طریق تغییر نفوذپذیری غشای سلولی و افزایش فعالیت آنزیم‏های درون سلول منجر به تجمع ترکیبات واسطه سمی در گیاهان شده که به دنبال آن کالکون سنتتاز و PAL که آنزیم کلیدی در مسیر بیوسنتزی فنل و فلاونوئیدها است افزایش بیان نشان می‏دهند و از آسیب‏های غشایی ناشی از استرس اکسیداتیو و مرگ سلول‏ها ممانعت می‏کنند. افزایش مقدار فنل‏هاي محلول به ویژه پیش‏سازهاي بیوسنتز لیگنین با افزایش ضخامت دیواره سلولی و ایجاد مانع زیستی جهت ورود فلزات سنگین به یاخته‏ها تحمل آن‏ها را در برابر تنش فلزات افزایش می‏دهد (Sakihama et al., 2002).

DPPH به عنوان شاخص مهمی جهت اندازه‏گیری پتانسیل آنتی‏اکسیدانی ترکیبات فنلی می‏باشد. در مسیرهای متابولیسم، متابولیت‏های پیچیده‏ای توسط گیاهان تولید می‏شود که برخی از آن‏ها توانایی سم‏زدایی رادیکال‏های آزاد را دارند. داسيلوا و همكاران در سال 2007 افزايش ظرفيت آنتي‏اكسيداني در ميوه توت‏فرنگي را با افزايش ميزان ويتامين ث، فلاونوئيدها و تركيبات فنلي مرتبط دانستند (de Silva et al., 2012). همچنین، نتایج مطالعات مختلف بر روی گونه‏های بومیErica andevalensis و Vaccinium corymbosum L. نشان داد که ظرفیت آنتی‏اکسیدانی تحت تنش کادمیوم به‏طور معنی‏داری نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش یافت Manquian-Cerda et al., 2018; Marquez Garcia) (et al., 2012 که تاییدی بر نتایج پژوهش حاضر است. همانطور که در شکل 2 مشاهده شد گیاه کاهو ظرفیت آنتی‏اکسیدانی بیشتری در سطوح بالای کادمیوم نسبت به سطوح پایین و نمونه‏ی شاهد داشت. اکثر گیاهان برای کاستن آسیب‏های ناشی از گونه‏های فعال اکسیژن دارای سازوکارهای آنتی‏اکسیدانی هستند که شامل اجزای غیرآنزیمی مانند آسکوربات، گلوتامین، فلاونوئیدها و آنزیم‏های مانند کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز می‏باشد. ظرفیت آنتی‏اکسیدانی ترکیبات فنلی در اثر پایداری شیمیایی ابر الکترون‏های آروماتیک آن‏ها می‏باشد که یک الکترون رادیکال می‏تواند تغییر مکان یابد (Yousuf et al., 2016). مطالعات قبلی نشان دادند که میزان ترکیبات فنلی با پتانسیل مهار رادیکال‏های آزاد گیاهان ارتباط مستقیمی دارد که در بسیاری از پژوهش‏ها نیز به این موضوع پرداخته شده است. علاوه بر این، مطالعات مانکوئیان سردان بیان داشت که ظرفیت آنتی‏اکسیدانی گیاهان بسته به نوع و غلظت فلزات مختلف متفاوت خواهد بودManquian-Cerda et al., ) (2018.

   نتایج اندازه‏گیری محتوی قندمحلول تحت تنش کادمیوم نشان داد که در تیمار 90 میکروگرم بر گرم پرلیت بیشترین کربوهیدارت در گیاه کاهو مشاهده شد که طبق مطالعات مختلف با افزایش تنش اکسیداتیو، گیاهان جهت مقابله با سمیت ناشی از کادمیوم از طریق افزایش محتوی قندهای محلول به عنوان مولکول پیام‏رسان منجر به ضخیم تر شدن دیواره سلولی و کاهش اثرات منفی کادمیوم می‏شوند (Krzesłowska, 2011). بسیاری از فلزهای سنگین با تغییر در فعالیت پروتئین‏های کانالی انتقال آب و با بستن روزنه‏های برگ، جریان آب را در گیاه دستخوش تغییرات اساسی می‏کنند. به علاوه، افزایش قندهای محلول به گیاه کمک می‏کند تا بتواند ذخیره کربوهیدراتی خود را برای حفظ متابولیسم پایه در شرایط تنش در حد مطلوب نگه داردVerma and Dubey, ) (2001. در پژوهشی Verma و Dubey (2001) نشان دادند که با افزایش غلظت کادمیوم میزان قندهای محلول در گیاه برنج نسبت به شاهد به‏طور معنی‏داری افزایش یافت که با نتایج حاصل از این پژوهش مطابقت دارد. همچنین، Haghighi و همکاران (2010) بیان داشتند که تحت تنش کادمیوم انتقال آب در گیاهان کاهش یافته و این امر منجر به به بروز تغييرات فراساختاري اندامک‏هاي سلول و تغيير در رفتار آنزيم‏هاي كليدي چند مسير متابوليسمي از جمله متابوليسم قندها شده و میزان قندها افزایش می‏یابد تا از این طریق گیاه بتواند با حفظ شرایط اسمزی حداکثر توان خود را جهت حفظ مقادیر کمی آبی گیاه انجام دهد. علت احتمالی افزایش قندهای محلول طی افزایش تنش اکسیداتیو می‏تواند به دلیل تجزیه نشاسته و کاهش انتقال قندها از برگ به منابع مصرف به منظور تنظیم اسمزی و نگهداری تورژسانس، پایداری غشاءها و حفظ پروتئین باشد (Sanjari et al., 2015).

