اثر تلقیح دوگانه برادیریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر ویژگیهای فیزیولوژیک و عملکرد دانه سویا (Glycine max L.) تحت تنش خشکی
محورهای موضوعی : اکولوژی محیطیمحمدعلی زیرک قوتوربلاغ 1 , شهرام مهری 2 , حسین سلیمان زاده 3 , محمدحسین انصاری 4
1 - دانشجوی دکتری آگروتکنولوژی، گروه کشاورزی، واحد پارسآباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارسآبادمغان، ایران.
2 - گروه کشاورزی، واحد پارس آباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارسآبادمغان، ایران.
3 - گروه کشاورزی، واحد پارسآباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارسآبادمغان، ایران.
4 - گروه زراعت، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران.
کلید واژه: " تنش خشکی", سویا", " ریزوبیوم, "عملکرد روغن و دانه", " میکوریزا,
چکیده مقاله :
خشکسالی در حال تبدیل شدن به یک تهدید بزرگ برای تولید محصولات زراعی در جهان است. حبوبات به تنش خشکی حساس بوده و آثار منفی آن در عملکرد، پروتئین و روغن دانه نمایان میشود. فاکتورهای آزمایش شامل تنش خشکی در سه سطح (60، 100 و 140 میلیمتر تبخیر از تشتک کلاس A) به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونههای قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum، Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis، و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک تیمار شاهد)، میباشد. نتایج نشان داد که افزایش شدت تنش خشکی در هر دو سال وزن خشک بوته، تعداد غلاف، تعداد دانه در بوته، عملکرد دانه و روغن را در همه تیمارها کاهش داد اما این کاهش در برخی از تیمارها، بهویژه در تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + G. fasciculatum کمتر بود، اما برعکس، در همه تیمارها افزایش غلظت کلروفیل a، پرولین، مالوندیآلدئید (MDA) و فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز (SOD) تحت تنش خشکی (100 و 140 میلیمتر) در مقایسه با شرایط آبیاری نرمال (I60)، مشاهده شد. البته غلظت آهن و فسفر دانه تحت تاثیر برهمکنش تنش خشکی و میکروارگانیسمها قرار نگرفت و نیز بیشترین مقدار فسفر دانه در سطح 100 درصد تحلیه رطوبتی مشاهده شد. در بین تیمارها نیز، تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + G. fasciculatum نسبت به دیگر تیمارها، بر بهبود تحمل گیاه سویا به خشکی، اثر بیشتری داشتند. بر اساس نتایج به دست آمده میتوان تلقیح توام گیاه سویا با باکتری ریزوبیومی و گونه R. irregularis میکوریزا، را برای بهبود تحمل گیاه در برابر تنش خشکی و افزایش عملکرد دانه و روغن، پیشنهاد داد.
Legumes are sensitive to drought stress and its negative effects can be seen in yield, protein and seed oil. The experimental factors included drought stress at three levels (60, 100 and 140 mm of evaporation from the class A pan) as the main factor and the secondary factor including the combined inoculation of soybean symbiotic bacteria and mycorrhizal fungi species at eight levels (Bradyrhizobium japonicum, Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis), Glomus fasciculatum, B. japonicum + F. mosseae, B. japonicum + R. irregularis, and B. japonicum + G. fasciculatum along with a control treatment). The results showed that increasing the severity of drought stress in both years decreased plant dry weight, number of pods, number of seeds per plant, biological yield and seed and oil yield in all treatments, but this decrease in some treatments, especially in co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum was less. In all treatments the concentration of chlorophyll a, proline, malondialdehyde (MDA) and superoxide dismutase (SOD) enzyme activity increased under drought stress (100 and 140 mm) in comparison with normal irrigation conditions (I60), it was observed. Of course, the concentration of iron (Fe) and phosphorus (P) in the seed wasn't affected by the interaction of drought stress and microorganisms, and the highest amount of P in the seed was observed at the level of 140mm. Among the treatments, the co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum had a greater effect on improving soybean tolerance to drought than other treatments. Based on the obtained results, it is possible to suggest the inoculation of soybean seeds with B. japonicum bacteria and R. irregularis mycorrhizal species to improve the tolerance of the plant against drought stress and increase the yield of seeds and oil.
_||_
اثر تلقیح دوگانه برادیریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر ویژگیهای فیزیولوژیک و عملکرد دانه سویا (Glycine max L.) تحت تنش خشکی
محمدعلی زیرک قوتوربلاغ1، شهرام مهری2، حسین سلیمانزاده2، محمدحسین انصاری3
1 دانشجوی دکتری آگروتکنولوژی، گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد پارسآباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارسآباد، ایران؛
2 گروه زراعت، واحد پارسآباد مغان، دانشگاه آزاد اسلامی، پارسآباد، ایران؛
3 گروه زراعت، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران.
چکیده
خشکسالی در حال تبدیل شدن به یک تهدید بزرگ برای تولید محصولات زراعی در جهان است. حبوبات به تنش خشکی حساس بوده و آثار منفی آن در عملکرد، پروتئین و روغن دانه نمایان میشود. به همین منظور مطالعه مزرعهایی دوساله (1400-1399)، به صورت کرتهای خرد شده با سه تکرار در دشت مغان، اردبیل، انجام شد. فاکتورهای آزمایش شامل تنش خشکی در سه سطح (60، 100 و 140 میلیمتر تبخیر از تشتک کلاس A) به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونههای قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum، Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis، و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک تیمار شاهد)، میباشد. نتایج نشان داد که افزایش شدت تنش خشکی در هر دو سال وزن خشک بوته، تعداد غلاف، تعداد دانه در بوته، عملکرد دانه و روغن را در همه تیمارها کاهش داد اما این کاهش در برخی از تیمارها، بهویژه در تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + G. fasciculatum کمتر بود، اما برعکس، در همه تیمارها افزایش غلظت کلروفیل a، پرولین، مالوندیآلدئید (MDA) و فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز (SOD) تحت تنش خشکی (100 و 140 میلیمتر) در مقایسه با شرایط آبیاری نرمال (I60)، مشاهده شد. البته غلظت آهن و فسفر دانه تحت تاثیر برهمکنش تنش خشکی و میکروارگانیسمها قرار نگرفت و نیز بیشترین مقدار فسفر دانه در سطح 100 درصد تحلیه رطوبتی مشاهده شد. در بین تیمارها نیز، تیمارهای تلقیح دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + G. fasciculatum نسبت به دیگر تیمارها، بر بهبود تحمل گیاه سویا به خشکی، اثر بیشتری داشتند. بر اساس نتایج به دست آمده میتوان تلقیح توام گیاه سویا با باکتری ریزوبیومی و گونه R. irregularis میکوریزا، را برای بهبود تحمل گیاه در برابر تنش خشکی و افزایش عملکرد دانه و روغن، پیشنهاد داد.
