اثر تلقیح دوگانه برادی‌ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر ویژگی‌های فیزیولوژیک و عملکرد دانه سویا (Glycine max L.) تحت تنش خشکی

الموضوعات : Environmental ecology

محمدعلی زیرک قوتوربلاغ ¹ , شهرام مهری ² , حسین سلیمان زاده ³ , محمدحسین انصاری ⁴

1 - گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران،
2 - گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران،
3 - گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران،
4 - گروه زراعت، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران،

تاريخ الإرسال : 13 الأحد , شعبان, 1444 تاريخ التأكيد : 28 السبت , ذو القعدة, 1444 تاريخ الإصدار : 15 الجمعة , ذو الحجة, 1445

الکلمات المفتاحية: تنش خشکی , ریزوبیوم, سویا , عملکرد روغن و دانه میکوریزا,

ملخص المقالة :

خشکسالی در حال تبدیل شدن به یک تهدید بزرگ برای تولید محصولات زراعی در جهان است. حبوبات به تنش خشکی حساس بوده و آثار منفی آن در عملکرد، پروتئین و روغن دانه نمایان می‌شود. به همین منظور مطالعه مزرعه‌ایی دوساله (1400-1399)، به صورت کرت‌های خرد شده با سه تکرار در دشت مغان، اردبیل، انجام شد. فاکتورهای آزمایش شامل تنش خشکی در سه سطح (60، 100 و 140 میلی‌متر تبخیر از تشتک کلاس A) به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونه‌های قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum،  Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis، و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک شاهد)، می‌باشد. نتایج نشان داد که افزایش شدت تنش خشکی در هر دو سال وزن خشک بوته، تعداد غلاف، تعداد دانه در بوته، عملکرد دانه و روغن را در همه تیمارها کاهش داد اما این کاهش در برخی از تیمارها، به‌ویژه در تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و  B. japonicum + G. fasciculatum کمتر بود، اما برعکس، در همه تیمارها افزایش غلظت کلروفیل a، پرولین، مالون‌دی‌آلدئید  و فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز  تحت تنش خشکی (100 و 140 میلی‌متر) در مقایسه با شرایط آبیاری نرمال مشاهده شد.  در این تحقیق غلظت آهن و فسفر دانه تحت تاثیر برهمکنش تنش خشکی و میکروارگانیسم‌ها قرار نگرفت و نیز بیشترین مقدار فسفر دانه در سطح 100 میلی‌متر، مشاهده شد. در بین تیمارها نیز، تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و  B. japonicum + G. fasciculatum نسبت به دیگر تیمارها، بر بهبود تحمل گیاه سویا به خشکی، اثر بیشتری داشتند. بر اساس نتایج به دست آمده می‌توان تلقیح توام گیاه سویا با باکتری ریزوبیومی و گونه R. irregularis میکوریزا، را برای بهبود تحمل گیاه در برابر تنش خشکی و افزایش عملکرد دانه و روغن، پیشنهاد داد.

المصادر:

Al-Karaki, G. N., and Williams, M. (2021). Mycorrhizal mixtures affect the growth, nutrition, and physiological responses of soybean to water deficit. Acta Physiologiae Plantarum, 43(5): 75. https://doi.org/10.1007/s11738-021-03250-0
Arnon, D. 1949. Copper enzymes in isolated chloroplasts polyphenoloxidase in Beta Vulgaris. Plant Physiology, 24 (1): 1-15. DOI: 10.1104/pp.24.1.1
Asadi Rahmani, H., Saleh-Rastin, N., Khavazi, K., Asgharzadeh, A., Fewer, D., Kiani, S., and Lindström, K. (2009). Selection of thermotolerant bradyrhizobial strains for nodulation of soybean (Glycine max L.) in semi-arid regions of Iran. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 25: 591-600. https://doi.org/10.1007/s11274-008-9927-8
Ashwin, R., Bagyaraj, D.J., and Raju, B. M. (2022). Dual inoculation with rhizobia and arbuscular mycorrhizal fungus improves water stress tolerance and productivity in soybean. Plant Stress, 4: 100084. https://doi.org/10.1016/j.stress.2022.100084
Augé, R.M. 2001. Water relations, drought and vesicular -arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhiza, 11(1): 3-42. https://doi.org/10.1007/s005720100097
Bates, L.S., Walderen, R.D. and Taere, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205-207. https://doi.org/10.1007/BF00018060
Bencherif, K., Dalpé, Y. and Sahraoui, A.L.H. 2019. Influence of native arbuscular mycorrhizal fungi and Pseudomonas fluorescens on Tamarix shrubs under different salinity levels. In: Microorganisms in Saline Environments: Strategies and Functions (pp. 265-283). Springer, Cham.‏ https://doi.org/10.1007/978-3-030-18975-4
Bharti, A., Agnihotri, R., Maheshwari, H. S., Prakash, A., and Sharma, M. P. (2018). Bradyrhizobia-mediated drought tolerance in soybean and mechanisms involved. In Silico Approach for Sustainable Agriculture, 121-139. https://doi.org/10.1007/978-981-13-0347-0_7
Boominathan, R. and Doran, P.M. (2002). Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist 156: 202-205. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2002.00506.x
Dabré, É. E., Hijri, M., and Favret, C. (2022). Influence on soybean aphid by the tripartite interaction between soybean, a rhizobium bacterium, and an arbuscular mycorrhizal fungus. Microorganisms, 10(6): 1196. https://doi.org/10.3390/microorganisms10061196
Egamberdieva D, Jabborova D, Berg, G. 2015. Synergistic inter actions between Bradyrhizobium japonicum and the endophyte Stenotrophomonas rhizophila and their effects on growth, nodulation and nutrition of soybean under salt stress. Plant and Soil, 39: 1–11. https://doi.org/10.1007/s11104-015-2661-8
Elabed, H., González-Tortuero, E., Ibacache-Quiroga, C., Bakhrouf, A., Johnston, P., Gaddour, K. and Rodríguez-Rojas, A. 2019. Seawater salt-trapped Pseudomonas aeruginosa survives for years and gets primed for salinity tolerance. BMC microbiology, 19(1): 142.‏ https://doi.org/10.1186/s12866-019-1499-2
Fang, Y. and Xiong, L. (2015) General mechanisms of drought response and their application in drought resistance improvement in plants. Cellular and Molecular Life Sciences, 72(4): 673-689. https://doi.org/10.1007/s00018-014-1767-0
Fazeli, F., Najafi Zarini., H., Arefrad, M. and Mirabadi, A.Z. (2015). Assessment of relation of morphological traits with seed yield and their diversity in M4 generation of soybean mutant lines (Glycine max (L.) Merrill) through factor analysis. Journal of Crop Breeding, 7(15): 47-56. (In Persian).
Giannopolitis, C. N. and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase: occurrence in higher plants. Plant Physiology, 59: 309-314. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309
Gough, E. C., Owen, K. J., Zwart, R. S., and Thompson, J. P. (2021). Arbuscular mycorrhizal fungi acted synergistically with Bradyrhizobium sp. to improve nodulation, nitrogen fixation, plant growth and seed yield of mung bean (Vigna radiata) but increased the population density of the root-lesion nematode Pratylenchus thornei. Plant and Soil, 465(1-2): 431-452. https://doi.org/10.1007/s11104-021-05007-7
Grümberg, B. C., Urcelay, C., Shroeder, M. A., Vargas-Gil, S., and Luna, C. M. (2015). The role of inoculum identity in drought stress mitigation by arbuscular mycorrhizal fungi in soybean. Biology and Fertility of Soil, 51:1-10. https://doi.org/10.1007/s00374-014-0942-7
Hasanuzzaman, M., Raihan, M. R. H., Nowroz, F., and Fujita, M. (2022). Insight into the mechanism of salt-induced oxidative stress tolerance in soybean by the application of Bacillus subtilis: Coordinated actions of osmoregulation, ion homeostasis, antioxidant defense, and methylglyoxal detoxification. Antioxidants, 11(10): 1856. https://doi.org/10.3390/antiox11101856
Hashem, A., Abd_Allah, E. F., Alqarawi, A. A., Wirth, S., and Egamberdieva, D. (2019). Comparing symbiotic performance and physiological responses of two soybean cultivars to arbuscular mycorrhizal fungi under salt stress. Saudi Journal of Biological Sciences, 26(1): 38-48. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2016.11.015
Hatami N., Bazgir E., Sedaghat E. 2020. Darvishnia M. Isolation and study of morphology and phylogeny of arbuscular mycorrhizal fungi coexisting with the roots of some medicinal plants in Kerman province. Agricultural Biotechnology Journal, 12(1): 23-44. 10.22103/JAB.2020.15110.1189
Jiménez, A., Sevilla, F., and Martí, M. C. (2021). Reactive oxygen species homeostasis and circadian rhythms in plants. Journal of Experimental Botany, 72(16):5825-5840. https://doi.org/10.1093/jxb/erab318
Liu, J., Xie, X., Du, J., Sun, J. and Bai, X. (2008) Effects of simultaneous drought and heat stress on Kentucky bluegrass. Horticultural Science, 115: 190-195. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2007.08.003
Mohammadi, M., Modarres-Sanavy, S. A. M., Pirdashti, H., Zand, B. and Tahmasebi-Sarvestani, Z. (2019) Arbuscular mycorrhizae alleviate water deficit stress and improve antioxidant response, more than nitrogen fixing bacteria or chemical fertilizer in the evening primrose. Rhizosphere, 9: 76-89. https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2018.11.008
Mohebi Anabat M., Riahi H., Zangeneh S. (2015). Investigation on Arbuscular Mycorrhizal Fungi (AMF) associated with Crocus sativus in Khorasan Razavi and Southern Khorasan provinces (north east of Iran). Rostaniha, 16(2): 200-205. 10.22092/BOTANY.2016.105988
Mondani, F., Khani, K., Honarmand, S. J., and Saeidi, M. (2019). Evaluating effects of plant growth-promoting rhizobacteria on the radiation use efficiency and yield of soybean (Glycine max) underwater deficit stress condition. Agricultural Water Management, 213: 707-713. https://doi.org/10.1016/j.agwat.2018.11.004
Musyoka, D. M., Njeru, E. M., Nyamwange, M. M. E., and Maingi, J. M. (2020). Arbuscular mycorrhizal fungi and Bradyrhizobium co-inoculation enhances nitrogen fixation and growth of green grams (Vigna radiata L.) under water stress. Journal of Plant Nutrition, 43(7): 1036-1047. https://doi.org/10.1080/01904167.2020.1711940
Nath, M., Bhatt, D., Prasad, R., Gill, S. S., Anjum, N. A., and Tuteja, N. (2016). Reactive oxygen species generation-scavenging and signaling during plant-arbuscular mycorrhizal and Piriformospora indica interaction under stress condition. Frontiers in Plant Science, 7: 1574. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01574
Oliveira, T. C., Cabral, J. S. R., Santana, L. R., Tavares, G. G., Santos, L. D. S., Paim, T. P., and Mendes, G. C. (2022). The arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus clarus improves physiological tolerance to drought stress in soybean plants. Scientific Reports, 12(1): 9044. https://doi.org/10.1038/s41598-022-13059-7
Ortiz, N., Armada, E., Duque, E., Roldán, A. and Azcón, R. (2015) Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. Journal of Plant Physiology, 174: 87-96. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.08.019
Pathania, P., Rajta, A., Singh, P. C., and Bhatia, R. (2020). Role of plant growth-promoting bacteria in sustainable agriculture. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 30: 101842. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2020.101842
Salloum, M. S., Menduni, M. F., and Luna, C. M. (2018). A differential capacity of arbuscular mycorrhizal fungal colonization under well-watered conditions and its relationship with drought stress mitigation in unimproved vs. improved soybean genotypes. Botany, 96(2): 135-144. https://doi.org/10.1139/cjb-2017-0137
Samsami, N., Nakhzari Moghaddam, A., Rahemi Karizaki, A., and Gholinezhad, E. (2019). Effect of mycorrhizal fungi and rhizobium bacterial on qualitative and quantitative traits of soybean in response to drought stress. Journal of Crops Improvement, 21(1): 13-26. https://doi.org/10.22059/jci.2019.262185.2066
Semba, R. D., Ramsing, R., Rahman, N., Kraemer, K., and Bloem, M. W. (2021). Legumes as a sustainable source of protein in human diets. Global Food Security, 28: 100520. https://doi.org/10.1016/j.gfs.2021.100520
Serraj, R. and Sinclair, T. R. (2002) Osmolyte accumulation: Can it really help increase crop yield under drought conditions? Plant, Cell and Environment, 25(2): 333-341. https://doi.org/10.1046/j.1365-3040.2002.00754.x
Wang, W., Shi, J., Xie, Q., Jiang, Y., Yu, N., and Wang, E. (2017). Nutrient exchange and regulation in arbuscular mycorrhizal symbiosis. Molecular Plant, 10(9): 1147-1158. https://doi.org/10.1016/j.molp.2017.07.012