گیاهان در پاسخ به شرایط تنش اکسیداتیو از مکانیسم‏هاي مقاومتی مختلفی استفاده می‏کنند. این مکانیسم‏هاي پاسخ دهنده به تنش، براي برقراري مجدد هومئوستازي، حفاظت و ترمیم پروتئین‏ها و غشاهاي آسیب دیده فعال می‏شوند (Wang et al., 2003). یکی از این مکانیسم‏ها کاهش جذب و انتقال فلز، القاء انتقال دهنده‏های ویژه فلزات سنگین، محدود کردن انباشته‏سازی در بافت حساس یا کده‏بندی در اندامک‏های تحمل‏کننده همانند واکوئل‏ها، تحریک فرآیندهای کنترل کننده اثرات سمی ROS (آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانی)، تولید پروتئین‏های تنشی می‏باشند. این مکانیسم‏ها به گیاهان کمک می‏کند تا آسیب‏های ناشی از استرس اکسیداتیو را کاهش دهند و سلول‏ها حالت احیا خود را حفظ کنندShahid et al., ) (2017. افزایش میزان پروتئین‏های محلول در شرایط تنش می‏تواند از طریق کاهش پتانسیل اسمزی داخل سلول‏ها و کاهش رادیکال‏هاي آزاد و تخریب کمتر غشا از گیاهان در برابر سمیت فلزات سنگین محافظت کند. در پژوهشی بر روی Populus nigra و Sassafras مشخص شد که کادمیوم موجب افزایش پروتئین‏های محلول نسبت به نمونه‏ی شاهد شد (Muneer et al., 2012). در مطالعه‏ی حاضر نیز، با افزایش غلظت کادمیوم محتوی پروتئین افزایش نشان داد که احتمالا این افزایش همانطور کهFeduic و Erdei بیان داشتند می‏تواند به علت افزایش مقدار بعضی آنزیم‏ها از جمله آنزیم‏های تجزیه کننده قندها و یا به دلیل افزايش سنتز mRNA پروتئين‏هاي تنشي از خانواده چاپرون‏ها و نيز سنتز فيتوكلاتين‏ها در برابر کادمیوم باشد (Kumar et al., 2022).

مطالعات بر روی Spinacia oleracea L. نشان داد که با افزایش غلظت کادمیوم میزان آمینواسیدها نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش یافتند (Emanuil et al., 2020). سمیت کادمیوم منجر به اختلال در مسیر بیوسنتزی آمینواسیدها شده و تغییرات سطح آمینواسیدها نقش مهمی در مکانیسم‏های سازگاری گیاهان با شرایط تنش دارد. به طور کلی، افزایش میزان آمینواسیدها به عنوان یک مکانیسم دفاعی برای مقابله در برابر تنش فلزات سنگین در گیاهان می‏باشد. هموستاز آمینواسیدها که از طریق سنتز یا تجزیه‏ی پروتئین‏ها، بیوسنتز آمینواسیدهای جدید و جذب و جابه جایی صورت می‏گیرد برای مقابله گیاهان در برابر تنش فلزات سنگین مهم می‏باشد (He et al., 2013). افزایش برخی آمینواسیدها تحت تنش کادمیوم، می‏تواند مربوط به پروتئولیز فعال گلیکوپروتئین‏های دیواره سلولی گیاهان باشد. به‏طور‏کلی، آمینواسیدها به‏طور مستقیم و یا از طریق سنتز پپتیدهای کلیت‏کننده موجب سم‏زدایی فلزات سنگین می‏شوند (Mohamed, 2021).

تحت شرایط تنش اکسیداتیو، پرولين به عنوان يك اسموليت حذف كننده راديكال‏ها و به عنوان تثبيت‏كننده پروتئين‏ها و ماكرومولكول‏ها، كلاته‏كننده فلزات، مولکول دفاعی آنتی‏اکسیدان، مولکول پیام رسان شناخته مي‏شود (El-Beltagi et al., 2020). بسیاری از محققان تجمع پرولین را در شرایط استرس به دلیل تشکیل کمپلکس پرولین-کادمیوم در جهت سمیت‏زدایی کامیوم معرفی کردند (Sharma et al., 1998). نتایج تحقیقات بر روی Pisum sativum L. نشان داد که با افزایش غلظت کادمیوم میزان پرولین نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش یافت مشابه نتایجی که در تحقیق حاضر رخ داده است (Glowacka et al., 2022). تجمع پرولین در گیاهان تحت تنش اکسیداتیو، با كاهش خسارت در غشاي سلولي و پروتئين‏ها مرتبط است و از پراكسيداسيون ليپيدها و گونه‏هاي فعال اكسيژن جلوگيري مي‏كند. محققان بیان داشتند که یک رابطه‏ی جزئی بین تجمع پرولین و کمبود آب ناشی از فلزات سنگین وجود دارد، در هر صورت، انباشت پرولین شاخص مناسبی برای تنش فلزات سنگین درگیاهان تحت شرایط استرس استSchat et al., ) (1997. ایجاد تنش توسط فلزات سنگینی همچون کادمیوم، موجب کاهش فعالیت سیستم انتقال الکترون و در نهایت تجمع NADH می‏شود، بنابراین سنتز پرولین می‏تواند از طریق مسیر گلوتامات منجر به کاهش انباشتگی NADH تحت شرایط تنش کادمیوم ‏شود. میزان پرولین گیاهان در پاسخ به سمیت کادمیوم در شاخساره‏ها افزایش می‏یابد که این امر در گیاهانی نظیر Brassica juncea، Triticum aestivum و Vigna radiate نیز بیان شده است (Dhir et al., 2004). تحت شرایط تنش اکسیداتیو، میزان پرولین به دلیل افزايش فعاليت اورنيتين آمينوترانسفراز و پيرولين -5 –كربوكسيلات ردوكتاز و مهار پرولين اكسيداز، پرولين دهيدروژناز و پرولين كربوكسيلاز افزايش مي‏يابد (Weisany et al., 2012).