کلمات کلیدی: تنش خشکی، ریزوبیوم، سویا، عملکرد روغن و دانه، میکوریزا.
مقدمه
سویا [Glycine max (L.) Merr.] گیاهی دولپه، یک ساله از خانوادهی لگومینوز یکی از منابع مهم تأمین پروتئین و روغن بوده و بهدلیل برخورداری از اسید چرب اشباع نشده، قابلیت هضم بالای روغن، مرغوبیت کنجاله، تثبیت نیتروژن از طریق ایجاد همزیستی با باکتریهای ریزوبیوم و افزایش حاصلخیزی خاک از اهمیت زیادی برخوردار است (Medic et al., 2014; Guo et al., 2022). روغن سویا 49 درصد اسید لینولئیک و 25 درصد اسید اولئیک دارد میزان پروتئین دانه سویا بیشتر از سایر دانههای روغنی است (Rodrigues et al, 2022). اهمیت جهانی سویا به دلیل درصد پروتئین بالای آن است به گونهای که از لحاظ ارزش در جیره غذایی متداول انسان در مقام سوم قرار دارد (Semba et al., 2021)، ضمن آنکه 95-درصد مصرف سرانهي روغن داخل کشور از طریق واردات تأمین میشود، بنابراین برنامهریزي و تحقیق جهت توسعه کشت دانههاي روغنی بهخصوص سویا در هر منطقه ضروري است. سویا همانند بسیاري از گیاهان زراعی از تنش کمآبی، متأثر میشود و بسته به وضعیت آبی در مراحل ویژهاي از فنولوژي خود بهویژه دوره رشد زایشی، کمیت و کیفیت آن تحت تأثیر قرار میگیرد (Bharti et al., 2018). در این راستا، گزارش شده است که کمبود آب تعداد غلاف و تعداد دانه در بوته، وزن هزار دانه، عملکرد دانه و شاخص برداشت را کاهش داد (Mondani et al., 2019). علاوه براین تنش خشکی از طریق ایجاد تنش ثانویه نظیر تنش اکسیداتیو سبب تغییر در مسیرهای سنتز ترکیبات و متابولیتهای ثانویه میشود (Sharma et al., 2012). مطالعههای بسیاری در زمینهی افزایش تجمع گونههای فعال اکسیژن (ROS) طی تنش خشکی گزارش شدهاند. گیاهان از طریق سازوکارهای آنتیاکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی گونههای فعال اکسیژنی ایجاد شده را کاهش میدهند (Hasanuzzaman et al., 2022)؛ تجمع گونههای فعال اکسیژن در سلول موجب آسیبرسیدن به لیپیدهای غشا، پروتئینها و نوکلئیکاسید میشود. طی فتوسنتز در وضعیت کمآبی، نشت زیاد الکترون بهسمت O2 اتفاق میافتد و انواع مختلف ROS نظیر سوپراکسید، پراکسیدهیدروژن، رادیکال هیدروکسیل و رادیکال اکسیژن تولید میکند. رادیکال سوپراکسید ممکن است بهوسیلۀ آنزیم سوپراکسیددیسموتاز بهH2O2 و سپس در کلروپلاست بهوسیلۀ آسکورباتپراکسیداز به آب تبدیل شود (Mittler et al., 2002; Jiménez et al., 2021).
يك سازوكار مفيد براي افزایش تحمل تنش خشکی در گياهان استفاده از ترکیباتی ارزان قیمت، پایدار و بدون آسیب به محیط زیست، مانند قارچهای میکوریزا است (Wang et al, 2017; Samsami et al, 2019). این قارچها از طریق رابطه همزیستی با ریشه گیاهان موجب افزایش کارآیی جذب عناصر غذایی پرمصرف و حتی کممصرف بهوسیله گیاهان میشوند. حبوبات نیز میتوانند با میکوریزا رابطه همزیستی برقرار کنند و زمانیکه تغییری در شرایط محیطی رخ دهد همزیستی میکوریزایی میتواند در تحمل تغییرات ناگهانی گیاه را یاری کند (Ashwin et al., 2022). علاوهبر قارچ میکوریزا، طیف وسیعی از میکروارگانیسمهای خاک در ریزوسفر شناخته شدهاند که قادر به تقویت رشد و افزایش محصول بسیاری از گونههای گیاهان زراعی هستند که به میکروارگانیسمهای محرک رشد گیاهان1 (PGPR) معروف هستند. این میکروارگانیسمها در ریشه و اطراف آن زنده مانده و ریزوسفر را برای فعالیتهای زیستی و ریشهایی گیاهان تقویت میکنند (Vessy, 2003). تحریک و افزایش رشد گیاه توسط PGPRها از راههای مختلفی مانند تثبیت نیتروژن مولکولی، تولید انواع هورمونهای گیاهی (اكسين، سيتوكينين، جيبرلين)، افزايش حلاليت تركيبهای نامحلول مثل فسفر و پتاسيم از طريق توليد اسيدهاي آلي، توليد سيدروفورها و افزايش فراهمي عناصر كم مصرف بهويژه آهن انجام میشود (Pathania et al., 2020). ضمن آنکه بهطور ویژهای بهدلیل قابلیت کلونیزاسیون عالی در سطح ریشه و قابلیت تولید دامنه وسیعی از آنزیمها و متابولیتها که در شرایط مختلف تنشهای کمبود آب میتوانند مفید باشند، مورد توجه قرار گرفتهاند (Elabed et al., 2019). کلونیزاسیون مکملهای باکتریایی2 میکوریزا مانند باکتریهای همزیست ریزوبیومی، در سطح ریشه استقرار یافته و رابطه همزیستی را تقویت نموده و مزایای زیادی برای گیاه میزبان فراهم میکنند (Bencherif et al., 2019; Gough et al., 2021). پتانسیل مکمل میکوریزا-ریزوبیوم شامل فرایندهایی است که استقرار و کارایی همزیستی را متأثر نموده و منجر به تحریک جوانهزنی اسپور، رشد مسیلها، بهبود تماس قارچ و ریشه میشود (Musyoka et al., 2020; Dabré et al., 2022).