نص كامل:



 

 

The effect of co-inoculation of bradyrhizobium and mycorrhizal

species on physiological traits and grain yield of soybean (Glycine max L.)

under drought stress

 

Mohammad Ali Zirak- Qoturbulagh1, Shahram Mehri2*,

Hossein Soleimanzadeh3, Mohammad Hossein Ansari4

1 Department of Agriculture and Plant Breeding, Parsabad Moghan Branch, Islamic Azad University, ParsAbad Moghan,, Iran, Email: [e-mail]

2 Department of Agriculture, ParsAbad Moghan Branch, Islamic Azad University, ParsAbad Moghan, Iran,

  Email: [e-mail]

3 Department of Agriculture, ParsAbad Moghan Branch, Islamic Azad University, ParsAbad Moghan, Iran,

  Email: [e-mail]

4 Department of Agriculture, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran. Email: [e-mail]

 

Article type:		Abstract
Research article           Article history Received: 05.03.2023 Revised: 05.06.2023 Accepted: 17.06.2023 Published:21.06.2024         Keywords Drought stress Oil and seed yield Mycorrhiza Rhizobium Soybean		Drought is becoming a major threat to crop production in the world. Legumes are sensitive to drought stress and its negative effects can be seen in yield, protein and seed oil. For this purpose, a two-year field study (2020-2021) was conducted in the form of split plots with three replications in Moghan plain, Ardabil. The experimental factors included drought stress at three levels (60, 100 and 140 mm of evaporation from the class A pan) as the main factor and the secondary factor including the combined inoculation of soybean symbiotic bacteria and mycorrhizal fungi species at eight levels (Bradyrhizobium japonicum, Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis), Glomus fasciculatum, B. japonicum + F. mosseae, B. japonicum + R. irregularis, and B. japonicum + G. fasciculatum along with a control treatment). The results showed that increasing the severity of drought stress in both years decreased plant dry weight, number of pods, number of seeds per plant, biological yield and seed and oil yield in all treatments, but this decrease in some treatments, especially in co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum was less. In all treatments the concentration of chlorophyll a, proline, malondialdehyde (MDA) and superoxide dismutase (SOD) enzyme activity increased under drought stress (100 and 140 mm) in comparison with normal irrigation conditions (I60), it was observed. Of course, the concentration of iron (Fe) and phosphorus (P) in the seed wasn't affected by the interaction of drought stress and microorganisms, and the highest amount of P in the seed was observed at the level of 140mm. Among the treatments, the co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum had a greater effect on improving soybean tolerance to drought than other treatments. Based on the obtained results, it is possible to suggest the inoculation of soybean seeds with B. japonicum bacteria and R. irregularis mycorrhizal species to improve the tolerance of the plant against drought stress and increase the yield of seeds and oil.
Cite this article as: Zirak-Qoturbulagh, M.A., Mehri, Sh., Soleimanzadeh, H., Ansari, M.H. (2023). The effect of co-inoculation of bradyrhizobium and mycorrhizal species on physiological traits and grain yield of soybean (Glycine max L.) under drought stress. Journal of Plant Environmental Physiology, 19(2): 65-86.
	©The author(s) Publisher: Islamic Azad University, Gorgan branch Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984435

 

 

 

اثر تلقیح دوگانه برادی‌ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر ویژگی‌های فیزیولوژیک و 

عملکرد دانه سویا (Glycine max L.) تحت تنش خشکی

 

محمدعلی زیرک قوتوربلاغ1، شهرام مهری2*، حسین سلیمان‌زاده3، محمدحسین انصاری4

1 گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران،   رایانامه: [e-mail]

2 گروه زراعت، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران، رایانامه: [e-mail]

3 گروه زراعت، واحد پارس‌آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارس‌آباد مغان، ایران، رایانامه:[e-mail]

4 گروه زراعت، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران، رایانامه: [e-mail] 

 

نوع مقاله: مقاله پژوهشی         تاریخ دریافت: 14/12/1401 تاریخ بازنگری: 15/03/1402 تاریخ پذیرش: 27/03/1402 تــاریخ چاپ:01/04/1403       واژه‌های کلیدی: تنش خشکی ریزوبیوم سویا عملکرد روغن و دانه میکوریزا		چکيده
خشکسالی در حال تبدیل شدن به یک تهدید بزرگ برای تولید محصولات زراعی در جهان است. حبوبات به تنش خشکی حساس بوده و آثار منفی آن در عملکرد، پروتئین و روغن دانه نمایان می‌شود. به همین منظور مطالعه مزرعه‌ایی دوساله (1400-1399)، به صورت کرت‌های خرد شده با سه تکرار در دشت مغان، اردبیل، انجام شد. فاکتورهای آزمایش شامل تنش خشکی در سه سطح (60، 100 و 140 میلی‌متر تبخیر از تشتک کلاس A) به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونه‌های قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum،  Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis، و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک شاهد)، می‌باشد. نتایج نشان داد که افزایش شدت تنش خشکی در هر دو سال وزن خشک بوته، تعداد غلاف، تعداد دانه در بوته، عملکرد دانه و روغن را در همه تیمارها کاهش داد اما این کاهش در برخی از تیمارها، به‌ویژه در تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و  B. japonicum + G. fasciculatum کمتر بود، اما برعکس، در همه تیمارها افزایش غلظت کلروفیل a، پرولین، مالون‌دی‌آلدئید  و فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز  تحت تنش خشکی (100 و 140 میلی‌متر) در مقایسه با شرایط آبیاری نرمال مشاهده شد.  در این تحقیق غلظت آهن و فسفر دانه تحت تاثیر برهمکنش تنش خشکی و میکروارگانیسم‌ها قرار نگرفت و نیز بیشترین مقدار فسفر دانه در سطح 100 میلی‌متر، مشاهده شد. در بین تیمارها نیز، تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و  B. japonicum + G. fasciculatum نسبت به دیگر تیمارها، بر بهبود تحمل گیاه سویا به خشکی، اثر بیشتری داشتند. بر اساس نتایج به دست آمده می‌توان تلقیح توام گیاه سویا با باکتری ریزوبیومی و گونه R. irregularis میکوریزا، را برای بهبود تحمل گیاه در برابر تنش خشکی و افزایش عملکرد دانه و روغن، پیشنهاد داد.
استناد: زیرک قوتوربلاغ، محمدعلی؛ مهری، شهرام؛ سلیمان‌زاده، حسین؛ انصاری، محمدحسین. (۱۴۰۳). اثر تلقیح دوگانه برادی‌ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر ویژگی‌های فیزیولوژیک و عملکرد دانه سویا (Glycine max L.) تحت تنش خشکی. فیزیولوژی محیطی گیاهی، ۱۹(۲)، ۸۶-۶۵.
	ناشر: دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان © نویسندگان.		Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984435

 

مقدمه

        سویا [Glycine max (L.) Merr.] همانند بسیاري از گیاهان زراعی از تنش کم‌آبی، متأثر می‌شود و بسته به وضعیت آبی در مراحل ویژه‌اي از فنولوژي خود به‌ویژه دوره رشد زایشی، کمیت و کیفیت آن تحت تأثیر قرار می‌گیرد (Bharti et al., 2018). در این راستا، گزارش شده است که کمبود آب تعداد غلاف و تعداد دانه در بوته، وزن هزار دانه، عملکرد دانه و شاخص برداشت را کاهش داد (Mondani et al., 2019). علاوه براین تنش خشکی از طریق ایجاد تنش ثانویه نظیر تنش اکسیداتیو سبب تغییر در مسیرهای سنتز ترکیبات و متابولیت‌های ثانویه می‌شود 
(Sharma et al., 2012). طی فتوسنتز در وضعیت کم‌آبی، نشت زیاد الکترون به‌سمت O2 اتفاق می‌افتد و انواع مختلف ROS نظیر سوپراکسید، پراکسیدهیدروژن، رادیکال هیدروکسیل و رادیکال اکسیژن تولید می‌کند (Jiménez et al., 2021). گیاهان نیز از طریق سازوکارهای آنتی‌اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی گونه‌های فعال اکسیژنی ایجاد شده را کاهش می‌دهند (Hasanuzzaman et al., 2022).