گونه‏هاي فعال اکسیژن از طریق تجزیه اسیدهاي چرب غیراشباع تحت فعالیت پراکسیدي موجب ایجاد صدمات اکسیداتیو به غشاي پلاسمایی شده و در نهایت مالون دي‏آلدهید آزاد می‏شود که آسیب به غشا و مرگ سلول را در پی دارد. مطالعه حاضر نشان داد که افزایش غلظت کادمیوم از طریق تحریک ایجاد گونه‏های فعال اکسیژن موجب آسیب به بافت‏های گیاهی و تنش اکسیداتیو شد که چنین نتایجی در مطالعه بر روی خیار و توت فرنگی نیز مشاهده شده است (Sun et al., 2015). افزایش محتویات مالون دی آلدهید تحت تنش فلزات سنگین، نشان‏دهنده‏ی آسیب اکسیداتیو به غشای سلولی است، همچنین فعالیت‏های پراکسیداز و کیتیناز وابسته به گایاکول می‏تواند به عنوان نشانگرهای استرس عمل کنند. تحت شرایط تنش اکسیداتیو، هنگامی‏که تولید ROS بیشتر از توانایی مکانیسم آنتی‏اکسیدانی گیاهان جهت محافظت از سلول‏های گیاهی باشد احتمال آسیب نیز افزایش می‏یابد (Zhang et al., 2002). هیدروژن پراکسید به عنوان مولکول سیگنال در تنش‏های غیر زیستی عمل می‏کند و در نتیجه فعالیت کاتالاز و گلوتاتیون پراکسیداز از بین می‏رود (Tawfik et al., 2021). از تبعات مهم افزایش فلزات سنگین در گیاه، تولید رادیکال‏های آزاد اکسیژن است که موجب افزایش فعالیت رادیکال‏های سوپراکسید، هیدروکسیل، هیدروژن پراکسید و افزایش اکسیداسیون NADPH می‏شود. رادیکال‏های تولیدشده موجب هیدرولیز ماکرومولکول‏هایی مانند DNA و آسیب به غشای سلولی و نشت یونی می‏شود. ROS تولید شده توسط کادمیوم، مانند H2O2، مربوط به اثر فیتوتوکسیک کادمیوم می‏باشد، همچنین ROS به عنوان مولکول‏های سیگنال در تحریک ژن‏های دفاعی در برابر سمیت کادمیوم عمل می‏کندAli) (et al., 2015. بیانی و همکاران اشاره کردند که تحت تنش کادمیوم گیاهان می‏توانند گونه‏های فعال اکسیژن را به اشکال H2O2 و TBARS تبدیل کنند که چنین مشاهداتی تحت شرایط تنشی مختلف در چندین مطالعات دیگر نیز بیان شده است (Biyani et al., 2019).