باکتریهای ریزوبیوم، کربوهیدراتها و سایر مواد غذایی را از آوند آبکشی گیاه میزبان دریافت میکنند و انرژی دریافتی را در تبدیل نیتروژن هوا به یون آمونیوم و تولید اسیدهای آمینه، مصرف میکنند (Pathania et al., 2020). باکتری برادیرایزوبیوم ژاپونیکوم بهصورت طبیعی در خاکهای ایران وجود ندارد و باید باکتریها همراه بذر بهخاک اضافه شوند (Asadi Rahmani et al., 2009). در همزیستی باکتری برادیریزوبیومی با ریشه سویا، تثبیت نیتروژن برای کشاورزی پایدار اهمیت زیادی دارد و رشد گیاه را در خاکهای فقیر نیتروژن و خاکهای با کارآیی پایین کود نیتروژن حفظ میکند (Bharti et al., 2018). گزارش شده است که تلقیح گیاه سویا با باکتریهای مانند برادیریزوبیوم نسبت به گیاهان تلقیح نشده باعث افزایش عملکرد دانه تا 28 درصد، روغن تا 18 درصد و پروتئین دانه تا 37 درصد تحت تنش خشکی شد (Carciochi et al., 2019). از طرفی گزارش شده است که تلقیح دوگانه سویا با میکوریزا – برادیریزوبیوم از طریق کاهش پراکسیداسیون لیپیدها و نفوذپذیری غشا و افزایش تجمع ترکیبات تنظیمکنندۀ اسمزی و فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان قادر به کاهش خسارت ناشی از تنش خشکی هستند (Mohammadi et al., 2019; Samsami et al., 2019). علاوهبر این باکتریهای تثبیتکنندۀ نیتروژن همزیست در محیط ریشۀ گیاه توانایی ساخت و ترشح مواد زیستی فعال را دارند که تأثیر مثبت و مفیدی در توسعهی سیستم ریشهای داشته و درصد کلونیزاسیون میکوریزایی را افزایش میدهند. طرف دیگر قارچ میکوریزا با تولید ترکیبات فعال بیولوژیکی و فراهم کردن مواد مغذی به زنده ماندن و تکثیر باکتریهای محرک رشد گیاه کمک میکند (Egamberdieva et al., 2015). این همافزایی منجر به تولید ترکیبات مفید و موثر برای گیاه شده و با بهبود دسترسی مواد مغذی و القای مقاومت به گیاه در مقابل تنشهای مختلف مانند کمبود مواد مغذی، شوري، خشکی، اسیدیته و درجه حرارت خاک، رشد گیاه را افزایش میدهد (Musyoka et al., 2020). به همین منظور مطالعه حاضر به بررسی کاربرد ترکیبی از باکتری برادیریزوبیوم و گونههای قارچ میکوریزا بر ویژگیهای کمی و کیفی سویا تحت تنش خشکی در شرایط مزرعه به مدت دو سال در دشت مغان، پرداخت.
مواد و روشها
بهمنظور بررسی تأثیر کمبود و کاربرد قارچ میکوریزا و باکتری برادیریزوبیوم برخصوصیات کمی و کیفی سویا، آزمایشی بهصورت اسپلیت پلات در قالب طرح بلوکهای کامل تصادفی با سه تکرار در زمین زراعی شرکت کشت و صنعت و دامپروری پارس، مغان با طول جغرافیایی °۴۷ درجه و `10 دقیقه شرقی و عرض °39 درجه و `20 دقیقه شمالی، و 45 متر بالاتر از سطح دریا، بهصورت کشت دوم (بعداز برداشت گندم) اجرا شد. جهت تعیین بافت و ویژگیهای شیمیایی خاک محل آزمایش، نمونه خاکی از عمق 30-0 سانتیمتری، جمعآوری و به آزمایشگاه منتقل شد. نتایج آزمون خاک در جدول 1 ارائه شده است. میانگین بارندگی و دمای ماهیانه در طی دوره رشد محصول نیز در هر دو سال در شکل1 نشان داده شده است.
|
|
شکل1: میانگین بارندگی و دمای ماهیانه در طول دوره رشد گیاه سویا (مأخذ: ایستگاه هواشناسی پارسآباد)
جدول 1: ویژگیهای فیزیکی و شیمیایی خاک مزرعه آزمایشی در سالهای 1399 و 1400
pH | هدایت الکتریکی | کربن آلی | نیتروژن کل | فسفر | پتاسیم | آهک | شن | سیلت | رس | سال | |||||
(دسیزیمنس بر متر) | (درصد) | (میلیگرم بر کیلوگرم) |
| (درصد) |
| ||||||||||
18/7 | 678/0 | 34/2 | 218/0 | 9/19 | 234 | 0/4 | 3/17 | 5/37 | 2/45 | اول | |||||
91/6 | 509/0 | 01/2 | 241/0 | 5/17 | 251 | 4/4 | 4/18 | 0/37 | 6/44 | دوم |
تیمارهای آزمایشی عبارتند از: عامل تنش خشکی بر مبنای میلیمتر تبخیر از تشتک کلاس A با سه سطح شامل آبیاری نرمال (60 میلیمتر تبخیر (I60))، تنش خشکی متوسط (100 میلیمتر تبخیر (I100))، و تنش خشکی شدید (140 میلیمتر تبخیر (I140))،، به عنوان عامل اصلی و عامل فرعی نیز شامل تلقیح تلفیقی باکتری همزیست سویا و گونههای قارچ میکوریزا در هشت سطح (Bradyrhizobium japonicum، Funneliformis mosseae، Rhizophagus irregularis، Glomus fasciculatum، B. japonicum + F. mosseae، B. japonicum + R. irregularis، و B. japonicum + G. fasciculatum به همراه یک تیمار شاهد)، بود.