        يك سازوكار مفيد براي افزایش تحمل تنش خشکی در گياهان استفاده از ترکیباتی ارزان قیمت، پایدار و بدون آسیب به محیط زیست، مانند قارچ‌های میکوریزا است (Wang et al, 2017; Samsami et al, 2019). این قارچ‌ها از طریق رابطه همزیستی با ریشه گیاهان موجب افزایش کارآیی جذب عناصر غذایی پرمصرف و حتی کم‌مصرف به‌وسیله گیاهان می­شوند. حبوبات نیز می‌توانند با میکوریزا رابطه همزیستی برقرار کنند و زمانی‌که تغییری در شرایط محیطی رخ دهد همزیستی میکوریزایی می‌تواند در تحمل تغییرات ناگهانی گیاه را یاری کند (Ashwin et al., 2022). ضمن‌ آن‌که به‌طور ویژه‌ای به‌دلیل قابلیت کلونیزاسیون عالی در سطح ریشه و قابلیت تولید دامنه وسیعی از آنزیم‌ها و متابولیت‌ها که در شرایط مختلف تنش‌های کمبود آب می‌توانند مفید ‌باشند، مورد توجه قرار گرفته‌اند (Elabed et al., 2019). کلونیزاسیون مکمل‌های باکتریایی¹ میکوریزا مانند باکتری‌های همزیست ریزوبیومی، در سطح ریشه استقرار یافته و رابطه همزیستی را تقویت نموده و مزایای زیادی برای گیاه میزبان فراهم می‌کنند (Bencherif et al., 2019; Gough et al., 2021). پتانسیل مکمل میکوریزا-ریزوبیوم شامل فرایندهایی است که استقرار و کارایی همزیستی را متأثر نموده و منجر به تحریک جوانه‌زنی اسپور، رشد مسیل‌ها، بهبود تماس قارچ و ریشه می‌شود (Musyoka et al., 2020; Dabré et al., 2022).

        تحقیقات نشان داده است باکتری­های ریزوبیوم همزیست با لگوم‌ها، کربوهیدرات­ها و سایر مواد غذایی را از آوند آبکشی گیاه میزبان دریافت می­کنند و انرژی دریافتی را در تبدیل نیتروژن هوا به یون آمونیوم و تولید اسید­های آمینه، مصرف می­کنند (Pathania et al., 2020). باکتری برادی‌رایزوبیوم ژاپونیکوم به­صورت طبیعی در خاک‌های ایران وجود ندارد و باید باکتری­ها همراه بذر به­خاک اضافه شوند (Asadi Rahmani et al., 2009). گزارش شده است که تلقیح دوگانه سویا با میکوریزا – برادی‌ریزوبیوم از طریق کاهش پراکسیداسیون لیپیدها و نفوذپذیری غشا و افزایش تجمع ترکیبات تنظیم‌کنندۀ اسمزی و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان قادر به کاهش خسارت ناشی از تنش خشکی هستند (Mohammadi et al., 2019; Samsami et al., 2019). این هم‌افزایی بین میکوریزا و برادی‌ریزوبیوم، منجر به تولید ترکیبات مفید و موثر برای گیاه شده و با بهبود دسترسی مواد مغذی و القای مقاومت به گیاه در مقابل تنش‌های مختلف مانند کمبود مواد مغذی، شوري، خشکی، اسیدیته و درجه حرارت خاک، رشد گیاه را افزایش می‌دهد (Musyoka et al., 2020). به‌همین منظور مطالعه حاضر به بررسی کاربرد ترکیبی از باکتری برادی‌ریزوبیوم و گونه‌های قارچ میکوریزا بر ویژگی‌های کمی و کیفی سویا تحت تنش خشکی در شرایط مزرعه به مدت دو سال در دشت مغان، پرداخت.

 

مواد و روش‌ها

        به­منظور بررسی تأثیر کمبود و  کاربرد قارچ میکوریزا و باکتری برادی‌ریزوبیوم برخصوصیات کمی و کیفی سویا، آزمایشی به­صورت اسپلیت پلات در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار در زمین زراعی شرکت کشت و صنعت و دامپروری پارس، مغان با طول جغرافیایی °۴۷ درجه و `10 دقیقه شرقی و عرض °39 درجه و `20 دقیقه شمالی، و 45 متر بالاتر از سطح دریا، به­صورت کشت دوم (بعداز برداشت گندم) اجرا شد. جهت تعیین بافت و ویژگی‌های شیمیایی خاک محل آزمایش، نمونه خاکی از عمق 30-0 سانتی‌متری، جمع‌آوری و به آزمایشگاه منتقل شد. نتایج آزمون خاک در جدول 1 ارائه شده است. میانگین بارندگی و دمای ماهیانه در طی دوره رشد محصول نیز در هر دو سال در شکل1 نشان داده شده است.

 

---

[1] . Mycorrhizal helper bacteria

 

شکل1: میانگین بارندگی و دمای ماهیانه در طول دوره رشد گیاه سویا (مأخذ: ایستگاه هواشناسی پارس‌آباد)

 

جدول 1: ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی خاک مزرعه آزمایشی در سال­های 1399 و 1400

pH

هدایت الکتریکی (دسی‌زیمنس بر متر)

کربن آلی

نیتروژن کل

فسفر

پتاسیم

آهک

شن

سیلت

رس

سال

(درصد)

(میلی‌گرم بر کیلوگرم)

(درصد)

18/7

678/0

34/2

218/0

9/19

234

0/4

3/17

5/37

2/45

1399

91/6

509/0

01/2

241/0

5/17

251

4/4

4/18

0/37

6/44

1400

 

 

        تیمارهای آزمایشی عبارتند از: عامل تنش خشکی بر مبنای میلی‌متر تبخیر از تشتک کلاس A با سه سطح شامل آبیاری نرمال (60 میلی‌متر تبخیر (I60))، تنش خشکی متوسط (100 میلی‌متر تبخیر (I100))، و تنش خشکی شدید (140 میلی‌متر تبخیر (I140))،، به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی نیز شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونه‌های قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum،  Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک شاهد)، بود.

        بعد از برداشت گندم، آماده سازی زمین شامل شخم و دیسک انجام شد. هر کرت آزمایشی شامل 4 خط کاشت به طول 5 متر با فاصله بوته 8 سانتیمتر روی خطوط کاشت و فاصله بین خطوط 30 سانتیمتر بود. بعد از آماده سازی کرت­ها، بذرها با صمغ عربی مخلوط شده و باکتری اضافه شد (برای هر کیلوگرم بذر 7 گرم مایه تلقیح که حاوی 107 سلول باکتری زنده می­باشد) و قارچ میکوریزا نیز زیر بستر بذر ریخته شده و سپس بذرها با با دست کشت شدند. در هر نوبت آبیاری رطوبت خاک به حد ظرفیت مزرعه رسانده شد. در آزمایش تنش، تا زمان استقرار کامل گیاه (در مرحله تشکیل گره‌های 5-4روی ساقه اصلی) آبیاری تمام تیمارها مشابه انجام شد. در مرحله 50 درصد گلدهی، برای اندازه‌گیری صفات بیوشیمیایی، از رديف­ها­ی وسطی هر پلات سه بوته به طور تصادفی برداشت شد و در تانکر نیتروژن مایع به آزمایشگاه ارسال گردید.

استخراج و اندازه‌گیری رنگدانه‌ها: برای اندازه‌گیري مقدار کلروفیل a، b و کل، از روش Arnon (1954) استفاده گردید که براي این منظور100 میلی‌گرم (1/0 گرم) وزن‌تر برگ در داخل هاون چینی با 10 میلی‌لیتر استن 80 درصد، ساییده گردید. سپس عصاره حاصل به لوله‌هاي سانتریفوژ انتقال و به محلول درون لوله اضافه گردید .سپس لوله‌ها به‌مدت 10 دقیقه در rpm6000 سانتریفوژ شدند. محلول فوقانی به بالن ژوژه 25 میلی‌لیتر انتقال یافته و حجم آن توسط استن 80 درصد به 25 میلی‌لیتر رسید. اندازه‌گیري رنگیزه‌ها با روش اسپکتروفتومتري با دستگاه (مدل UV_160A_SHIMADZO ساخت کشور ژاپن) انجام گرفت. به این ترتیب که مقدار جذب محلول‌ها در طول موج 645 و 663 نانومتر خوانده شد. در نهایت با احتساب 25 میلی‌لیتر حجم نهایی، مقادیر کلروفیل به میلی‌گرم بر گرم وزن‌تر برگ تبدیل شد و غلظت  کلروفیل a، b و کل با استفاده از فرمول‌هاي زیر محاسبه گردید:   

معادله (1)

  Chl a (mg g-1 F.W.) = (12.68 × A663 - 2.69 × A645) × V/W

معادله (2)

    Chl b (mg g-1 F.W.) = (22.9 × A645 - 4.68 × A663) × V/W  

معادله (2)

 Chl a + b (mg g-1 F.W.) = (2.02 × A645 + 8.02 × A663) × V/W  

این  فرمول chl a، chl b و chl a+b به‌ترتیب میزان کلروفیل a، کلروفیل b و کل است که برحسب عصاره گیاهی،  V حجم  نهایی استن مصرفی بر حسب میلی‌لیتر و W وزن بافت‌تر است.

سنجش پرولین برگ: اندازه‌گیری میزان پرولین برگ با استفاده از روش Bates و همکاران (1973) ابتدا 500  میلی‌گرم بافت زنده گیاهی در 10 میلی‌لیتر محلول 3 درصد اسید سولفوسالسیلیک در هاون ساییده، سپس مخلوط را با کاغذ صافی تصفیه و 2 میلی‌لیتر از عصاره حاصله را در لوله آزمایش ریخته و 2 میلی‌لیتر معرف اسید نین‌هیدرین (حاصل از افزودن 25/1 گرم نین‌هیدرین به 30 میلی‌لیتر اسید استیک گلاسیال) و 2 میلی‌لیتر اسیداستیک گلاسیال به آن اضافه گردید. در مرحله بعد لوله‌ها به‌مدت یک ساعت و در دمای 100 درجه سلسیوس قرار گرفت، پس از خروج، نمونه‌ها در حمام یخ به‌مدت 30 دقیقه نگهداری شدند، سپس 4 میلی‌لیتر تولوئن به محتوای هر لوله اضافه و30 ثانیه به‌وسیله ورتکس مخلوط گردید. لوله‌ها مدتی در دمای اتاق ثابت قرار گرفتند. در این مرحله دو لایه مجزا ایجاد و سرانجام جذب نوری لایه رنگی فوقانی در طول موج 520 نانومتر با استفاده از تولوئن به‌وسیله اسپکتروفتومتر (مدل UV_160A_SHIMADZO ساخت کشور ژاپن) قرائت شد.

اندازه‌گیری مالون‌دی‌آلدئید (MDA): سنجش مالون‌دی‌آلدئید به‌عنوان معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها بر اساس روش Boominathan و Doran (2002) صورت گرفت. عصارۀ برگ در محلول 1/0 درصد تری کلرواستیک اسید (TCA) استخراج شده و به مدت پنج دقیقه در  10000 دور سانتریفوژ گردید. نسبت 1 به 4 از روشناور با محلول 20 درصد از TCA حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک اسید در لولۀ آزمایش باهم مخلوط شده و به مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجه‌ی سلسیوس قرارگرفت. سپس لوله‌ها به­سرعت در یخ سرد شده و به مدت 15 دقیقه در 10000 دور سانتریفوژ شدند. هم­زمان با عصاره‌های برگ محلول­های استاندارد در محدودۀ صفر تا 100 نانومول از 1،1،3،3- تترا اتوکسی پروپان تهیه شده و جذب نمونه‌ها در 532 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر مورد اندازه‌گیری قرارگرفت. در نهایت غلظت مالون دی آلدئید نمونه­ها برحسب نانومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.

فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز (SOD): فعالیت آنزیم SOD از طریق اندازه گیری توانایی آن در جلوگیری از احیای نوری نیتروبلوتترازولیوم‌کلراید (NBT) به روش Giannopolitis و Ries (1977) اندازه‌گیری شد. 3 میلی‌لیتر مخلوط واکنش شامل فسفات پتاسیم 50 میلی‌مولار (8/7 = pH)، متیونین 13 میلی‌مولار، نیتروبلوتترازولیوم کلراید 75 میکرومولار، اتیلن دی‌آمین تترا ‌استیک‌اسید 1/0 میلی مولار، ریبوفلاوین 360 میکرومولار و 30 میکرولیتر عصاره خام بود. پس از آن که مخلوط به هم زده شد سل‌های اسپکتروفتومتر به مدت 10 دقیقه در زیر یک لامپ فلورسنت w15 به فاصله 35 سانتیمتر قرار داده شد. با خاموش کردن لامپ واکنش متوقف و جذب مخلوط واکنش در 560 نانومتر خوانده شد. یک واحد فعالیت آنزیم SOD، مقدار آنزیمی در نظر گرفته می‌شود که می‌تواند تا50 درصد مانع از احیای نوری NBT گردد. فعالیت ویژه آنزیم به صورت تعداد واحدهای آنزیم در میلی‌گرم پروتئین در دقیقه گزارش گردید.

        در مرحله رسیدگی با رعایت حاشیه، هشت گیاه به‌صورت تصادفی از هر کرت انتخاب و برداشت شدند و تعداد غلاف، تعداد دانه در غلاف و تعداد دانه در بوته و نیز وزن صد دانه، تعیین شد. عملکرد دانه نیز (بر مبنای 14 درصد رطوبت) از سطح پنج متر مربع از مرکز هر کرت اندازه‌گیری شد. محتوای رطوبت بذر به کمک دستگاه رطوبت سنج دیجیتالی (Model GMK-303R5-Korea) اندازه‌گیری گردید. جهت تعیین وزن خشک اندام هوایی، بوته‌های برداشت شده یک مترمربع در پاکت کاغذی ریخته و سپس در آون در دمای 72 درجه سلسیوس به‌مدت 48 ساعت خشک گردید و به‌صورت عملکرد بیولوژیک در هکتار بیان گردید. مقدار نیتروژن دانه توسط روش کجلدال، درصد روغن با دستگاه سوکسله و نیز مقدار فسفر به روش وانادات-مولیبدانات و مقدار آهن به روش جذب اتمی اندازه‌گیری شد.

 تجزیه و تحلیل داده‌ها: همه صفات اندازه‌گیری شده برای هر دو سال مشابه بود. نتایج ثبت شده برای مقایسه میانگین، میانگین سه تکرار در هر آزمایش است. تجزیه و تحلیل داده‌ها با استفاده از نرم‌افزارSAS  نسخه 2/9 انجام شد و میانگین‌ها با استفاده از آزمون حداقل تفاوت معنی‌دار (LSD) در سطح احتمال پنج درصد (05/0> P) مورد مقایسه قرار گرفتند. زمانی که اثر متقابل صفات معنی‌دار شد، مقايسه ميانگين‌های اثر متقابل با استفاده از روش برش‌دهی (Slice) و روش L.S.Means انجام شد.

 

نتایج

کلروفیل برگ: نتایج نشان داد که کلروفیل a تحت تاثیر برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم و کلروفیل b تحت تاثیر برهمکنش سال × تنش قرار گرفت (جدول 2). مقایسه میانگین کلروفیل a نشان داد که در همه تیمارها با افزایش کمبود آب، کلروفیل a کاهش یافت به طوری که این کاهش در سطح 90 میلی‌متر در سال اول 31-17 درصد و در سال دوم 33-20 درصد و در سطج 120 میلی‌متر در سال اول 49-28 درصد و در سال دوم 43-31 درصد، نسبت به سطح 60 میلی‌متر (عدم تنش)، بود. در بین تیمارها نیز در اغلب سطوح کمبود آب، گیاهان تیمار شده با تلقیح دوگانه T7 و T8 نسبت به سایر تیمارها، مقدار کلروفیل a بالاتری نشان دادند (جدول 3). مقایسه میانگین کلروفیل b نیز نشان داد که در هر دو سال سطح خشکی 90 میلی‌متر بیشترین مقدار کلروفیل b را نشان داد و بین سطوح 60 و 120 میلی‌متر تفاوت معنی‌دار وجود نداشت (شکل A2). علاوه بر این کلروفیل کل نیز تحت تاثیر برهمکنش سال × تنش و اثر اصلی میکروارگانیسم، قرار گرفت (جدول 2). شکل B2 نشان می‌دهد که با افزایش شدت تنش کلروفیل کل کاهش یافت به طوری که از 11/5 به 47/3 و 73/2 میلی‌گرم بر گرم در سال اول و 76/5 به 54/3 و 18/3 میلی‌گرم بر گرم در سال دوم، کاهش یافت. در بین میکروارگانیسم‌ها نیز تیمارهای تلقیحی کلروفیل کل بالاتری نشان دادند و تیمارهای تلقیحی دوگانه، T7 و T8 نسبت به سایر تیمارها برتری داشتند (شکل C2).

 

 

جدول 2: تجزیه واریانس اثر تلقیح میکروارگانیسم‌های ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر MDA، SOD، کلروفیل و پرولین تحت تنش خشکی

میانگین مربعات (MS)							درجه آزادی	S.O.V
تعداد گره ریشه	پرولین	MDA	SOD	کلروفیل a	کلروفیل b	کلروفیل کل
1835ns	45966**	152828**	202740**	91/5**	34/2**	7/15**	1	Y
328	6235	3/67	1115	171/0	056/0	244/0	4	Y × R
2110*	5199ns	13326**	224503**	95/4**	63/1**	1/12**	2	I
590ns	38105**	57103**	28557*	23/6**	18/2**	8/15**	2	Y × I
299	10241	1182	13981	69/0	015/0	084/0	8	I(Y × R)
925ns	7094.ns	24820**	27431**	032/0ns	003/0 ns	038/0ns	7	F
1146ns	23832**	11756**	20125**	024/0ns	011/0 ns	067/0ns	7	Y × F
301ns	16068**	22317**	46734**	097/0*	007/0ns	12/6**	14	I × F
2651*	22422**	12333**	46574**	76/3**	013/0ns	045/0ns	14	Y × I × F
589	6255	9/865	6263	023/0	017/0	035/0	84	خطا
7/93	2/32	92/20	86/19	75/10	53/8	67/11	-	CV (%)

** معنی‌دار در سطح احتمال 01/0، *معنی‌دار در سطح احتمال 05/0، ns: عدم تفاوت معنی‌دار. S.O.V: منبع تغییرات، df: درجه آزادی، Y: سال، R: تکرار، I: آبیاری، F: میکروارگانیسم؛ SOD: سوپراکسیددیسموتاز؛ MDA: مالون‌دی آلدئید.

 

شکل 2: مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال × تنش خشکی بر کلروفیل b (A) و کلروفیل کل (B) و نیز اثر اصلی میکروارگانیسم بر مقدار کلروفیل کل (C). I60، I100 و I140 به‌ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

T1: شاهد, T2: B. japonicum, T3: F. mosseae, T4: R. irregularis, T5: G. fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.

 

 

مقدار پرولین و مالون‌دی‌آلدهید در برگ‌: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار پرولین و MDA، معنی‌دار بود (جدول ۳). مقایسه میانگین نشان داد که در هر دو سال با افزایش شدت خشکی مقدار پرولین و MDA در همه تیمارها به‌طور معنی‌دار افزایش یافت با این تفاوت که در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به گیاهان کنترل مقدار پرولین بیشتری مشاهده شد درحالی‌که مقدار MDA در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به تیمار شاهد کمتر بود. در بین تیمارها نیز B. japonicum + R. irregularis (510 و 580 میکروگرم بر گرم به‌ترتیب در سال اول و دوم) تحت I140 بیشترین پرولین را تولید کرد اما بیشترین مقدار MDA در تیمار شاهد (143 و 202 نانومول بر گرم به‌ترتیب در سال اول و دوم)، مشاهده شد (جدول 4).

مقدار فعالیت آنزیم SOD: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر فعالیت آنزیم SOD معنی‌دار بود (جدول ۳). مقایسه میانگین اثر تیمارها بر فعالیت آنزیم‌ SOD نشان داد در هر دو سال با افزایش خشکی فعالیت آنزیم‌ SOD در همه تیمارها نیز افزایش یافت به‌طوری که فعالیت SOD در I100 در سال اول 7/43-1/14 درصد و در سال دوم 5/36-3/11 درصد و در سطح  I140در سال اول 7/69-6/38 درصد و در سال دوم 3/57-2/26 درصد، افزایش یافت. در بین تیمارها نیز اگرچه در سال اول بیشترین فعالیت SOD در تیمار کنترل مشاهده شد اما در سال دوم به لحاظ آماری با تیمارهای میکوریزایی بدون کاربرد B. japonicum، تفاوت معنی‌دار نشان نداشت و در تیمارهای تلقیح دوگانه فعالیت SOD پایین‌تر بود. در اغلب شرایط گیاهان تلقیح شده دوگانه¹B. japonicum + R. irregularis و  B. japonicum + F. mosseae پایین‌ترین فعالیت SOD را نشان دادند.