براساس داده‏های این پژوهش، بیشترین غلظت کادمیوم در نمونه‏های کاهوی تحت تیمار با سطوح بالای کادمیوم مشاهده شد. پتانسیل سمیت فلزات سنگین، بستگی به غلظت آنها در محیط ریشه دارد به طوری‏که، هرچه غلظت فلز در اطراف ریشه بیشتر باشد جذب آن توسط گیاه افزایش خواهد داشتFuentes et al., ) (2007. مطالعات بیان داشتند که انباشتگی کادمیوم در ریشه‏ی کاهو می‏تواند یک استراتژی مثبت به شمار آید زیرا از انتقال زیاد کادمیوم به بخش‏های هوایی گیاه که جنبه‏ی تغذیه‏ای دارند جلوگیری کرده و مانع از آسیب به بخش‏های‏ هوایی می‏شود در حالی‏که در مطالعه حاضر، با افزایش سطوح کادمیوم ارائه شده به کاهو انباشتگی آن با گذشت زمان در اندام‏های هوایی نیز بیشتر شد. تجمع بیشتر کادمیوم در ریشه‏ی گیاهان، ناشی از ورود آن‏ها به فضای آپوپلاستی ریشه است که به آسانی توسط محلول غذایی و بدون برخورد با حلقه‏ی کاسپارین در عمق ریشه‏ی گیاه تا نزدیکی لایه‏ی آندودرم نفوذ می‏کندRamos et al., ) (2002. در مطالعه حاضر، فاکتور انتقال کادمیوم درگیاه کاهو نشان داد که در سطوح پایین کادمیوم، کاهش انتقال از ریشه به اندام‏های هوایی به دلیل افزایش تولید فیتوکلاتین‏ها و پیش سازهای آن‏ها می‏باشد که به کادمیوم متصل شده و مانع از تحرک زیاد کادمیوم می‏شود (Akhter, 2012). همچنین، قابلیت ریشه در تجمع کادمیوم جذب شده را می‏توان از طریق مکانیسم‏هاي متعددي از جمله غیرمتحرك شدن کادمیوم در داخل سلول به واسطه تشکیل کمپلکس با اسیدهاي آلی مانند مالات و اگزالات، پروتئین‏هاي ناقل به نام Metallothioneins، تجمع در داخل واکوئل و مسدود شدن به وسیله سلول‏هاي اپیدرمی توجیه کرد (Barcelo et al., 1988). در حالی‏که، با افزایش غلظت کادمیوم در خاک انتقال کادمیوم از ریشه به بخش‏های هوایی افزایش می‏یابد که در مطالعه‏ی حاضر نیز با افزایش غلظت تیمار کادمیوم (90 میکروگرم در گرم پرلیت)، میزان فاکتور انتقال کادمیوم افزایش نشان داد بدین صورت که انتقال کادمیوم از ریشه به اندام هوایی در گیاه کاهوی تحت تیمار با غلظت‏های 30، 60 و 90 میکروگرم در گرم پرلیت به ترتیب 0.57، 0.55 و 0.60 درصد افزایش یافت که این امر نشاندهنده‏ی این است که کاهو به عنوان یک گیاه Cd-hyperaccumulator شناخته شده است (Fontes et al., 2014). همچنین، مطالعات مختلف بر روی گیاه کاهو وImpatiens Glandulifera نشان داد که با افزایش غلظت کلرید کادمیوم میزان فاکتور انتقال (TF) افزایش یافت همچنین فاکتورهای تجمع زیستی (BAF) و ضریب انتقال (TC) کادمیوم با افزایش غلظت کادمیوم بالاتر از 1 بود که با نتایج بدست آمده در پژوهش حاضر مطابقت داردYazdi) (et al., 2019; Coakley et al., 2019. با توجه به نتایج پژوهش حاضر، ظرفیت بالای کاهو در انباشتگی کادمیوم در بخش‏های مختلف منجر به افزایش نگرانی‏ها در ارتباط با ورود آلودگی‏های فلزات سنگین به زنجیره‏ی غذایی و مسمومیت انسانی می‏شود. براساس آمار موسسه استاندارد ایران به شماره 12968 میزان مجاز کادمیوم در گیاه کاهو 0.00026 میلی‏گرم در کیلوگرم می‏باشد، همچنین مطابق توصیه FAO-WHO حداکثر مقدار مجاز کادمیوم نباید از 0.1 میلی گرم در کیلوگرم خاک تجاوز کندBerg, ) (2003. در حالی‏که،  نتایج  بدست آمده از این پژوهش نشان داد غلظت کادمیوم انباشته شده در ریشه گیاه کاهوي تحت تیمار با غلظت 30، 60 و 90 میکروگرم در گرم پرلیت به ترتیب برابر با 1.386، 1.533 و 1.641 میلی‏گرم در گرم وزن خشک گیاه بدست آمد و در اندام هوایی گیاه کاهو به ترتیب 0.816، 0.864 و 0.998 میلی‏گرم در گرم وزن خشک گیاه حاصل شد که بالاتر از حد مجاز اعلام شده بود. این یافته‏ها نشان از این موضوع دارد که کاهو توانایی بسیار بالای برای تجمع کادمیوم دارد و کنترل کشت سبزیجاتی مانند کاهو در خاک‏های عاری از آلودگی جهت حفظ سلامت انسان از اهمیت ویژه‏ای برخوردار است. در همین راستا صالحی‏پور باورساد و همکاران در تحقیقی نشان دادند که غلظت کادمیوم موجود در سبزیجات بالاتر از حد استاندارد سازمان بهداشت جهانی بوده و ورود این عناصر به زنجیره‏ی غذایی خطر بسیار جدی را برای مصرف‏کنندگان به دنبال دارد (Baversad et al., 2014). نتایج فاکتور تجمع زیستی نیز نشاندهنده‏ی ظرفیت بالای گیاه کاهو جهت انباشتگی عناصر سنگین در بافت‏های خود است، در این پژوهش نیز BAF کمتر از 1، بیانگر بالا بودن غلظت فلز کادمیوم در کاهو نسبت به خاک می‏باشد. تجمع کادمیوم در بافت‏های کاهو زنگ خطری برای سلامت انسان در زمان استفاده از قسمت‏های خوراکی این گیاه است. با اینکه انتقال فلزات سنگین توسط گیاهان و ورود آنها به زنجیره‏ی غذایی انسان‏ها در کوتاه مدت خطر جدی به شمار نمی‏آید ولی در درازمدت می‏تواند منجر به بروز مسمومیت و حتی برای سلامتی کشنده باشدDala-) (Paula et al., 2018.

در ارتباط با تغییر غلظت عناصر معدنی تحت تاثیر کادمیوم، جذب سه عنصر کلسیم، پتاسیم و روی توسط ریشه گیاه کاهو در سطوح بالای تیمار کادمیوم نسبت به نمونه‏ی شاهد کاهش یافت که به نظر می‏رسد میزان بالای کادمیوم در خاک بر میزان جذب عناصر معدنی و میزان این عناصر در بافت‏های گیاه کاهو تاثیرگذار است. مطالعات Tester و همکاران (2003) نشان دادند که جذب پتاسیم توسط ریشه گیاه ذرت تحت تاثیر کادمیوم کاهش یافت تحرک بالای کادمیوم یکی از مهمترین دلایل جهت کاهش جذب عناصر ضروری در گیاهان می‏باشدTester) (and Davenport, 2003. همچنین، نتایج پژوهش‏های Sufian و همکاران (2019) بر روی گیاه عدسک آبی نشان داد که سطوح بالای کادمیوم (80 میلی گرم بر لیتر) منجر به کاهش میزان کلسیم و پتاسیم شد که تاییدی بر نتایج مطالعه حاضر می‏باشد (Sufian et al., 2019). به علاوه، میزان عناصر معدنی در گیاهان تحت تیمار نسبت به حد استاندارد ملی اعلام شده برای انواع سبزیجات برگی (013/0 میلی‏گرم در کیلوگرم وزن بدن) کمتر بود. با توجه به این موضوع بسیاری از تحقيقات نشان داده‏اند كه غلظت عناصر پرمصرف گياه در حضور كادميوم بشدت كاهش مي‏يابد، بطوري‏كه محتوي كاتيون‏هاي چند ظرفيتي مي‏تواند در حضور كادميوم از طريق رقابت بر سر جايگاه‏هاي پيوندي يا توسط ناقلين تحت تأثير قرار گيرد و هموستاز یونی تحت 

تنش کادمیوم مختل شود (Sandalio et al., 2001).