بعد از برداشت گندم، آماده سازی زمین شامل شخم و دیسک انجام شد. هر کرت آزمایشی شامل 4 خط کاشت به طول 5 متر با فاصله بوته 8 سانتیمتر روی خطوط کاشت و فاصله بین خطوط 30 سانتیمتر بود. بعد از آماده سازی کرتها، بذرها با صمغ عربی مخلوط شده و باکتری اضافه شد (برای هر کیلوگرم بذر 7 گرم مایه تلقیح که حاوی 107 سلول باکتری زنده میباشد) و قارچ میکوریزا نیز زیر بستر بذر ریخته شده و سپس بذرها با با دست کشت شدند. در هر نوبت آبیاری رطوبت خاک به حد ظرفیت مزرعه رسانده شد. در آزمایش تنش، تا زمان استقرار کامل گیاه (در مرحله تشکیل گرههای 5-4روی ساقه اصلی) آبیاری تمام تیمارها مشابه انجام شد.
در مرحله 50 درصد گلدهی، برای اندازهگیری صفات بیوشیمیایی، از رديفهای وسطی هر پلات سه بوته به طور تصادفی برداشت شد و در تانکر نیتروژن مایع به آزمایشگاه ارسال گردید.
استخراج و اندازهگیری رنگدانهها: برای اندازهگیري مقدار کلروفیل a، b و کل، از روش Arnon (1954) استفاده گردید که براي این منظور100 میلیگرم (1/0 گرم) وزنتر برگ در داخل هاون چینی با 10 میلیلیتر استن 80 درصد، ساییده گردید. سپس عصاره حاصل به لولههاي سانتریفوژ انتقال و به محلول درون لوله اضافه گردید .سپس لولهها بهمدت 10 دقیقه در rpm6000 سانتریفوژ شدند. محلول فوقانی به بالن ژوژه 25 میلیلیتر انتقال یافته و حجم آن توسط استن 80 درصد به 25 میلیلیتر رسید. اندازهگیري رنگیزهها با روش اسپکتروفتومتري با دستگاه (مدل UV_160A_SHIMADZO ساخت کشور ژاپن) انجام گرفت. به این ترتیب که مقدار جذب محلولها در طول موج 645 و 663 نانومتر خوانده شد. در نهایت با احتساب 25 میلیلیتر حجم نهایی، مقادیر کلروفیل به میلیگرم بر گرم وزنتر برگ تبدیل شد و غلظت کلروفیل a، b و کل با استفاده از فرمولهاي زیر محاسبه گردید:
معادله (1) Chl a (mg g-1 F.W.) = (12.68 × A663 - 2.69 × A645) × V/W
معادله (2) Chl b (mg g-1 F.W.) = (22.9 × A645 - 4.68 × A663) × V/W
معادله (2) Chl a + b (mg g-1 F.W.) = (2.02 × A645 + 8.02 × A663) × V/W
این فرمول chl a، chl b و chl a+b بهترتیب میزان کلروفیل a، کلروفیل b و کل است که برحسب عصاره گیاهی، V حجم نهایی استن مصرفی بر حسب میلیلیتر و W وزن بافتتر است.
پرولین برگ: اندازهگیری میزان پرولین برگ با استفاده از روش Bates و همکاران (1973) ابتدا 500 میلیگرم بافت زنده گیاهی در 10 میلیلیتر محلول 3 درصد اسید سولفوسالسیلیک در هاون ساییده، سپس مخلوط را با کاغذ صافی تصفیه و 2 میلیلیتر از عصاره حاصله را در لوله آزمایش ریخته و 2 میلیلیتر معرف اسید نینهیدرین (حاصل از افزودن 25/1 گرم نینهیدرین به 30 میلیلیتر اسید استیک گلاسیال) و 2 میلیلیتر اسیداستیک گلاسیال به آن اضافه گردید. در مرحله بعد لولهها بهمدت یک ساعت و در دمای 100 درجه سلسیوس قرار گرفت، پس از خروج، نمونهها در حمام یخ بهمدت 30 دقیقه نگهداری شدند، سپس 4 میلیلیتر تولوئن به محتوای هر لوله اضافه و30 ثانیه بهوسیله ورتکس مخلوط گردید. لولهها مدتی در دمای اتاق ثابت قرار گرفتند. در این مرحله دو لایه مجزا ایجاد و سرانجام جذب نوری لایه رنگی فوقانی در طول موج 520 نانومتر با استفاده از تولوئن بهوسیله اسپکتروفتومتر (مدل UV_160A_SHIMADZO ساخت کشور ژاپن) قرائت شد.
اندازهگیری مالوندیآلدئید (MDA): سنجش مالوندیآلدئید بهعنوان معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها بر اساس روش Boominathan و Doran (2002) صورت گرفت. عصارۀ برگ در محلول 1/0 درصد تری کلرواستیک اسید (TCA) استخراج شده و به مدت پنج دقیقه در 10000 دور سانتریفوژ گردید. نسبت 1 به 4 از روشناور با محلول 20 درصد از TCA حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک اسید در لولۀ آزمایش باهم مخلوط شده و به مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجهی سلسیوس قرارگرفت. سپس لولهها بهسرعت در یخ سرد شده و به مدت 15 دقیقه در 10000 دور سانتریفوژ شدند. همزمان با عصارههای برگ محلولهای استاندارد در محدودۀ صفر تا 100 نانومول از 1،1،3،3- تترا اتوکسی پروپان تهیه شده و جذب نمونهها در 532 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر مورد اندازهگیری قرارگرفت. در نهایت غلظت مالون دی آلدئید نمونهها برحسب نانومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.
فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز (SOD): فعالیت آنزیم SOD از طریق اندازه گیری توانایی آن در جلوگیری از احیای نوری نیتروبلوتترازولیومکلراید (NBT) به روش Giannopolitis و Ries (1977) اندازهگیری شد. 3 میلیلیتر مخلوط واکنش شامل فسفات پتاسیم 50 میلیمولار (8/7 = pH)، متیونین 13 میلیمولار، نیتروبلوتترازولیوم کلراید 75 میکرومولار، اتیلن دیآمین تترا استیکاسید 1/0 میلی مولار، ریبوفلاوین 360 میکرومولار و 30 میکرولیتر عصاره خام بود. پس از آن که مخلوط به هم زده شد سلهای اسپکتروفتومتر به مدت 10 دقیقه در زیر یک لامپ فلورسنت w15 به فاصله 35 سانتیمتر قرار داده شد. با خاموش کردن لامپ واکنش متوقف و جذب مخلوط واکنش در 560 نانومتر خوانده شد. یک واحد فعالیت آنزیم SOD، مقدار آنزیمی در نظر گرفته میشود که میتواند تا50 درصد مانع از احیای نوری NBT گردد. فعالیت ویژه آنزیم به صورت تعداد واحدهای آنزیم در میلیگرم پروتئین در دقیقه گزارش گردید.