 

---

[1]  Co-inoculated plants

جدول 3: مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال و تلقیح میکروارگانیسم‌های ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر MDA و SOD تحت تنش خشکی

پرولین (μg g─1)	مالون‌دی آلدئید (nmoL g─1)	سوپراکسید دیسموتاز (U mg─1 protein min─1)	کلروفیل a (mg g─1 FW)	میکروارگانیسم	تنش خشکی
208e	0/44a	257ab	45/4d	شاهد	I60
271b	1/33b	251b	94/4a-d	Brady rhizobium japonicum
220d	0/29b	283ab	57/4cd	Funneliformis mosseae
253bc	0/41a	287a	97/4a-c	Rhizophagus irregularis
268b	4/30b	188b	68/4cd	Glomus fasciculatum
256bc	7/31b	261ab	91/4b-d	B. japonicum + F. mosseae
235cd	0/33b	166cd	52/5a	B. japonicum + R. irregularis
310a	0/28b	143d	33/5ab	B. japonicum + G. fasciculatum
301bc	142a	449a	76/2d	شاهد	I100
273c	130bc	291e	98/2a-d	Brady rhizobium japonicum
295bc	121d	358bc	86/2a-d	Funneliformis mosseae
288bc	126cd	334cd	83/2b-d	Rhizophagus irregularis
322ab	119d	367b	08/3a-c	Glomus fasciculatum
335ab	136ab	356bc	81/2cd	B. japonicum + F. mosseae
324ab	108e	295e	11/3ab	B. japonicum + R. irregularis
366a	1/94f	316de	14/3a	B. japonicum + G. fasciculatum
346d	154a	665a	063/2c	شاهد	I140
340d	138b	611ab	253/2a-c	Brady rhizobium japonicum
358c	135b	567b	136/2bc	Funneliformis mosseae
373bc	132b	468cd	386/2a	Rhizophagus irregularis
376bc	131b	472c	273/2ab	Glomus fasciculatum
398b	129b	454.cd	350/2a	B. japonicum + F. mosseae
510a	122b	407d	374/2a	B. japonicum + R. irregularis
410b	105c	451cd	285/2ab	B. japonicum + G. fasciculatum
238c	0/86b	377a	52/3b	شاهد	I60
278ab	7/84b	362a	07/4ab	Brady rhizobium japonicum
241c	118a	314a-c	15/4ab	Funneliformis mosseae
266ab	3/70c	347ab	94/3ab	Rhizophagus irregularis
237c	1/54de	250c	17/4ab	Glomus fasciculatum
281ab	7/45e	323ab	95/3ab	B. japonicum + F. mosseae
286ab	4/55d	291bc	36/4a	B. japonicum + R. irregularis
296a	7/72c	265c	32/4a	B. japonicum + G. fasciculatum
284c	130b-d	472a	63/2d	شاهد	I100
308bc	144a	471a	91/2c	Brady rhizobium japonicum
326b	140ab	391b	74/2cd	Funneliformis mosseae
336b	127cd	423b	96/2c	Rhizophagus irregularis
276c	136a-c	420b	91/2c	Glomus fasciculatum
332b	132a-d	418b	95/2c	B. japonicum + F. mosseae
395a	134a-d	412b	35/3b	B. japonicum + R. irregularis
374ab	125d	398b	63/3a	B. japonicum + G. fasciculatum
453b	203a	632a	096/2b	شاهد	I140
513ab	198a	624a	28/2ab	Brady rhizobium japonicum
383c	182b	511cd	24/2ab	Funneliformis mosseae
463b	152c	540bc	31/2ab	Rhizophagus irregularis
479b	170b	572b	201/2ab	Glomus fasciculatum
449b	177b	468e	243/2ab	B. japonicum + F. mosseae
580a	150c	495de	43/2 a	B. japonicum + R. irregularis
566a	143c	507cd	57/2 a	B. japonicum + G. fasciculatum

حروف مشترک درهر ستون عدم تفاوت معنی‌دار با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد را نشان می‌دهد. I60، I100 و I140 به‌ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

 

 

تعداد گره ریشه: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم بر تعداد گره ریشه، معنی‌دار بود (جدول 3). بررسی مقایسه میانگین نشان داد که در هر دو سال، در تیمارهای بدون تلقیح برادی‌ریزوبیوم هیچ گره‌ایی روی ریشه مشاهده نشد اما در گیاهان تلقیح شده گره‌های ریزوبیومی تشکیل شده بود، با این وجود کمبود آب تعداد گره را کاهش داد و بر خلاف سطوح بدون تنش و تنش ملایم، که تیمارهای تلقیح دوگانه نسبت به تیمار تلقیحی برادی‌ریزوبیوم منفرد، برتری معنی‌دار مشاهده شد اما در شرایط تنش خشکی شدید بین تیمارهای تلقیح دوگانه و تیمار تلقیحی برادی‌ریزوبیوم به لحاظ آماری تفاوت معنی‌دار وجود نداشت. در بین تیمارها بیشترین تعداد گره ریشه در هر دو سال از گیاهان تیمار شده با B. japonicum + G. fasciculatum تحت شرایط بدون تنش به‌دست آمد (جدول 4).

عملکرد و اجزای عملکرد: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر تعداد غلاف، تعداد دانه و عملکرد دانه و نیز وزن خشک بوته، معنی‌دار بود (جدول 3). مقایسه اثر تیمارها بر تعداد غلاف و دانه نشان داد که در هر دو سال با افزایش شدت تنش در همه تیمارها تعداد غلاف در سال اول 6/62-1/28 درصد و در سال دوم 5/51-3/14 درصد و تعداد دانه در سال اول 7/58-5/21 درصد و در سال دوم 5/48-3/5 درصد، کاهش یافت. در بین تیمارها نیز، تیمارهای دوگانه در شرایط نرمال و تنش متوسط نسبت به شاهد برتری معنی‌دار داشتند اما در شرایط تنش شدید برخی از تیمارهای دوگانه با شاهد تفاوت معنی‌دار به لحاظ آماری نداشتند و گیاهان تیمار شده با B. japonicum + R. irregularis بیشترین تعداد غلاف و دانه را تولید کردند. عملکرد دانه نیز مانند تعداد غلاف و دانه، در سطح I140 نسبت بهI60  و I100 در همه تیمارها کاهش یافت اما این کاهش در تیمارهایی که هم با میکوریزا و هم برادی ریزوبیوم تلقیح شده بودند، کمتر بود به‌طوری که کاهش عملکرد تیمارهای تلقیح دوگانه در سطح I140 نسبت به تیمار شاهد در سطح I60 در سال اول و دوم به ترتیب در حدود 5/67-6/57 و 6/77-3/63 درصد، بود درحالی‌که کاهش عملکرد دانه برای شاهد در سطح I140 نسبت به شاهد در سطح I60 در سال اول 8/78 درصد و در سال دوم 2/85 درصد بود. همچنین در سطح I140 بیشترین عملکرد دانه از تیمارهای B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + F. mosseae ، به‌دست آمد و البته تیمارهایی که فقط با ریزوبیوم و یا میکوریزا تلقیح شده بودند اگرچه نسبت به شاهد عملکرد بالاتری داشتند اما حداکثر عملکرد را زمانی نشان دادند که به صورت توام با گیاه سویا تلقیح شدند (جدول 3).

 

 

جدول ۴: تجزیه واریانس اثر تلقیح میکروارگانیسم‌های ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر تعداد گره ریشه، تعداد غلاف، تعداد دانه، عملکرد دانه و وزن خشک اندام هوایی تحت تنش خشکی

میانگین مربعات (MS)					Df	S.O.V
آهن دانه	فسفر دانه	ععلکرد پروتئین	ععلکرد روغن	پروتئین دانه	روغن دانه	وزن اندام هوایی	عملکرد دانه	تعداد دانه	تعداد غلاف
4344**	1/19**	141 ns	653/0ns	141**	2405**	152828**	395661**	1/42ns	21/18*	1	Y
132	013/0	959**	313**	2/13	2/91	3/67	7772	102	55/2	4	Y × R
1052**	07/6**	10647**	2432**	7/63**	2687**	13326**	2181007**	3006**	524**	2	I
3153**	1/18**	3/23ns	224 ns	3/71**	2547**	57103**	191249**	7/66 ns	04/5 ns	2	Y × I
1/43	11/0	482	237	29/9	13/48	1182	5982	1/49	09/2	8	I(Y × R)
323*	164/0*	1039**	428**	7/21*	1/21ns	24820**	39732**	7/88 ns	26/4 ns	7	F
240ns	138/0*	7/34 ns	102ns	1/22*	3/16ns	11756**	64769**	1/140**	89/6 ns	7	Y × F
392**	095/0ns	388**	244**	0/26**	470**	22317**	27296**	2/73 ns	25/6 ns	14	I × F
408*	058/0ns	4/77 ns	9/55ns	4/29**	619**	12333**	42690**	6/98*	0/15**	14	Y × I × F
113	071/0	150	9/83	46/8	6/20	9/865	5502	8/48	36/4	84	خطا
6/19	09/6	8/16	3/20	5/24	35/9	92/20	5/22	6/35	9/25	-	CV (%)

** معنی‌دار در سطح احتمال 01/0، * معنی‌دار در سطح احتمال 05/0، ns: عدم تفاوت معنی‌دار. S.O.V: منبع تغییرات، DF: درجه آزادی، Y: سال، R: تکرار، I: آبیاری، F: میکروارگانیسم؛ 

 

 

مقدار فسفر دانه: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی و سال × میکروارگانیسم بر مقدار فسفر دانه و برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار آهن دانه، معنی‌دار بود. مقایسه میانگین برهمکنش سال × تنش خشکی بر فسفر دانه نشان داد که در سال اول و دوم بیشترین مقدار فسفر در سطح I100 بود و I140 کمترین مقدار فسفر را نشان داد (شکل ۴). مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم نیز نشان داد که گیاهان میکوریزایی (به جز تیمار T3 در سال دوم )، مقدار فسفر بالاتری نسبت به تیمار شاهد و برادیریزوبیوم، نشان دادند. تیمار تلقیح دوگانه T8 در هر دو سال، بیشترین افزایش مقدار فسفر، در سال اول 8/62-1/26 درصد و در سال دوم 5/51-3/14 درصد، نسبت به شاهد داشتند البته تیمار T8 در سال دوم تفاوت معنی دار با T7 نداشت.  گیاهان میکوریزایی مقدار فسفر بالاتری نسبت به تیمار شاهد نشان دادند اما در سال دوم تیمار T3 بیشتر از تیمار برادیریزوبیوم، بود (شکل 8).

مقدار آهن دانه: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × میکروارگانیسم و اثر اصلی تنش خشکی بر مقدار آهن دانه، معنی‌دار بود (جدول 5). مقایسه میانگین اثر اصلی تنش خشکی بر مقدار آهن دانه نشان داد که افزایش تنش خشکی از I60 به I100 منجر به کاهش معنی‌دار مقدار آهن دانه شد اما از I100 به I140 تغییر معنی‌داری در مقدار آهن دانه مشاهده نشد (شکل ۳). مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم بر مقدار آهن دانه نشان داد که  در هر دو سال تیمارهای تلقیحی نسبت به تیمار شاهد برتری نشان دادند اما این برتری در سال دوم به لحاظ آماری معنی‌دار نبود. نکته مورد توجه این است که اگرچه تلقیح انفرادی با B. japonicum منجر به افزایش جذب آهن نسبت به شاهد شد اما اثر معنی‌دار بر قارچ‌های R. irregularis و G. fasciculatum  برای جذب آهن نداشت زیرا بین تلقیح انفرادی و دوگانه R. irregularis و G. fasciculatum تفاوت معنی‌دار وجود نداشت (شکل ۳).

 

 

شکل ۳: مقایسه میانگین اثر اصلی تنش خشکی (A) و برهمکنش سال × میکروارگانیسم (B)، بر مقدار آهن دانه.

I60، I100 و I140 به‌ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.

 

شکل ۴: مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم (A) و برهمکنش سال × تنش خشکی (B) بر مقدار فسفر دانه، برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر درصد روغن (C) و عملکرد روغن (D). مقایسه میانگین به روش برش‌دهی انجام شده است به‌طوری‌که تیمارها در هر سطح به‌طور مستقل، با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد، مقایسه شده‌اند. I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.