نتایج مطالعات متعدد بر روی گیاه تربچه حاکی از آن بود که غلظت‏های بالای فلز کادمیوم در ریشه مانع از انتقال عناصر ریزمغذی مانند آهن به اندام‏های هوایی شده و در نتیجه برگ‏ تربچه مقدار آهن کمتری دریافت می‏کند و به این ترتیب مصرف برگ این گیاهان قابلیت تامین مواد مورد نیاز بدن انسان را نخواهد داشتSinisha and) (Puthur, 2018. روی عنصر ریزمغذی ضروری برای رشد و توسعه‏ی گیاه و به عنوان ترکیب مهم در ساختار آنزیم‏ها و پروتئین‏های تنظیم کننده رونویسی می‏باشد. در پژوهشی گزارش شد که در گیاهان ذرت و گوجه فرنگی تحت تنش کادمیوم میزان عنصر روی کاهش نشان داد و این موضوع احتمالا ناشی از وجود ناقل‏های پروتئینی مشترک جهت ورود این دو عنصر به داخل سلول و شباهت شیمیایی این دو عنصر موجب رقابت و اثر آنتاگونیستی آن‏ها شده است (Tkalec et al., 2014). شاه و دوبی (1998) اظهار داشتند که غلظت 500 میکرومولار کادمیوم در محلول‏هاي غذایی سبب کاهش معنی‏داری فعالیت آنزیم‏های فسفاتاز قلیایی و اسیدي می‏شود و در نتیجه کاهش 68 تا 77 درصدي جذب فسفات در شاخساره دو رقم برنج را به دنبال داشت. براساس گزارش آن‏ها، کاهش فعالیت آنزیمی در خاک‏های آلوده به کادمیوم سبب  مختل شدن چرخه عناصر غذایی به ویژه فسفر می‏شودShah and Dubey, ) (1997. 

 

نتیجه‏گیری

در این پژوهش، اثر کلریدکادمیوم بر میزان جذب و انباشتگی کادمیوم در بافت‏های مختلف کاهو مورد ارزیابی قرار گرفت. براساس نتایج بدست آمده با افزایش سطوح کلریدکادمیوم در خاک میزان فنل، فلاونوئید و ظرفیت آنتی‏اکسیدانی گیاه کاهو نسبت به نمونه‏ی شاهد افزایش معنی‏داری داشت. این پژوهش نشاندهنده‏ی این موضوع بود که رشد گیاهان در خاک‏های آلوده به کادمیوم حتی در غلظت‏های کم نیز منجر به افزایش فعالیت آنتی‏اکسیدانی و متابولیت‏های ثانویه آن‏ها می‏شود. همچنین، میزان پروتئین کل، قند محلول، محتوی آمینواسیدهای آزاد و شاخص‏های تنش اکسیداتیو (پرولین، مالون دی‏آلدهید و پراکسید هیدروژن) گیاه کاهو تحت تنش کادمیوم افزایش نشان داد. در شرایط آلودگی ناشی از کادمیوم، میزان فاکتور تجمع زیستی (BAF) گیاه کاهو بالای 1 بود که این امر نشان می‏دهد کاهو به عنوان گیاه تجمع‏کننده کادمیوم می‏باشد. به‏طوری‏که، میزان تجمع یون کادمیوم در ریشه بیشتر از اندام هوایی گیاه کاهو بود. به علاوه، در این مطالعه افزایش میزان فاکتور انتقال (TF) با افزایش سطوح کادمیوم نشان می‏دهد که انتقال کادمیوم از ریشه به اندام هوایی افزایش یافته است که این امر نشان می‏دهد سبزیجات برگی مانند کاهو، از جمله مهمترین جذب کننده‏های فلزات سنگین هستند که از طریق تعرق زیاد، قسمت عمده فلزات سنگین، در اندام‏های هوایی این گیاهان تجمع می‏یابد. براساس نتایج بدست آمده از این پژوهش، در گیاه کاهوي مورد ارزیابی ميانگين غلظت کادميوم انباشته شده در ریشه و اندام هوایی به ترتیب برابر با 641/1 و 998/0 میلی‏گرم در گرم وزن خشک گیاه بود که این میزان بالاتر از حد مجاز گزارش شده توسط سازمان بهداشت جهانی (WHO) است. باتوجه به اینکه گیاهان نقش بسزایی در انتقال فلزات سنگین در خاک‏های کشت شده بر عهده دارند و راهی برای ورود سموم و آلاینده‏ها به چرخه غذایی می‏باشند بنابراین، مدیریت کشت سبزیجات برگی در مناطق آلوده به فلزات سنگین به عنوان یکی از مهمترین منابع غذایی جوامع بشری بسیار حائز اهمیت است. به طور کلی، این پژوهش درک بهتری را از نقش گیاه کاهو به عنوان گیاه بیش انباشته‏گر در خاک‏های آلوده به کادمیوم نشان می‏دهد. با این وجود، با توجه به اینکه گیاه کاهو قادر به تجمع زیاد کادمیوم در ریشه خود می‏باشد بنابراین، در هنگام کشت گیاه کاهو اندازه‏گیری و آنالیز خاک‏های آلوده به فلزات سنگین جهت حفظ سلامت مصرف‏کنندگان ضروری می‏باشد.

 

سپاسگزاری

بدينوسيله از دانشگاه‏های تبریز و شهید چمران براي تأمين هزينه‏هاي اين پژوهش، تشكر و قدرداني مي‏گردد.

 

منابع

Abdalla, M. A., Li, F., Wenzel-Storjohann, A., Sulieman, S., Tasdemir, D. & Mühling, K. H. (2021). Comparative metabolite profile, biological activity and overall quality of three lettuce (Lactuca sativa L., Asteraceae) cultivars in response to sulfur nutrition. Pharmaceutics, 13(5), 713. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13050713.