در مرحله رسیدگی با رعایت حاشیه، هشت گیاه بهصورت تصادفی از هر کرت انتخاب و برداشت شدند و تعداد غلاف، تعداد دانه در غلاف و تعداد دانه در بوته و نیز وزن صد دانه، تعیین شد. عملکرد دانه نیز (بر مبنای 14 درصد رطوبت) از سطح پنج متر مربع از مرکز هر کرت اندازهگیری شد. محتوای رطوبت بذر به کمک دستگاه رطوبت سنج دیجیتالی (Model GMK-303R5-Korea) اندازهگیری گردید. جهت تعیین وزن خشک اندام هوایی، بوتههای برداشت شده یک مترمربع در پاکت کاغذی ریخته و سپس در آون در دمای 72 درجه سلسیوس بهمدت 48 ساعت خشک گردید و بهصورت عملکرد بیولوژیک در هکتار بیان گردید. مقدار نیتروژن دانه توسط روش کجلدال، درصد روغن با دستگاه سوکسله و نیز مقدار فسفر به روش وانادات-مولیبدانات و مقدار آهن به روش جذب اتمی اندازهگیری شد.
تجزیه و تحلیل دادهها: همه صفات اندازهگیری شده برای هر دو سال مشابه بود. نتایج ثبت شده برای مقایسه میانگین، میانگین سه تکرار در هر آزمایش است. تجزیه و تحلیل دادهها با استفاده از نرمافزارSAS نسخه 2/9 انجام شد و میانگینها با استفاده از آزمون حداقل تفاوت معنیدار (LSD) در سطح احتمال پنج درصد (05/0> P) مورد مقایسه قرار گرفتند. زمانی که اثر متقابل صفات معنیدار شد، مقايسه ميانگينهای اثر متقابل با استفاده از روش برشدهی (Slice) و روش L.S.Means انجام شد.
نتایج
کلروفیل برگ
نتایج نشان داد که کلروفیل a تحت تاثیر برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم و کلروفیل b تحت تاثیر برهمکنش سال × تنش قرار گرفت (جدول 2). مقایسه میانگین کلروفیل a نشان داد که در همه تیمارها با افزایش کمبود آب، کلروفیل a کاهش یافت به طوری که این کاهش در سطح 90 میلیمتر در سال اول 31-17 درصد و در سال دوم 33-20 درصد و در سطج 120 میلیمتر در سال اول 49-28 درصد و در سال دوم 43-31 درصد، نسبت به سطح 60 میلیمتر (عدم تنش)، بود. در بین تیمارها نیز در اغلب سطوح کمبود آب، گیاهان تیمار شده با تلقیح دوگانه T7 و T8 نسبت به سایر تیمارها، مقدار کلروفیل a بالاتری نشان دادند (جدول 3). مقایسه میانگین کلروفیل b نیز نشان داد که در هر دو سال سطح خشکی 90 میلیمتر بیشترین مقدار کلروفیل b را نشان داد و بین سطوح 60 و 120 میلیمتر تفاوت معنیدار وجود نداشت (شکل A2). علاوه بر این کلروفیل کل نیز تحت تاثیر برهمکنش سال × تنش و اثر اصلی میکروارگانیسم، قرار گرفت (جدول 2). شکل B2 نشان میدهد که با افزایش شدت تنش کلروفیل کل کاهش یافت به طوری که از 11/5 به 47/3 و 73/2 میلیگرم بر گرم در سال اول و 76/5 به 54/3 و 18/3 میلیگرم بر گرم در سال دوم، کاهش یافت. در بین میکروارگانیسمها نیز تیمارهای تلقیحی کلروفیل کل بالاتری نشان دادند و تیمارهای تلقیحی دوگانه، T7 و T8 نسبت به سایر تیمارها برتری داشتند (شکل C2).
|
|
|
شکل 2- مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال × تنش خشکی بر کلروفیل b (A) و کلروفیل کل (B) و نیز اثر اصلی میکروارگانیسم بر مقدار کلروفیل کل (C). I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلیمتر از تشتک تبخیر کلاس A.
T1: شاهد, T2: B. japonicum, T3: F. mosseae, T4: R. irregularis, T5: G. fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.
مقدار پرولین و مالوندیآلدهید در برگ
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار پرولین و MDA، معنیدار بود (جدول ۳). مقایسه میانگین نشان داد که در هر دو سال با افزایش شدت خشکی مقدار پرولین و MDA در همه تیمارها بهطور معنیدار افزایش یافت با این تفاوت که در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به گیاهان کنترل مقدار پرولین بیشتری مشاهده شد درحالیکه مقدار MDA در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به تیمار شاهد کمتر بود. در بین تیمارها نیز B. japonicum + R. irregularis (510 و 580 میکروگرم بر گرم بهترتیب در سال اول و دوم) تحت I140 بیشترین پرولین را تولید کرد اما بیشترین مقدار MDA در تیمار شاهد (143 و 202 نانومول بر گرم بهترتیب در سال اول و دوم)، مشاهده شد (جدول 4).