 

 

درصد روغن و عملکرد روغن دانه: نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش تنش خشکی × میکروارگانیسم، بر درصد روغن دانه و عملکرد روغن، معنی‌دار بود. مقایسه میانگین درصد روغن دانه نشان داد که به جز  تیمارهای شاهد، T7 و T8، درصد روغن دانه با افزایش شدت تنش کاهش  یافت و بیشترین غلظت روغن در سطح آبیاری نرمال (I60)  در تیمار T6 (6/29 درصد)، و در سطح I100  و I140، در تیمار T7، مشاهده شد (شکل 4). عملکرد روغن نیز که تابع عملکرد دانه و غلظت روغن دانه می‌باشد که همه تیمارها بیشترین عملکرد روغن را در سطح I60 نشان دادند اما تنش خشکی (در سطح I100 و I140)، در همه تیمارها منجر به کاهش عملکرد روغن از 13/13 تا 59/60 درصد، شد. بیشترین عملکرد روغن در هر سه سطح خشکی از تیمارهای تلقیح دوگانه T7 و T8 به دست آمد که عملکرد زوغن را نسبت به شاهد به ترتیب 3/34-7/61 و  3/52-2/29 درصد، افزایش دادند (شکل 8).

درصد پروتئین و عملکرد پروتئین دانه:   نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار پروتئین دانه و برهمکنش خشکی × میکروارگانیسم بر عملکرد پروتئین، در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 3). مقایسه میانگین مقدار پروتئین دانه نشان داد که با افزایش شدت کمبود آب، در اغلب تیمارها مقدار پروتئین دانه افزایش یافت به‌طوری که میانگین سطوح I60، I100 و I140 به ترتیب 01/37، 4/38 و 8/39 درصد در سال اول و 6/37، 7/38 و 5/39 درصد در سال دوم، بود. در بین تیمارهای تلقیحی نیز در هر دو سال فقط تحت سطح I140 همه تیمارهای تلقیحی دوگانه نسبت به تیمار شاهد برتری معنی‌دار داشتند و در سایر سطوح کمبود آب تفاوت بین تیمار شاهد و برخی از تیمارهای تلقیحی دوگانه معنی‌دار نبود (جدول 4). مقایسه میانگین عملکرد پروتئین دانه نشان داد که در هر سه سطح تنش خشکی در گیاهان تلقیح شده (به استثنای تیمار T3 در سطح I140)، نسبت به گیاهان شاهد عملکرد پروتئین بالاتری مشاهده شد، به‌طوری که افزایش عملکرد پروتئین در تیمارهای تلقیخی نسبت به تیمار شاهد، تحت سطوح خشکی I60، I100 و I140 به‌ترتیب 4/33-9/5، 3/37-7/18 و 2/44-5/16 درصد، بود (شکل ۵).

 

 

شکل ۵: مقایسه میانگین برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر عملکرد روغن دانه. مقایسه میانگین به روش برش‌دهی انجام شده است به‌طوری‌که تیمارها در هر سطح به‌طور مستقل، با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد، مقایسه شده‌اند. I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.

 

جدول ۵: مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال و تلقیح میکروارگانیسم‌های ریزوبیوم و گونه‌های میکوریزا بر تعداد گره ریشه، تعداد غلاف، تعداد دانه، عملکرد دانه، وزن خشک اندام هوایی و پروتئین دانه تحت تنش خشکی 

پروتئین دانه (%)	وزن اندام هوایی (گرم در متر مربع)	عملکرد دانه (گرم در متر مربع)	تعداد دانه	تعداد غلاف	تعداد گره ریشه	میکروارگانیسم	تنش خشکی
9/33b	203d	147d	7/42d	6/19e	00/0c	شاهد	I60
8/38ab	233cd	211cd	0/62bc	1/23c-e	6/61b	Brady rhizobium japonicum
6/34b	266c	205cd	9/58bc	5/25b-d	00/0c	Funneliformis mosseae
7/36ab	261c	189cd	5/46cd	8/21de	00/0c	Rhizophagus irregularis
0/36ab	265c	195cd	1/47cd	3/22de	00/0c	Glomus fasciculatum
3/38ab	263c	235bc	6/68b	4/27bc	6/74ab	B. japonicum + F. mosseae
7/39a	435a	309a	9/84a	7/33a	9/94a	B. japonicum + R. irregularis
1/38ab	348b	281ab	2/72ab	1/29ab	0/83ab	B. japonicum + G. fasciculatum
8/35cd	102d	102c	1/286c	6/14bc	00/0b	شاهد	I100
3/39ab	116d	109c	8/31bc	2/16b	0/46a	Brady rhizobium japonicum
5/38a-c	139cd	107c	6/33bc	37/16b	00/0b	Funneliformis mosseae
4/36b-d	132cd	114bc	4/33bc	12/13c	00/0b	Rhizophagus irregularis
6/35d	150b-d	125bc	8/34bc	70/13c	00/0b	Glomus fasciculatum
8/37a-d	187a-c	146ab	9/38b	92/14bc	0/54a	B. japonicum + F. mosseae
6/40a	228a	162a	0/52a	65/18a	3/59a	B. japonicum + R. irregularis
06/4a	199ab	173a	1/48a	60/19a	5/69a	B. japonicum + G. fasciculatum
41/37b	6/35c	0/24e	23/11d	06/6b	00/0b	شاهد	I140
43/40a	3/43bc	6/25de	91/11d	01/7b	3/22a	Brady rhizobium japonicum
3/35b	0/38bc	4/43bc	12/19c	63/7b	00/0b	Funneliformis mosseae
43/40a	3/58a-c	1/37cd	16/18c	12/8b	00/0b	Rhizophagus irregularis
32/35b	3/50bc	5/32de	04/17c	7.33b	00/0b	Glomus fasciculatum
56/40a	0/58a-c	3/57a	0/28a	76/11a	3/26a	B. japonicum + F. mosseae
1/41a	3/80a	3/49ab	86/22b	0/11a	0/39a	B. japonicum + R. irregularis
23/42a	3/61ab	0/46bc	47/22b	2/11a	3/34a	B. japonicum + G. fasciculatum
25/34b	198e	7/163d	02/33d	7/19e	00/0d	شاهد	I60
83/37ab	287c-e	227c	5/35cd	4/16f	07/9c	Brady rhizobium japonicum
8/38ab	260de	241bc	7/46bc	4/26bc	00/0d	Funneliformis mosseae
52/37ab	311cd	259bc	5/44b-d	2/23d	00/0d	Rhizophagus irregularis
91/36ab	316cd	239bc	1/42b-d	1/24cd	00/0d	Glomus fasciculatum
88/35ab	350bc	268a-c	2/51ab	1/23d	8/10c	B. japonicum + F. mosseae
53/42a	517a	308a	9/61a	2/29a	2/89b	B. japonicum + R. irregularis
36/38ab	416b	271ab	3/50ab	7/26b	7/61a	B. japonicum + G. fasciculatum
9/38a-c	127e	1/84b	94/24c	36/10e	00/0c	شاهد	I100
1/40-c	134e	5/109ab	66/30a-c	57/14bc	2/24b	Brady rhizobium japonicum
6/35c	131e	107ab	45/28bc	07/13cd	00/0c	Funneliformis mosseae
4/40ab	153cd	3/119a	03/36a	55/16a	00/0c	Rhizophagus irregularis
6/40ab	162bc	4/106ab	46/34ab	03/15ab	00/0c	Glomus fasciculatum
5/36bc	140de	6/122a	42/34ab	23/13c	6/22b	B. japonicum + F. mosseae
0/40a-c	189a	2/128a	93/34ab	57/11de	0/60a	B. japonicum + R. irregularis
4/41a	170b	121a	44/36a	29/13c	7/38b	B. japonicum + G. fasciculatum
00/0b	3/32c	55/30e	63/15c	46/7c	00/0b	شاهد	I140
53/38a-c	0/50b	0/37c-e	04/18c	03/9 a-c	9/26a	Brady rhizobium japonicum
3/37bc	2/37c	1/50a-c	53/24b	51/9 a-c	00/0b	Funneliformis mosseae
06/41ab	6/51b	6/47a-d	92/22b	76/9a-c	00/0b	Rhizophagus irregularis
83/38a-c	6/59b	1/35de	7/17c	35/8bc	00/0b	Glomus fasciculatum
03/42ab	0/54b	7/59a	33/27a	467/11a	4/22a	B. japonicum + F. mosseae
66/41ab	3/89a	33/51ab	21/23b	23/11ab	7/31a	B. japonicum + R. irregularis
13/43a	0/79a	2/39b-e	2/17c	33/10 ab	3/27a	B. japonicum + G. fasciculatum

حروف مشترک درهر ستون عدم تفاوت معنی‌دار با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد را نشان می‌دهد. I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلی‌متر از تشتک تبخیر کلاس A.

 

 