 

Akhter, F. (2012). Cadmium accumulation and distribution in lettuce and barley. The University of Western Ontario (Canada). 

Ali, B., Deng, X., Hu, X., Gill, R. A., Ali, S., Wang, S. & Zhou, W. (2015). Deteriorative Effects of Cadmium Stress on Antioxidant System and Cellular Structure in Germinating Seeds of Brassica napus L. Journal of Agricultural Science and Technology, 17(1), 63-74.‏ 20.1001.1.16807073.2015.17.1.2.3.

Barcelo, J., Vazquez, M. D. & Poschenrieder, C. H. (1988). Structural and ultrastructural disorders in cadmium‐treated bush bean plants (Phaseolus vulgaris L.). New phytologist, 108(1), 37-49.  https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1988.tb00202.x.

Bates, L. S., Waldren, R. A. & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil, 39, 205-207.‏ https://doi.org/10.1007/BF00018060.

Baversad, M. S., Ghorbani, H., Afyuni, M. & KheirAbadi, H. (2014). The potential risk assessment of heavy metals on human health in some agricultural products in Isfahan province. JWSS-Isfahan University of Technology, 18(67), 71-81 [In Persian].

Berg, T. (2003). How to establish international limits for mycotoxins in food and feed. Food Control, 14(4), 219-224.‏ https://doi.org/10.1016/S0956-7135(02)00021-X.

Bichi, A. M. & Ibrahim, S. R. (2018). Plant diversity and profile distribution of some available Micronutrients in selected soils of Kano State, Nigeria. Bayero Journal of Pure and Applied Sciences, 11(2), 20-31.‏ 10.4314/bajopas.v11i2.4.

Biyani, K., Tripathi, D. K., Lee, J. H. & Muneer, S. (2019). Dynamic role of iron supply in amelioration of cadmium stress by modulating antioxidative pathways and peroxidase enzymes in mungbean. AoB Plants, 11(2), plz005.‏ https://doi.org/10.1093/aobpla/plz005.

Boominathan, R. & Doran, P. M. (2002). Ni‐induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumulator, Alyssum bertolonii. New phytologist, 156(2), 205-215.‏ https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2002.00506.x.

Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry, 72(1-2), 248-254.‏https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3.

Chang, C. C., Yang, M. H., Wen, H. M. & Chern, J. C. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of food and drug analysis, 10(3).‏ https://doi.org/10.38212/2224-6614.2748.

Coakley, S., Cahill, G., Enright, A. M., O’Rourke, B. & Petti, C. (2019). Cadmium hyperaccumulation and translocation in Impatiens glandulifera: from foe to friend. Sustainability, 11(18), 5018.‏ https://doi.org/10.3390/su11185018.

Dala-Paula, B. M., Custódio, F. B., Knupp, E. A., Palmieri, H. E., Silva, J. B. B. & Glória, M. B. A. (2018). Cadmium, copper and lead levels in different cultivars of lettuce and soil from urban agriculture. Environmental pollution, 242, 383-389.‏ https://doi.org/10.1016/j.envpol.2018.04.101.

de Silva, N. D. G., Cholewa, E. & Ryser, P. (2012). Effects of combined drought and heavy metal stresses on xylem structure and hydraulic conductivity in red maple (Acer rubrum L.). Journal of experimental botany, 63(16), 5957-5966.‏ https://doi.org/10.1093/jxb/ers241.

Dhir, B., Sharmila, P. & Saradhi, P. P. (2004). Hydrophytes lack potential to exhibit cadmium stress induced enhancement in lipid peroxidation and accumulation of proline. Aquatic toxicology, 66(2), 141-147.‏ https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2003.08.005.

Eid, E. M. & Shaltout, K. H. (2016). Bioaccumulation and translocation of heavy metals by nine native plant species grown at a sewage sludge dump site. International Journal of Phytoremediation, 18(11), 1075-1085.‏ https://doi.org/10.1080/15226514.2016.1183578.

El-Beltagi, H. S., Mohamed, H. I. & Sofy, M. R. (2020). Role of ascorbic acid, glutathione and proline applied as singly or in sequence combination in improving chickpea plant through physiological change and antioxidant defense under different levels of irrigation intervals. Molecules, 25(7), 1702.‏ 10.3390/molecules25071702.

Emanuil, N., Akram, M. S., Ali, S., El-Esawi, M. A., Iqbal, M., & Alyemeni, M. N. (2020). Peptone-induced physio-biochemical modulations reduce cadmium toxicity and accumulation in spinach (Spinacia oleracea L.). Plants, 9(12), 1806. https://doi.org/ 10.3390/plants9121806.

Fontes, R. L., Pereira, J., & Neves, J. C. (2014). Uptake and translocation of Cd and Zn in two lettuce cultivars. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 86, 907-922.‏  https://doi.org/10.1590/0001-37652014117912.

Fuentes, D., Disante, K. B., Valdecantos, A., Cortina, J., & Vallejo, V. R. (2007). Response of Pinus halepensis Mill. seedlings to biosolids enriched with Cu, Ni and Zn in three Mediterranean forest soils. Environmental Pollution, 145(1), 316-323.‏ https://doi.org/10.1016/j.envpol.2006.03.005.

Genchi, G., Sinicropi, M. S., Lauria, G., Carocci, A. & Catalano, A. (2020). The effects of cadmium toxicity. International journal of environmental research and public health, 17(11), 3782.‏ https://doi.org/10.3390/ijerph17113782.

Głowacka, K., Olszewski, J., Sowiński, P., Kalisz, B. & Najdzion, J. (2022). Developmental and physiological responses of Pisum sativum L. after short-and long-time cadmium exposure. Agriculture, 12(5), 637.‏ https://doi.org/10.3390/agriculture12050637.