جدول 2. تجزیه واریانس اثر تلقیح میکروارگانیسمهای ریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر MDA، SOD، کلروفیل و پرولین تحت تنش خشکی
|
|
| میانگین مربعات (MS) |
|
| درجه آزادی | S.O.V | |
تعداد گره ریشه | پرولین | MDA | SOD | کلروفیل a | کلروفیل b | کلروفیل کل | ||
1835ns | 45966** | 152828** | 202740** | 91/5** | 34/2** | 7/15** | 1 | Y |
328 | 6235 | 3/67 | 1115 | 171/0 | 056/0 | 244/0 | 4 | Y × R |
2110* | 5199ns | 13326** | 224503** | 95/4** | 63/1** | 1/12** | 2 | I |
590ns | 38105** | 57103** | 28557* | 23/6** | 18/2** | 8/15** | 2 | Y × I |
299 | 10241 | 1182 | 13981 | 69/0 | 015/0 | 084/0 | 8 | I(Y × R) |
925ns | 7094.ns | 24820** | 27431** | 032/0ns | 003/0 ns | 038/0ns | 7 | F |
1146ns | 23832** | 11756** | 20125** | 024/0ns | 011/0 ns | 067/0ns | 7 | Y × F |
301ns | 16068** | 22317** | 46734** | 097/0* | 007/0ns | 12/6** | 14 | I × F |
2651* | 22422** | 12333** | 46574** | 76/3** | 013/0ns | 045/0ns | 14 | Y × I × F |
589 | 6255 | 9/865 | 6263 | 023/0 | 017/0 | 035/0 | 84 | خطا |
7/93 | 2/32 | 92/20 | 86/19 | 75/10 | 53/8 | 67/11 | - | CV (%) |
** معنیدار در سطح احتمال 01/0، * معنیدار در سطح احتمال 05/0، ns: عدم تفاوت معنیدار. S.O.V: منبع تغییرات، df: درجه آزادی، Y: سال، R: تکرار، I: آبیاری، F: میکروارگانیسم؛ SOD: سوپراکسیددیسموتاز؛ MDA: مالوندی آلدئید.
مقدار فعالیت آنزیم SOD
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر فعالیت آنزیم SOD معنیدار بود (جدول ۳). مقایسه میانگین اثر تیمارها بر فعالیت آنزیم SOD نشان داد در هر دو سال با افزایش خشکی فعالیت آنزیم SOD در همه تیمارها نیز افزایش یافت بهطوری که فعالیت SOD در I100 در سال اول 7/43-1/14 درصد و در سال دوم 5/36-3/11 درصد و در سطح I140در سال اول 7/69-6/38 درصد و در سال دوم 3/57-2/26 درصد، افزایش یافت. در بین تیمارها نیز اگرچه در سال اول بیشترین فعالیت SOD در تیمار کنترل مشاهده شد اما در سال دوم به لحاظ آماری با تیمارهای میکوریزایی بدون کاربرد B. japonicum، تفاوت معنیدار نشان نداشت و در تیمارهای تلقیح دوگانه فعالیت SOD پایینتر بود. در اغلب شرایط گیاهان تلقیح شده دوگانه3B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + F. mosseae پایینترین فعالیت SOD را نشان دادند.
جدول 3. مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال و تلقیح میکروارگانیسمهای ریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر MDA و SOD تحت تنش خشکی
پرولین (μg g─1) | مالوندی آلدئید (nmoL g─1) | سوپراکسید دیسموتاز (U mg─1 protein min─1) | کلروفیل a (mg g─1 FW) | میکروارگانیسم | تنش خشکی |
208e | 0/44a | 257ab | 45/4d | شاهد |
|
271b | 1/33b | 251b | 94/4a-d | Brady rhizobium japonicum |
|
220d | 0/29b | 283ab | 57/4cd | Funneliformis mosseae | I60 |
253bc | 0/41a | 287a | 97/4a-c | Rhizophagus irregularis |
|
268b | 4/30b | 188b | 68/4cd | Glomus fasciculatum |
|
256bc | 7/31b | 261ab | 91/4b-d | B. japonicum + F. mosseae |
|
235cd | 0/33b | 166cd | 52/5a | B. japonicum + R. irregularis |
|
310a | 0/28b | 143d | 33/5ab | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
301bc | 142a | 449a | 76/2d | شاهد |
|
273c | 130bc | 291e | 98/2a-d | Brady rhizobium japonicum |
|
295bc | 121d | 358bc | 86/2a-d | Funneliformis mosseae |
|
288bc | 126cd | 334cd | 83/2b-d | Rhizophagus irregularis | I100 |
322ab | 119d | 367b | 08/3a-c | Glomus fasciculatum |
|
335ab | 136ab | 356bc | 81/2cd | B. japonicum + F. mosseae |
|
324ab | 108e | 295e | 11/3ab | B. japonicum + R. irregularis |
|
366a | 1/94f | 316de | 14/3a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
346d | 154a | 665a | 063/2c | شاهد |
|
340d | 138b | 611ab | 253/2a-c | Brady rhizobium japonicum |
|
358c | 135b | 567b | 136/2bc | Funneliformis mosseae |
|
373bc | 132b | 468cd | 386/2a | Rhizophagus irregularis |
|
376bc | 131b | 472c | 273/2ab | Glomus fasciculatum | I140 |
398b | 129b | 454.cd | 350/2a | B. japonicum + F. mosseae |
|
510a | 122b | 407d | 374/2a | B. japonicum + R. irregularis |
|
410b | 105c | 451cd | 285/2ab | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
|
|
|
|
|
|
238c | 0/86b | 377a | 52/3b | شاهد |
|
278ab | 7/84b | 362a | 07/4ab | Brady rhizobium japonicum |
|
241c | 118a | 314a-c | 15/4ab | Funneliformis mosseae | I60 |
266ab | 3/70c | 347ab | 94/3ab | Rhizophagus irregularis |
|
237c | 1/54de | 250c | 17/4ab | Glomus fasciculatum |
|
281ab | 7/45e | 323ab | 95/3ab | B. japonicum + F. mosseae |
|
286ab | 4/55d | 291bc | 36/4a | B. japonicum + R. irregularis |
|
296a | 7/72c | 265c | 32/4a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
284c | 130b-d | 472a | 63/2d | شاهد |
|
308bc | 144a | 471a | 91/2c | Brady rhizobium japonicum | I100 |
326b | 140ab | 391b | 74/2cd | Funneliformis mosseae |
|
336b | 127cd | 423b | 96/2c | Rhizophagus irregularis |
|
276c | 136a-c | 420b | 91/2c | Glomus fasciculatum |
|
332b | 132a-d | 418b | 95/2c | B. japonicum + F. mosseae |
|
395a | 134a-d | 412b | 35/3b | B. japonicum + R. irregularis |
|
374ab | 125d | 398b | 63/3a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
453b | 203a | 632a | 096/2b | شاهد |
|
513ab | 198a | 624a | 28/2ab | Brady rhizobium japonicum | I140 |
383c | 182b | 511cd | 24/2ab | Funneliformis mosseae |
|
463b | 152c | 540bc | 31/2ab | Rhizophagus irregularis |
|
479b | 170b | 572b | 201/2ab | Glomus fasciculatum |
|
449b | 177b | 468e | 243/2ab | B. japonicum + F. mosseae |
|
580a | 150c | 495de | 43/2 a | B. japonicum + R. irregularis |
|
566a | 143c | 507cd | 57/2 a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
حروف مشترک درهر ستون عدم تفاوت معنیدار با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد را نشان میدهد.
