رویکردهای مربوط به انجماد در سلولهای بنیادی و سلولهای بنیادی سرطانی؛ تأثیر انجماد بر ویژگی‌های سطحی ماموسفیرها با استفاده از میکروسکوپ الکترونی روبشی
محورهای موضوعی :
1 - گروه علوم پایه، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران
کلید واژه: سلولهای بنیادی سرطانی, ماموسفیر, محیط انجماد ,
چکیده مقاله :
اهمیت انجماد و ذخیره زیستی سلولهای بنیادی به دلیل کاربردهای آنها در حوزه‌های مختلف به طور قابل توجهی افزایش یافته است. سلولهای بنیادی در حال حاضر در درمان برخی بیماری‌ها به کار می‌روند و پیش‌بینی می‌شود که نقش محوری در آینده پزشکی ایفا کنند. از سوی دیگر ، سلولهای بنیادی سرطانی (CSCs) به عنوان اهداف درمانی بالقوه ظهور کرده‌اند و الگوهای تحقیقات سرطان را به شدت تغییر داده‌اند. در نتیجه، انجماد طولانی‌مدت سلولهای بنیادی سرطانی از اهمیت بالایی برخوردار است. با این حال، شواهد موجود نتایج متناقضی را در مورد اثرات انجماد و ذوب بر سلولهای بنیادی نشان می‌دهد که شامل انواع مختلف استرس و آسیب سلولی می‌شود. علاوه بر این، مستنداتی از تغییرات در ویژگی‌های بیولوژیکی و یکپارچگی سلولهای بنیادی پس از ذوب وجود دارد. ماموسفیرها مشتق شده از رده های سلولی 4T1 ، در محیط انجماد استاندارد (90% FBS+10% DMSO) منجمد شدند و به مدت 9 ماه در نیتروژن مایع نگهداری شدند. سپس، اثر انجماد بر حفظ یکپارچگی سلولهای بنیادی سرطانی با استفاده از میکروسکوپ الکترونی مورد ارزیابی قرار گرفت داده‌های مرتبط با میکروگراف‌های میکروسکوپ الکترونی روبشی ، به وضوح نشان داد که ماموسفیرهای غنی از سلولهای بنیادی سرطانی پس از ذوب یکپارچگی و مورفولوژی و ویژگی‌های سطح سلولی خود را حفظ می‌کنند. بنابر این، این روش کرایوپرزرویشن یک استراتژی مؤثر و قابل اعتماد جهت ذخیره سازی CSC ها برای پروژه های CSC آینده در اختیار محققان قرار می دهد.
The importance of cryopreservation and biobanking of stem cells has significantly increased owing to their applications across diverse domains. Stem cells are currently employed in the treatment of some diseases and are anticipated to play a crucial role in the future of medicine. On the other hand, cancer stem cells (CSCs) have emerged as potential therapeutic targets, thereby profoundly transforming paradigms within cancer research. Consequently, the long-term cryopreservation of CSCs is of paramount importance. Nonetheless, existing evidence suggests inconsistent results concerning the effects of cryopreservation and thawing on stem cells, which include various forms of cellular stress and damage. Moreover, there is documentation of changes in biological characteristics and integrity in stem cells following thawing. Mammospheres derived from 4T1 cell lines were frozen in standard freezing medium (90% FBS+10% DMSO) and stored in liquid nitrogen for 9 months. Then, cryopreservation effect on preservation of CSCs maintaining the integrity of cancer stem cells was evaluated using electron microscopy and compared with their fresh counterparts. The data obtained from scanning electron microscopy micrographs unequivocally demonstrated that cancer stem cell-enriched mammospheres preserved their structural integrity, morphological characteristics, and cell surface properties following the thawing process. Consequently, this cryopreservation technique offers researchers a robust and dependable approach for the conservation of cancer stem cells for prospective research endeavors.
1. Ramalho-Santos M, Willenbring H. On the origin of the term “stem cell”. Cell stem cell. 2007;1(1):35-8.
2. Loya K. Chapter 11 - Stem Cells. In: Padmanabhan S, editor. Handbook of Pharmacogenomics and Stratified Medicine. San Diego: Academic Press; 2014. p. 207-31.
3. Evans MJ, Kaufman MH. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature. 1981;292(5819):154-6.
4. Khan FA, Almohazey D, Alomari M, Almofty SA. Isolation, culture, and functional characterization of human embryonic stem cells: current trends and challenges. Stem cells international. 2018;2018.
5. Wagers AJ, Weissman IL. Plasticity of adult stem cells. Cell. 2004;116(5):639-48.
6. Eini L, Naghash N, Larijani B, Ai J, Majidzadeh K, Sadroddiny E, et al. Expression of indoleamine 2 3-dioxygenase in endometrial mesenchymal stem cells treated with gamma interferon. Iranian Journal of Diabetes and Lipid Disorders. 2014;13(2):153-62.
7. Esmaeili R, Darbandi-Azar A, Sadeghpour A, Majidzadeh AK, Eini L, Jafarbeik-Iravani N, et al. Mesenchymal Stem Cells Pretreatment With Stromal-Derived Factor-1 Alpha Augments Cardiac Function and Angiogenesis in Infarcted Myocardium. The American journal of the medical sciences. 2021;361(6):765-75.
8. Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. cell. 2006;126(4):663-76.
9. Takahashi K, Tanabe K, Ohnuki M, Narita M, Ichisaka T, Tomoda K, et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. cell. 2007;131(5):861-72.
10. Aguilar-Gallardo C, Simón C, editors. Cells, stem cells, and cancer stem cells. Seminars in reproductive medicine; 2013: Thieme Medical Publishers.
11. De Francesco EM, Sotgia F, Lisanti MP. Cancer stem cells (CSCs): metabolic strategies for their identification and eradication. Biochemical Journal. 2018;475(9):1611-34.
12. Lonardo E, Hermann PC, Heeschen C. Pancreatic cancer stem cells–update and future perspectives. Molecular Oncology. 2010;4(5):431-42.
13. Bonnet D, Dick JE. Human acute myeloid leukemia is organized as a hierarchy that originates from a primitive hematopoietic cell. Nature medicine. 1997;3(7):730-7.
14. Al-Hajj M, Wicha MS, Benito-Hernandez A, Morrison SJ, Clarke MF. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2003;100(7):3983-8.
15. Karimi-Busheri F, Rasouli-Nia A. Integration, networking, and global biobanking in the age of new biology. Biobanking in the 21st Century. 2015:1-9.
16. Sullivan S, Fairchild PJ, Marsh SGE, Müller CR, Turner ML, Song J, et al. Haplobanking induced pluripotent stem cells for clinical use. Stem cell research. 2020;49:102035.
17. Ji TT, Niu SS, Fang MH, Xu LX, Wang X, Zou J, et al. Genome editing HLA alleles for a pilot immunocompatible hESC line in a Chinese hESC bank for cell therapies. Cell proliferation. 2023;56(5):e13471.
18. Nevi L, Cardinale V, Carpino G, Costantini D, Di Matteo S, Cantafora A, et al. Cryopreservation protocol for human biliary tree stem/progenitors, hepatic and pancreatic precursors. Scientific Reports. 2017;7(1):6080.
19. Rodrigues PM, Banales JM. Applications of organoids in regenerative medicine: A proof-of-concept for biliary injury. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 2021;18(6):371-2.
20. Wu K, Shardt N, Laouar L, Elliott JA, Jomha NM. Vitrification of particulated articular cartilage via calculated protocols. NPJ Regenerative medicine. 2021;6(1):15.
21. Grau S, Martín-García E, Ferrández O, Martín R, Tejedor-Vaquero S, Gimeno R, et al. Covid-19 mrna vaccines preserve immunogenicity after re-freezing. Vaccines. 2022;10(4):594.
22. Fu Y, Dang W, He X, Xu F, Huang H. Biomolecular Pathways of Cryoinjuries in Low-Temperature Storage for Mammalian Specimens. Bioengineering. 2022;9(10):545.
23. Ware CB, Nelson AM, Anthony Blau C. Controlled-rate freezing of human ES cells. Biotechniques. 2005;38(6):879-83.
24. Karimi-Busheri F, Zadorozhny V, Carrier E, Fakhrai H. Molecular integrity and global gene expression of breast and lung cancer stem cells under long-term storage and recovery. Cell and tissue banking. 2013;14:175-86.
25. Karimi-Busheri F, Zadorozhny V, Shawler DL, Fakhrai H. The stability of breast cancer progenitor cells during cryopreservation: maintenance of proliferation, self-renewal, and senescence characteristics. Cryobiology. 2010;60(3):308-14.
26. Chong Y-K, Toh T-B, Zaiden N, Poonepalli A, Leong SH, Ong CEL, et al. Cryopreservation of neurospheres derived from human glioblastoma multiforme. Stem cells. 2009;27(1):29-39.
27. Eini L, Naseri M, Karimi‐Busheri F, Bozorgmehr M, Ghods R, Madjd Z. Primary colonospheres maintain stem cell‐like key features after cryopreservation. Journal of Cellular Physiology. 2020;235(3):2452-63.
28. Canavan HE, Cheng X, Graham DJ, Ratner BD, Castner DG. Cell sheet detachment affects the extracellular matrix: a surface science study comparing thermal liftoff, enzymatic, and mechanical methods. Journal of Biomedical Materials Research Part A: An Official Journal of The Society for Biomaterials, The Japanese Society for Biomaterials, and The Australian Society for Biomaterials and the Korean Society for Biomaterials. 2005;75(1):1-13.
29. Tsuji K, Ojima M, Otabe K, Horie M, Koga H, Sekiya I, et al. Effects of different cell-detaching methods on the viability and cell surface antigen expression of synovial mesenchymal stem cells. Cell transplantation. 2017;26(6):1089-102.
30. Ehrhart F, Schulz J, Katsen-Globa A, Shirley S, Reuter D, Bach F, et al. A comparative study of freezing single cells and spheroids: towards a new model system for optimizing freezing protocols for cryobanking of human tumours. Cryobiology. 2009;58(2):119-27.
31. Raju G, Krishna KM, Prakash G, Madan K. Vitrification: an emerging technique for cryopreservation in assisted reproduction programmes. Embryo Talk. 2006;1(4):210-27.