Haghighi, M., Kafi, M., Taghavi, T. S., Kashi, A. K. & Savabeghi, G. (2010). Effect of Humic Acid on N, P and Stress Indicators of Lettuce Polluted by Cadmium. Water and Soil Science, 20(1), 87-98‏ [In Persian].

Harinasut, P., Poonsopa, D., Roengmongkol, K. & Charoensataporn, R. (2003). Salinity effects on antioxidant enzymes in mulberry cultivar. Science Asia, 29(2), 109-113.‏ 

He, Y., Dai, S., Dufresne, C. P., Zhu, N., Pang, Q. & Chen, S. (2013). Integrated proteomics and metabolomics of Arabidopsis acclimation to gene-dosage dependent perturbation of isopropylmalate dehydrogenases. PLoS One, 8(3), e57118. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0057118.

Hwang, M. N. & Ederer, G. M. (1975). Rapid hippurate hydrolysis method for presumptive identification of group B streptococci. Journal of Clinical Microbiology, 1(1), 114-115.‏ https://doi.org/10.1128/jcm.1.1.114-115.1975.

Kochert, G. (1978). Carbohydrate determination by the phenol-sulfuric acid method. Handbook of phycological methods, Physiological and biochemical methods., 95.‏ 

Krzesłowska, M. (2011). The cell wall in plant cell response to trace metals: polysaccharide remodeling and its role in defense strategy. Acta physiologiae plantarum, 33, 35-51.‏ https://doi.org/10.1007/s11738-010-0581-z.

Kubier, A., Wilkin, R. T. & Pichler, T. (2019). Cadmium in soils and groundwater: a review. Applied Geochemistry, 108, 104388.‏ https://doi.org/10.1016/j.apgeochem.2019.104388.

Kumar, S., Shah, S. H., Vimala, Y., Jatav, H. S., Ahmad, P., Chen, Y. & Siddique, K. H. (2022). Abscisic acid: Metabolism, transport, crosstalk with other plant growth regulators, and its role in heavy metal stress mitigation. Frontiers in Plant Science, 13, 972856.‏ https://doi.org/10.3389/fpls.2022.972856.

Luo, J. S. & Zhang, Z. (2021). Mechanisms of cadmium phytoremediation and detoxification in plants. The Crop Journal, 9(3), 521-529.‏ https://doi.org/10.1016/j.cj.2021.02.001.

Manquián-Cerda, K., Cruces, E., Escudey, M., Zúñiga, G. & Calderón, R. (2018). Interactive effects of aluminum and cadmium on phenolic compounds, antioxidant enzyme activity and oxidative stress in blueberry (Vaccinium corymbosum L.) plantlets cultivated in vitro. Ecotoxicology and environmental safety, 150, 320-326.‏ https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2017.12.050.

Márquez-García, B., Fernández-Recamales, M. & Córdoba, F. (2012). Effects of cadmium on phenolic composition and antioxidant activities of Erica andevalensis. Journal of Botany, 2012.‏ 10.1155/2012/936950.

Meda, A., Lamien, C. E., Romito, M., Millogo, J. & Nacoulma, O. G. (2005). Determination of the total phenolic, flavonoid and proline contents in Burkina Fasan honey, as well as their radical scavenging activity. Food chemistry, 91(3), 571-577.‏ https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2004.10.006.

Miliauskas, G., Venskutonis, P. R. & Van Beek, T. A. (2004). Screening of radical scavenging activity of some medicinal and aromatic plant extracts. Food chemistry, 85(2), 231-237.‏ https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2003.05.007.

Mohamed, R. E. (2021). Investigating the Role of Porcupine and WNTless: Components of WNT Signalling Pathway in Response to Endoplasmic Reticulum, Oxidative, Hypoxia and Environmental Toxins Stesses (Doctoral dissertation, Carleton University).‏ https://doi.org/https://doi.org/10.22215/etd/2021-14744.

Muneer, S., Kim, T. H. & Qureshi, M. I. (2012). Fe modulates Cd-induced oxidative stress and the expression of stress responsive proteins in the nodules of Vigna radiata. Plant Growth Regulation, 68, 421-433.‏ https://doi.org/10.1007/s10725-012-9731-1.

Payehghadr, M., Esmaeilpour, S., Kazem Rofouei, M. & Adlnasab, L. (2013). Determination of trace amount of cadmium by atomic absorption spectrometry in table salt after solid phase preconcentration using octadecyl silica membrane disk modified by a new derivative of pyridine. Journal of Chemistry, 2013.‏ https://doi.org/10.1155/2013/417085.

Ramos, I., Esteban, E., Lucena, J. J. & Gárate, A. (2002). Cadmium uptake and subcellular distribution in plants of Lactuca sp. Cd–Mn interaction. Plant science, 162(5), 761-767.‏ https://doi.org/10.1016/S0168-9452(02)00017-1.

Roa, J. (2023). Informal Food Markets in Quezon City and Pasay City, Philippines: A Rapid Assessment. Resilient Cities Initiative Research Report.‏ https://doi.org/10.4160/9789290606642.

Sandalio, L. M., Dalurzo, H. C., Gomez, M., Romero‐Puertas, M. C. & Del Rio, L. A. (2001). Cadmium‐induced changes in the growth and oxidative metabolism of pea plants. Journal of experimental botany, 52(364), 2115-2126.‏ https://doi.org/10.1093/jexbot/52.364.2115.

Sakihama, Y., Cohen, M. F., Grace, S. C. & Yamasaki, H. (2002). Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics-induced oxidative damage mediated by metals in plants. Toxicology, 177(1), 67-80.‏ https://doi.org/10.1016/S0300-483X(02)00196-8.