تعداد گره ریشه
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم بر تعداد گره ریشه، معنیدار بود (جدول 3). بررسی مقایسه میانگین نشان داد که در هر دو سال، در تیمارهای بدون تلقیح برادیریزوبیوم هیچ گرهایی روی ریشه مشاهده نشد اما در گیاهان تلقیح شده گرههای ریزوبیومی تشکیل شده بود، با این وجود کمبود آب تعداد گره را کاهش داد و بر خلاف سطوح بدون تنش و تنش ملایم، که تیمارهای تلقیح دوگانه نسبت به تیمار تلقیحی برادیریزوبیوم منفرد، برتری معنیدار مشاهده شد اما در شرایط تنش خشکی شدید بین تیمارهای تلقیح دوگانه و تیمار تلقیحی برادیریزوبیوم به لحاظ آماری تفاوت معنیدار وجود نداشت. در بین تیمارها بیشترین تعداد گره ریشه در هر دو سال از گیاهان تیمار شده با B. japonicum + G. fasciculatum تحت شرایط بدون تنش بهدست آمد (جدول 4).
جدول 3. تجزیه واریانس اثر تلقیح میکروارگانیسمهای ریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر تعداد گره ریشه، تعداد غلاف، تعداد دانه، عملکرد دانه و وزن خشک اندام هوایی تحت تنش خشکی
|
|
|
| میانگین مربعات (MS) | Df | S.O.V | |||||
آهن دانه | فسفر دانه | ععلکرد پروتئین | ععلکرد روغن | پروتئین دانه | روغن دانه | وزن اندام هوایی | عملکرد دانه | تعداد دانه | تعداد غلاف | ||
4344** | 1/19** | 141 ns | 653/0ns | 141** | 2405** | 152828** | 395661** | 1/42ns | 21/18* | 1 | Y |
132 | 013/0 | 959** | 313** | 2/13 | 2/91 | 3/67 | 7772 | 102 | 55/2 | 4 | Y × R |
1052** | 07/6** | 10647** | 2432** | 7/63** | 2687** | 13326** | 2181007** | 3006** | 524** | 2 | I |
3153** | 1/18** | 3/23ns | 224 ns | 3/71** | 2547** | 57103** | 191249** | 7/66 ns | 04/5 ns | 2 | Y × I |
1/43 | 11/0 | 482 | 237 | 29/9 | 13/48 | 1182 | 5982 | 1/49 | 09/2 | 8 | I(Y × R) |
323* | 164/0* | 1039** | 428** | 7/21* | 1/21ns | 24820** | 39732** | 7/88 ns | 26/4 ns | 7 | F |
240ns | 138/0* | 7/34 ns | 102ns | 1/22* | 3/16ns | 11756** | 64769** | 1/140** | 89/6 ns | 7 | Y × F |
392** | 095/0ns | 388** | 244** | 0/26** | 470** | 22317** | 27296** | 2/73 ns | 25/6 ns | 14 | I × F |
408* | 058/0ns | 4/77 ns | 9/55ns | 4/29** | 619** | 12333** | 42690** | 6/98* | 0/15** | 14 | Y × I × F |
113 | 071/0 | 150 | 9/83 | 46/8 | 6/20 | 9/865 | 5502 | 8/48 | 36/4 | 84 | خطا |
6/19 | 09/6 | 8/16 | 3/20 | 5/24 | 35/9 | 92/20 | 5/22 | 6/35 | 9/25 | - | CV (%) |
** معنیدار در سطح احتمال 01/0، * معنیدار در سطح احتمال 05/0، ns: عدم تفاوت معنیدار. S.O.V: منبع تغییرات، DF: درجه آزادی، Y: سال، R: تکرار، I: آبیاری، F: میکروارگانیسم؛
عملکرد و اجزای عملکرد
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر تعداد غلاف، تعداد دانه و عملکرد دانه و نیز وزن خشک بوته، معنیدار بود (جدول 3). مقایسه اثر تیمارها بر تعداد غلاف و دانه نشان داد که در هر دو سال با افزایش شدت تنش در همه تیمارها تعداد غلاف در سال اول 6/62-1/28 درصد و در سال دوم 5/51-3/14 درصد و تعداد دانه در سال اول 7/58-5/21 درصد و در سال دوم 5/48-3/5 درصد، کاهش یافت. در بین تیمارها نیز، تیمارهای دوگانه در شرایط نرمال و تنش متوسط نسبت به شاهد برتری معنیدار داشتند اما در شرایط تنش شدید برخی از تیمارهای دوگانه با شاهد تفاوت معنیدار به لحاظ آماری نداشتند و گیاهان تیمار شده با B. japonicum + R. irregularis بیشترین تعداد غلاف و دانه را تولید کردند. عملکرد دانه نیز مانند تعداد غلاف و دانه، در سطح I140 نسبت بهI60 و I100 در همه تیمارها کاهش یافت اما این کاهش در تیمارهایی که هم با میکوریزا و هم برادی ریزوبیوم تلقیح شده بودند، کمتر بود بهطوری که کاهش عملکرد تیمارهای تلقیح دوگانه در سطح I140 نسبت به تیمار شاهد در سطح I60 در سال اول و دوم به ترتیب در حدود 5/67-6/57 و 6/77-3/63 درصد، بود درحالیکه کاهش عملکرد دانه برای شاهد در سطح I140 نسبت به شاهد در سطح I60 در سال اول 8/78 درصد و در سال دوم 2/85 درصد بود. همچنین در سطح I140 بیشترین عملکرد دانه از تیمارهای B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + F. mosseae ، بهدست آمد و البته تیمارهایی که فقط با ریزوبیوم و یا میکوریزا تلقیح شده بودند اگرچه نسبت به شاهد عملکرد بالاتری داشتند اما حداکثر عملکرد را زمانی نشان دادند که به صورت توام با گیاه سویا تلقیح شدند (جدول 3).