بحث

        میکروارگانیسم‌های محرک رشد گیاه در سال‌های اخیر یکی از روش‌های سازگار با محیط زیست، ارزان قیمت برای تولید پایدار گیاهان در شرایط مختلف مورد توجه قرار گرفته است. نتایج مطالعه حاضر نیز نشان داد که تلقیح گیاه سویا با برخی از گونه‌های میکوریزا به همراه باکتری برادی‌ریزوبیوم منجر به بهبود ویژگی‌های فیزیولوژیک مانند مقدار کلروفیل برگ، پرولین، MDA و فعالیت آنزیم SOD، برای افزایش تحمل گیاه تحت تنش خشکی، در هر دو سال مطالعه شد، به‌طوری که گونه‌های R. Irregularis و G. fasciculatum، به ویژه در تلقیح توام با باکتری B. japonicum، مقدار کلروفیل a را 3/17-7/4 درصد تحت I100 و 56/22-6 درصد تحت I140، نسبت به شاهد افزایش دادند که این افزایش برای مقدار پرولین 4/39-2/13 درصد تحت I100 و 5/19-8/6 درصد تحت I140، بود. اما فعالیت آنزیم SOD در اغلب تیمارها کمتر از تیمار شاهد بود و در اغلب شرایط گیاهان تلقیح شده دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + F. mosseae پایین‌ترین فعالیت SOD را نشان دادند. این نتایج با نتایج Musyoka و همکاران (2020) و Dabré و همکاران (2022) منطبق می‌باشد. Gough و همکاران (2021) علت افزایش مقدار کلروفیل برگ و افزایش فعالیت آنزیم‌های اکسیداتیو در گیاهان میکوریزایی را ناشی از افزایش جذب آب توسط قارچ میکوریزا گزارش کردند زیرا هیف‌های قارچ میکوریزا محدوده دسترسی ریشه را در خاک گسترش داده و آب را در اختیار گیاه قرار می‌دهند (Mohammadi et al., 2019). افزایش فعالیت آنزیم SOD به‌عنوان پاسخ کلی به تنش آبی (Hasanuzzaman et al., 2022)، نتیجه‌ای از مهار سنتز آنزیم یا تغییر در جمع‌آوری آنزیم‌های زیرواحد در شرایط تنش است (Fazeli et al., 2015)؛ همچنین ممکن است با تخریب ناشی از پروتئازهای پراکسی‌زومی القا‌شده مرتبط باشد یا ممکن است پیامد غیرفعال‌شدن نوری آنزیم باشد (Liu et al., 2008) کاهش میزان کلروفیل a، b، کل و کارتنوئید در اثر تنش خشکی شدید به‌علت افزایش تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن می‌باشد که این رادیکال‌های آزاد باعث پراکسیداسیون و در نتیجه تجزیه این رنگیزه می‌گردند (Jiménez et al., 2021). در شرایط تنش، افزایش متوسط فعالیت SOD برگ در گیاهان تلقیح‌شده با ریزوبیوم و میکوریزا نشان می‌دهد تلقیح در این گیاهان قادر به افزایش فعالیت این آنزیم برای مقابله با خسارت اکسیداتیو ناشی از کمبود آب است؛ ازاین‌رو، میکروارگانیسم‌ها قادر به تنظیم واکنش‌های اکسیداتیو و دفاع آنتی‌اکسیدانی هستند (Ortiz et al., 2015)، به‌طوری‌که تلقیح دوگانه قارچ میکوریزا و باکتری‌ برادی‌ریزوبیوم، تولیدات آنتی‌اکسیدانی را افزایش می‌دهند که این افزایش آنتی‌اکسیدانی موجب کم‌کردن گونه‌های فعال اکسیژن در برابر تنش و محافظت سلول‌ها در برابر تنش اکسیداتیو می‌شود (Samsami et al., 2019). Andrade و همکاران (2010) در گزارش‌های خود، افزایش فعالیت آنزیم SOD و کاتالاز (CAT) را در گیاه لوبیا تلقیح شده با میکوریزا، عنوان کردند. Salloum و همکاران (2018) عنوان داشتند با افزایش کلونیزاسیون ریشه، سیستم ریشه‌اي گیاه میزبان توسعه یافته و باعث افزایش سطح جذب ریشه‌ها به علت نفوذ هیف‌هاي قارچ در خاك می‌شود و در نتیجه ریشه به حجم بیشتري از خاك دسترسی پیدا کرده و کارایی جذب آب و عناصر غذایی افزایش می‌یابد. البته با افزایش شدت خشکی مقدار پرولین و MDA در همه تیمارها افزایش یافت با این تفاوت که در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به شاهد مقدار پرولین افزایش و مقدار MDA کاهش یافت. در همین ارتباط Nath و همکاران (2016) اذعان داشتند که در شرایط تنش کم‌آبی، غلظت زیاد مالون‌دی‌آلدئید در برگ‌ها ممکن است با تجمع زیاد H2O2 در گیاهان همراه باشد که نشان‌دهندۀ میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی است. باوجود این، گیاهان تلقیح‌شده دارای MDA کمتری نسبت به گیاهان شاهد تلقیح‌نشده بودند که نشان‌دهندۀ دخالت هر دو نوع میکروارگانیسم در متابولیسم ROS است (Ashwin et al., 2022). گزارش شده است در اثر تنش کم‌آبی، غلظت MDA در گونه‌های میکوریزی نسبت به شاهد کاهش می‌یابد، اما این کاهش در گونه‌های قارچ همزیست یکسان نیست (Grümberg et al., 2015).

        از طرف دیگر تجمع پرولین در شرایط تنش ممکن است به‌علت کاهش اکسیداسیون پرولین یا تحریک سنتز آن از گلوتامات یا افزایش فعالیت آنزیم پروتئاز باشد (Jiménez et al., 2021). پرولین نقش محافظت‌کنندگی آنزیم‌های سیتوزولی (حفاظت از آنزیم کربوکسیلاز) و ساختار سلولی را بر عهده دارد؛ ازاین‌رو، پرولین طی شرایط تنش در سلول انباشت می‌شود (Fang and Xiong, 2015). شرایط کم‌آبی از طریق افزایش بیان آنزیم‌های سنتزکنندۀ پرولین و کاهش فعالیت آنزیم‌های تخریب پرولین سبب افزایش پرولین در گیاه می‌شود (Serraj and Sinclair, 2002). معمولاً گیاهان میکوریزایی با استفاده از روابط آبی و تغذیه‌ی بهتر نسبت به گیاهان بدون میکوریزا می‌توانند به‌طور موقت از شرایط تنش خشکی فرار کنند و کمتر دچار آسیب شوند و درنتیجه، میزان پرولین نسبت به گیاهان بدون میکوریزا افزایش کمتری نشان می‌دهد (Hashem et al., 2019; Oliveira et al., 2022).  

        يكي از عوامل اصلي تعيين كننده عملکرد دانه حبوبات، تعداد غلاف در بوته است که وابستگی زیادی به تأمين عناصر غذايي مورد نياز گياه دارد (Semba et al., 2021). نتایج ما نشان داد که اگرچه تنش خشکی منجر به کاهش عملکرد و اجزای عملکرد شد، اما میکروارگانیسم‌ها تحمل گیاه را افزایش داده و باعث افزايش تعداد غلاف، تعداد دانه و عملکرد دانه شد که آن را می‌توان به تأمين تدريجي عناصر غذايي و بهبود شرایط فیزیولوژیک رشد نسبت داد. می‌توان نتیجه گرفت که احتمالاً خواص شیمیایی و فیزیکی اسید هیومیک موجود در پیرامون میکوریزا (Wang et al., 2017)، از طریق احتباس آب، افزایش ظرفیت نگهداري عناصر غذایی و افزایش هورمون‌هاي تنظیم کننده رشد و نیز افزایش فعالیت میکروارگانیسم‌ها (Mondani et al., 2019)، باعث افزایش تجمع عناصر مورد نیاز در گیاه شده و تعداد ساقه فرعی، تعداد غلاف و تعداد دانه در بوته افزایش می‌یابد (Al-Karaki and Williams, 2021). میکروارگانیسم‌های مفید، به‌ویژه قارچ میکوریزا، می‌توانند بیوماس گیاه و عملکرد بیولوژیک را از طریق سنتز فیتوکروم‌ها، افزایش فراهمی مواد غذایی، آسان کردن جذب مواد غذایی، کاهش سمیت فلزات سنگین در گیاهان، جلوگیري از عوامل بیماري‌زا و القا مقاومت سیستماتیک به عوامل بیماري‌زا افزایش دهند (Grümberg et al., 2015; Wang et al., 2017). همچنین Samsami و همکاران (2019)، افزایش 8/43 درصدي عملکرد بیولوژیک به واسطه تلقیح بذر سویا با ریزوبیوم و میکوریزا را گزارش کرده و علت را به تولید اسید ایندول -3- استیک (IAA) به‌وسیله این میکروارگانیسم‌ها نسبت دادند. از طرف دیگر Bharti و همکاران (2018)، نیز مشاهده کردند که تلقیح گیاه سویا با باکتری ریزوبیوم به طور معنی‌دار تعداد شاخه فرعی، تعداد دانه و غلاف در بوته را افزایش داد و این افزایش را ناشی از افزایش تعداد گره ریشه، تثبیت نیتروژن، جذب عناصر و همچنین تولید محرک‌های هورمونی رشد معرفی کردند. در این ارتباط Dabré و همکاران (2022) و Egamberdieva و همکاران (2015)، نیز در مطالعه‌ای مشابه اعلام کردند که افزایش تعداد دانه و غلاف در گیاه ممکن است ناشی از اثر افزایش دسترسی به مواد غذایی توسط میکوریزا و برادی‌ریزوبیوم گیاه باشد که منطبق با نتایج ما می‌باشد. Musyoka و همکاران (2022) نیز با ارزیابی نقش میکوریزا در توسعه ریشه‌های مویین ماش، گزارش کردند که میکوریزا با افزایش ظرفیت فتوسنتزی و بهبود روابط آبی گیاه منجر به افزایش جذب عناصرغذایی از خاک می‌شود. گزارش شده است که هيف‌هاي قارچ‌هاي ميكوريزا قادر به تأمين 60 درصد از نياز گياه همزيست خود به فسفر هستند (Gough et al., 2021). در آزمایش ما نیز باکتری‌ برادی‌ریزوبیوم در شرایط کاربرد میکوریزا بیشترین تعداد گره را نشان دادند و تیمارهای بدون تلقیح برادی ریزوبیوم فاقد گره بودند. Ashwin و همکاران (2022) ضمن به دست آوردن نتایج مشابه گزارش کردند که برادی ریزوبیوم و قارچ میکوریزا، با افزایش رشد ریشه و فراهم نمودن عناصری مانند فسفر و آهن تعداد گره ریشه را افزایش می‌دهند. البته در مطالعه حاضر بین گونه‌های میکوریزایی از نظر غلظت فسفر و آهن تفاوت وجود داشت و در اغلب صفات گونه R. Irregularis و G. fasciculatum نسبت به دو گونه دیگر برتری داشت. البته در بررسی‌های گوناگون در زمینۀ گیاهان مختلف در مناطق متفاوت به‌ویژه نواحی خشک ایران، همواره گونۀ  F. mosseaeو
R. Irregularis به‌شکل گونۀ غالب شناسایی و گزارش شده است (Alim et al., 2016; Hatami et al., 2020)، اما در مطاله حاضر گونه‌
 F. mosseaeنسبت به دو گونه دیگر اثر کمتری بر صفات اندازه‌گیری شده داشت که این موضوع ممکن است ناشی از سازگاری کمتر این گونه‌ با شرایط محیطی و خاکی منطقه و یا نوع گیاه میزبان و رقم آن، باشد. Augé (2001)، افزایش درصد کلونیزاسیون در یک گونه قارچی نسبت به گونه دیگر، به گونه گیاهی و نوع قارچ بستگی دارد و حتی ایزوله‌هاي یک گونه که از مناطق مختلف جمع‌آوري شده باشند. بنابراین سازگاری همزیستی گونه قارچ با میزبان بستگی به نوع گیاه، گونه، وضعيت فيزيولوژيكي گياه، شرایط خاکی (مانند pH، EC و ...) و ارتفاع از سطح دریا دارد (Wang et al., 2017). 