Sanjari, M., Siroosmehr, A. & Fakheri, B. (2015). The effects of drought stress and humic acid on some physiological characteristics of roselle (Hibiscus sabdariffa). Journal of Crops Improvement, 17(2)‏ [In Persian].

Schat, H., Sharma, S. S. & Vooijs, R. (1997). Heavy metal‐induced accumulation of free proline in a metal‐tolerant and a nontolerant ecotype of Silene vulgaris. Physiologia plantarum, 101(3), 477-482.‏ https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1997.tb01026.x.

Shah, K. & Dubey, R. S. (1997). Effect of cadmium on proline accumulation and ribonuclease activity in rice seedlings: role of proline as a possible enzyme protectant. Biologia Plantarum, 40, 121-130.‏ https://doi.org/10.1023/A:1000956803911.

Shahid, M., Dumat, C., Khalid, S., Niazi, N. K. & Antunes, P. M. (2017). Cadmium bioavailability, uptake, toxicity and detoxification in soil-plant system. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology Volume 241, 73-137.‏ https://doi.org/10.1007/398_2016_8.

Sharma, S. S., Schat, H. & Vooijs, R. (1998). In vitro alleviation of heavy metal-induced enzyme inhibition by proline. Phytochemistry, 49(6), 1531-1535.‏ https://doi.org/10.1016/S0031-9422(98)00282-9.

Sinisha, A. K. & Puthur, J. T. (2018). Comparative study on the zinc and cadmium tolerance potential of twelve prominent rice cultivars. Journal of Crop Science and Biotechnology, 21, 201-210.‏ https://doi.org/10.1007/s12892-018-0042-0.

Sufian, J., Golchin, A., Moradi, S., Jahanban, L. & Gheiratie Arani, L. (2019). growth and nutrients concentration of duckweed (Lemna minor L.) as affected by cadmium and salinity application of aqueous solutions. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 32(3), 610-622 [In Persian].

Suhani, I., Sahab, S., Srivastava, V. & Singh, R. P. (2021). Impact of cadmium pollution on food safety and human health. Current Opinion in Toxicology, 27, 1-7.‏ https://doi.org/10.1016/j.cotox.2021.04.004.

Sun, S., Li, M., Zuo, J., Jiang, W. & Liu, D. (2015). Cadmium effects on mineral accumulation, antioxidant defence system and gas exchange in cucumber. Zemdirbyste-Agriculture, 102(2), 193-200.‏ 10.13080/z-a.2015.102.025.

Tester, M. & Davenport, R. (2003). Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Annals of botany, 91(5), 503-527.‏ https://doi.org/10.1093/aob/mcg058.

Tkalec, M., Štefanić, P. P., Cvjetko, P., Šikić, S., Pavlica, M. & Balen, B. (2014). The effects of cadmium-zinc interactions on biochemical responses in tobacco seedlings and adult plants. Plos one, 9(1), e87582.‏ https://doi.org/10.1371/journal.pone.0087582.

Tawfik, M. M., Mohamed, M. H., Sadak, M. S. & Thalooth, A. T. (2021). Iron oxide nanoparticles effect on growth, physiological traits and nutritional contents of Moringa oleifera grown in saline environment. Bulletin of the National Research Centre, 45(1), 1-9.‏ https://doi.org/10.1186/s42269-021-00624-9.

Verma, S. & Dubey, R. S. (2001). Effect of cadmium on soluble sugars and enzymes of their metabolism in rice. Biologia plantarum, 44, 117-123.‏ https://doi.org/10.1023/A:1017938809311.

Vollmannova, A., Musilova, J., Toth, T., Arvay, J., Bystricka, J., Medvecky, M. & Daniel, J. (2014). Phenolic compounds, antioxidant activity and Cu, Zn, Cd and Pb content in wild and cultivated cranberries and blueberries. International journal of environmental analytical chemistry, 94(14-15), 1445-1451. https://doi.org/10.1080/03067319.2014.974588.

Wang, W., Vinocur, B. & Altman, A. (2003). Plant responses to drought, salinity and extreme temperatures: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta, 218, 1-14.‏ https://doi.org/10.1007/s00425-003-1105-5.

Weisany, W., Sohrabi, Y., Heidari, G., Siosemardeh, A. & Ghassemi-Golezani, K. (2012). Changes in antioxidant enzymes activity and plant performance by salinity stress and zinc application in soybean ('Glycine max'L.). Plant Omics, 5(2), 60-67.‏

Yazdi, M., Kolahi, M., Kazemi, E. M. & Barnaby, A. G. (2019). Study of the contamination rate and change in growth features of lettuce (Lactuca sativa Linn.) in response to cadmium and a survey of its phytochelatin synthase gene. Ecotoxicology and Environmental Safety, 180, 295-308.‏ https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2019.04.071.

Yousuf, B., Gul, K., Wani, A. A. & Singh, P. (2016). Health benefits of anthocyanins and their encapsulation for potential use in food systems: A review. Critical reviews in food science and nutrition, 56(13), 2223-2230.‏ https://doi.org/10.1080/10408398.2013.805316.

Zhang, F., Shi, W., Jin, Z. & Shen, Z. (2002). Response of antioxidative enzymes in cucumber chloroplasts to cadmium toxicity. Journal of Plant Nutrition, 26(9), 1779-1788.‏ https://doi.org/10.1081/PLN-120023282.

Zulfiqar, U., Ayub, A., Hussain, S., Waraich, E. A., El-Esawi, M. A., Ishfaq, M. & Maqsood, M. F. (2022). Cadmium toxicity in plants: Recent progress on morpho-physiological effects and remediation strategies. Journal of soil science and plant nutrition, 1-58.‏ https://doi.org/10.1007/s42729-021-00645-3.

 

 

49