 

نتیجه‌گیری نهایی

        براساس نتایج به دست آمده، با افزایش شدت تنش خشکی، عملکرد و اجزای عملکرد کاهش یافت. استفاده از گونه‌های R. irregularis و
G. fasciculatum میکوریزا به‌ویژه در گیاهان تلقیح شده با B. japonicum، نسبت به حالت عدم کاربرد آنها مثبت ارزیابی شد به‌طوری که خسارت اکسیداتیو ناشی از خشکی (MDA) را کاهش و مقدار پرولین و فعالیت SOD را افزایش دادند که منتج به ارتقای تحمل گیاه به خشکی و بهبود عملکرد دانه، روغن و پروتئین در این تیمارها شد. به علاوه، تنش خشکی سبب کاهش معنی‌دار میزان فسفر و آهن دانه در همه تیمارها شد اما این کاهش در گیاهان تلقیحی دوگانه کمتر بود. بنابراین، نتایج ما نشان دادند استفاده از قابلیت همزیستی گونه‌های  R. irregularisو
G. fasciculatum قارچ میکوریزا همراه با باکتری
B. japonicum می‌تواند آسیب‌های تنش خشکی را با بهبود برخی از صفات فیزیولوژیک گیاه سویا، کاهش دهد و تحمل تنش را بهبود بخشد. برای مطالعات مشابه آتی نیز، ارزیابی تأثیر تنش خشکی در مراحل مختلف رشد سویا تحت تلقیح گونه‌های مختلف میکوریزا و باکتری‌های محرک رشد بر صفات فیزیولوژیک و زراعی، پیشنهاد می‌شود. 

 

 

References

Al-Karaki, G. N., and Williams, M. (2021). Mycorrhizal mixtures affect the growth, nutrition, and physiological responses of soybean to water deficit. Acta Physiologiae Plantarum, 43(5): 75. https://doi.org/10.1007/s11738-021-03250-0

Arnon, D. 1949. Copper enzymes in isolated chloroplasts polyphenoloxidase in Beta Vulgaris. Plant Physiology, 24 (1): 1-15. DOI: 10.1104/pp.24.1.1

Asadi Rahmani, H., Saleh-Rastin, N., Khavazi, K., Asgharzadeh, A., Fewer, D., Kiani, S., and Lindström, K. (2009). Selection of thermotolerant bradyrhizobial strains for nodulation of soybean (Glycine max L.) in semi-arid regions of Iran. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 25: 591-600. https://doi.org/10.1007/s11274-008-9927-8

Ashwin, R., Bagyaraj, D.J., and Raju, B. M. (2022). Dual inoculation with rhizobia and arbuscular mycorrhizal fungus improves water stress tolerance and productivity in soybean. Plant Stress, 4: 100084. https://doi.org/10.1016/j.stress.2022.100084

Augé, R.M. 2001. Water relations, drought and vesicular -arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhiza, 11(1): 3-42. https://doi.org/10.1007/s005720100097

Bates, L.S., Walderen, R.D. and Taere, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205-207. https://doi.org/10.1007/BF00018060

Bencherif, K., Dalpé, Y. and Sahraoui, A.L.H. 2019. Influence of native arbuscular mycorrhizal fungi and Pseudomonas fluorescens on Tamarix shrubs under different salinity levels. In: Microorganisms in Saline Environments: Strategies and Functions (pp. 265-283). Springer, Cham.‏ https://doi.org/10.1007/978-3-030-18975-4

Bharti, A., Agnihotri, R., Maheshwari, H. S., Prakash, A., and Sharma, M. P. (2018). Bradyrhizobia-mediated drought tolerance in soybean and mechanisms involved. In Silico Approach for Sustainable Agriculture, 121-139. https://doi.org/10.1007/978-981-13-0347-0_7

Boominathan, R. and Doran, P.M. (2002). Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist 156: 202-205. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2002.00506.x

Dabré, É. E., Hijri, M., and Favret, C. (2022). Influence on soybean aphid by the tripartite interaction between soybean, a rhizobium bacterium, and an arbuscular mycorrhizal fungus. Microorganisms, 10(6): 1196. https://doi.org/10.3390/microorganisms10061196

Egamberdieva D, Jabborova D, Berg, G. 2015. Synergistic inter actions between Bradyrhizobium japonicum and the endophyte Stenotrophomonas rhizophila and their effects on growth, nodulation and nutrition of soybean under salt stress. Plant and Soil, 39: 1–11. https://doi.org/10.1007/s11104-015-2661-8

Elabed, H., González-Tortuero, E., Ibacache-Quiroga, C., Bakhrouf, A., Johnston, P., Gaddour, K. and Rodríguez-Rojas, A. 2019. Seawater salt-trapped Pseudomonas aeruginosa survives for years and gets primed for salinity tolerance. BMC microbiology, 19(1): 142.‏ https://doi.org/10.1186/s12866-019-1499-2

Fang, Y. and Xiong, L. (2015) General mechanisms of drought response and their application in drought resistance improvement in plants. Cellular and Molecular Life Sciences, 72(4): 673-689. https://doi.org/10.1007/s00018-014-1767-0

Fazeli, F., Najafi Zarini., H., Arefrad, M. and Mirabadi, A.Z. (2015). Assessment of relation of morphological traits with seed yield and their diversity in M4 generation of soybean mutant lines (Glycine max (L.) Merrill) through factor analysis. Journal of Crop Breeding, 7(15): 47-56. (In Persian).

Giannopolitis, C. N. and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase: occurrence in higher plants. Plant Physiology, 59: 309-314. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309

Gough, E. C., Owen, K. J., Zwart, R. S., and Thompson, J. P. (2021). Arbuscular mycorrhizal fungi acted synergistically with Bradyrhizobium sp. to improve nodulation, nitrogen fixation, plant growth and seed yield of mung bean (Vigna radiata) but increased the population density of the root-lesion nematode Pratylenchus thornei. Plant and Soil, 465(1-2): 431-452. https://doi.org/10.1007/s11104-021-05007-7

Grümberg, B. C., Urcelay, C., Shroeder, M. A., Vargas-Gil, S., and Luna, C. M. (2015). The role of inoculum identity in drought stress mitigation by arbuscular mycorrhizal fungi in soybean. Biology and Fertility of Soil, 51:1-10. https://doi.org/10.1007/s00374-014-0942-7

Hasanuzzaman, M., Raihan, M. R. H., Nowroz, F., and Fujita, M. (2022). Insight into the mechanism of salt-induced oxidative stress tolerance in soybean by the application of Bacillus subtilis: Coordinated actions of osmoregulation, ion homeostasis, antioxidant defense, and methylglyoxal detoxification. Antioxidants, 11(10): 1856.  https://doi.org/10.3390/antiox11101856

Hashem, A., Abd_Allah, E. F., Alqarawi, A. A., Wirth, S., and Egamberdieva, D. (2019). Comparing symbiotic performance and physiological responses of two soybean cultivars to arbuscular mycorrhizal fungi under salt stress. Saudi Journal of Biological Sciences, 26(1): 38-48. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2016.11.015

Hatami N., Bazgir E., Sedaghat E. 2020. Darvishnia M. Isolation and study of morphology and phylogeny of arbuscular mycorrhizal fungi coexisting with the roots of some medicinal plants in Kerman province. Agricultural Biotechnology Journal, 12(1): 23-44.  10.22103/JAB.2020.15110.1189

Jiménez, A., Sevilla, F., and Martí, M. C. (2021). Reactive oxygen species homeostasis and circadian rhythms in plants. Journal of Experimental Botany, 72(16):5825-5840. https://doi.org/10.1093/jxb/erab318

Liu, J., Xie, X., Du, J., Sun, J. and Bai, X. (2008) Effects of simultaneous drought and heat stress on Kentucky bluegrass. Horticultural Science, 115: 190-195. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2007.08.003

Mohammadi, M., Modarres-Sanavy, S. A. M., Pirdashti, H., Zand, B. and Tahmasebi-Sarvestani, Z. (2019) Arbuscular mycorrhizae alleviate water deficit stress and improve antioxidant response, more than nitrogen fixing bacteria or chemical fertilizer in the evening primrose. Rhizosphere, 9: 76-89. https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2018.11.008

Mohebi Anabat M., Riahi H., Zangeneh S. (2015). Investigation on Arbuscular Mycorrhizal Fungi (AMF) associated with Crocus sativus in Khorasan Razavi and Southern Khorasan provinces (north east of Iran). Rostaniha, 16(2): 200-205.  10.22092/BOTANY.2016.105988

Mondani, F., Khani, K., Honarmand, S. J., and Saeidi, M. (2019). Evaluating effects of plant growth-promoting rhizobacteria on the radiation use efficiency and yield of soybean (Glycine max) underwater deficit stress condition. Agricultural Water Management, 213: 707-713. https://doi.org/10.1016/j.agwat.2018.11.004

Musyoka, D. M., Njeru, E. M., Nyamwange, M. M. E., and Maingi, J. M. (2020). Arbuscular mycorrhizal fungi and Bradyrhizobium co-inoculation enhances nitrogen fixation and growth of green grams (Vigna radiata L.) under water stress. Journal of Plant Nutrition, 43(7): 1036-1047. https://doi.org/10.1080/01904167.2020.1711940

Nath, M., Bhatt, D., Prasad, R., Gill, S. S., Anjum, N. A., and Tuteja, N. (2016). Reactive oxygen species generation-scavenging and signaling during plant-arbuscular mycorrhizal and Piriformospora indica interaction under stress condition. Frontiers in Plant Science, 7: 1574. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01574

Oliveira, T. C., Cabral, J. S. R., Santana, L. R., Tavares, G. G., Santos, L. D. S., Paim, T. P., and Mendes, G. C. (2022). The arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus clarus improves physiological tolerance to drought stress in soybean plants. Scientific Reports, 12(1): 9044. https://doi.org/10.1038/s41598-022-13059-7

Ortiz, N., Armada, E., Duque, E., Roldán, A. and Azcón, R. (2015) Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. Journal of Plant Physiology, 174: 87-96. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.08.019

Pathania, P., Rajta, A., Singh, P. C., and Bhatia, R. (2020). Role of plant growth-promoting bacteria in sustainable agriculture. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 30: 101842. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2020.101842

Salloum, M. S., Menduni, M. F., and Luna, C. M. (2018). A differential capacity of arbuscular mycorrhizal fungal colonization under well-watered conditions and its relationship with drought stress mitigation in unimproved vs. improved soybean genotypes. Botany, 96(2): 135-144. https://doi.org/10.1139/cjb-2017-0137

Samsami, N., Nakhzari Moghaddam, A., Rahemi Karizaki, A., and Gholinezhad, E. (2019). Effect of mycorrhizal fungi and rhizobium bacterial on qualitative and quantitative traits of soybean in response to drought stress. Journal of Crops Improvement, 21(1): 13-26.  https://doi.org/10.22059/jci.2019.262185.2066

Semba, R. D., Ramsing, R., Rahman, N., Kraemer, K., and Bloem, M. W. (2021). Legumes as a sustainable source of protein in human diets. Global Food Security, 28: 100520. https://doi.org/10.1016/j.gfs.2021.100520

Serraj, R. and Sinclair, T. R. (2002) Osmolyte accumulation: Can it really help increase crop yield under drought conditions? Plant, Cell and Environment, 25(2): 333-341. https://doi.org/10.1046/j.1365-3040.2002.00754.x

Wang, W., Shi, J., Xie, Q., Jiang, Y., Yu, N., and Wang, E. (2017). Nutrient exchange and regulation in arbuscular mycorrhizal symbiosis. Molecular Plant, 10(9): 1147-1158. https://doi.org/10.1016/j.molp.2017.07.012

 

 

 

 

 

 

65

---