مقدار فسفر دانه
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × تنش خشکی و سال × میکروارگانیسم بر مقدار فسفر دانه و برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار آهن دانه، معنیدار بود. مقایسه میانگین برهمکنش سال × تنش خشکی بر فسفر دانه نشان داد که در سال اول و دوم بیشترین مقدار فسفر در سطح I100 بود و I140 کمترین مقدار فسفر را نشان داد (شکل 5). مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم نیز نشان داد که گیاهان میکوریزایی (به جز تیمار T3 در سال دوم )، مقدار فسفر بالاتری نسبت به تیمار شاهد و برادیریزوبیوم، نشان دادند. تیمار تلقیح دوگانه T8 در هر دو سال، بیشترین افزایش مقدار فسفر، در سال اول 8/62-1/26 درصد و در سال دوم 5/51-3/14 درصد، نسبت به شاهد داشتند البته تیمار T8 در سال دوم تفاوت معنی دار با T7 نداشت. گیاهان میکوریزایی مقدار فسفر بالاتری نسبت به تیمار شاهد نشان دادند اما در سال دوم تیمار T3 بیشتر از تیمار برادیریزوبیوم، بود (شکل 8).
مقدار آهن دانه
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × میکروارگانیسم و اثر اصلی تنش خشکی بر مقدار آهن دانه، معنیدار بود (جدول 5). مقایسه میانگین اثر اصلی تنش خشکی بر مقدار آهن دانه نشان داد که افزایش تنش خشکی از I60 به I100 منجر به کاهش معنیدار مقدار آهن دانه شد اما از I100 به I140 تغییر معنیداری در مقدار آهن دانه مشاهده نشد (شکل 4). مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم بر مقدار آهن دانه نشان داد که در هر دو سال تیمارهای تلقیحی نسبت به تیمار شاهد برتری نشان دادند اما این برتری در سال دوم به لحاظ آماری معنیدار نبود. نکته مورد توجه این است که اگرچه تلقیح انفرادی با B. japonicum منجر به افزایش جذب آهن نسبت به شاهد شد اما اثر معنیدار بر قارچهای R. irregularis و G. fasciculatum برای جذب آهن نداشت زیرا بین تلقیح انفرادی و دوگانه R. irregularis و G. fasciculatum تفاوت معنیدار وجود نداشت (شکل 6).
|
|
شکل 6- مقایسه میانگین اثر اصلی تنش خشکی (A) و برهمکنش سال × میکروارگانیسم (B)، بر مقدار آهن دانه.
I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلیمتر از تشتک تبخیر کلاس A.
T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.
|
| |
|
|
شکل 5-مقایسه میانگین برهمکنش سال × میکروارگانیسم (A) و برهمکنش سال × تنش خشکی (B) بر مقدار فسفر دانه، برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر درصد روغن (C) و عملکرد روغن (D). مقایسه میانگین به روش برشدهی انجام شده است بهطوریکه تیمارها در هر سطح بهطور مستقل، با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد، مقایسه شدهاند. I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلیمتر از تشتک تبخیر کلاس A.
T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.
درصد روغن و عملکرد روغن دانه
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش تنش خشکی × میکروارگانیسم، بر درصد روغن دانه و عملکرد روغن، معنیدار بود. مقایسه میانگین درصد روغن دانه نشان داد که به جز تیمارهای شاهد، T7 و T8، درصد روغن دانه با افزایش شدت تنش کاهش یافت و بیشترین غلظت روغن در سطح آبیاری نرمال (I60) در تیمار T6 (6/29 درصد)، و در سطح I100 و I140، در تیمار T7، مشاهده شد (شکل 4). عملکرد روغن نیز که تابع عملکرد دانه و غلظت روغن دانه میباشد که همه تیمارها بیشترین عملکرد روغن را در سطح I60 نشان دادند اما تنش خشکی (در سطح I100 و I140)، در همه تیمارها منجر به کاهش عملکرد روغن از 13/13 تا 59/60 درصد، شد. بیشترین عملکرد روغن در هر سه سطح خشکی از تیمارهای تلقیح دوگانه T7 و T8 به دست آمد که عملکرد زوغن را نسبت به شاهد به ترتیب 3/34-7/61 و 3/52-2/29 درصد، افزایش دادند (شکل 8).
درصد پروتئین و عملکرد پروتئین دانه
نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که برهمکنش سال × خشکی × میکروارگانیسم بر مقدار پروتئین دانه و برهمکنش خشکی × میکروارگانیسم بر عملکرد پروتئین، در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 3). مقایسه میانگین مقدار پروتئین دانه نشان داد که با افزایش شدت کمبود آب، در اغلب تیمارها مقدار پروتئین دانه افزایش یافت بهطوری که میانگین سطوح I60، I100 و I140 به ترتیب 01/37، 4/38 و 8/39 درصد در سال اول و 6/37، 7/38 و 5/39 درصد در سال دوم، بود. در بین تیمارهای تلقیحی نیز در هر دو سال فقط تحت سطح I140 همه تیمارهای تلقیحی دوگانه نسبت به تیمار شاهد برتری معنیدار داشتند و در سایر سطوح کمبود آب تفاوت بین تیمار شاهد و برخی از تیمارهای تلقیحی دوگانه معنیدار نبود (جدول 4). مقایسه میانگین عملکرد پروتئین دانه نشان داد که در هر سه سطح تنش خشکی در گیاهان تلقیح شده (به استثنای تیمار T3 در سطح I140)، نسبت به گیاهان شاهد عملکرد پروتئین بالاتری مشاهده شد، بهطوری که افزایش عملکرد پروتئین در تیمارهای تلقیخی نسبت به تیمار شاهد، تحت سطوح خشکی I60، I100 و I140 بهترتیب 4/33-9/5، 3/37-7/18 و 2/44-5/16 درصد، بود (شکل 6).
شکل 5-مقایسه میانگین برهمکنش سال × تنش خشکی × میکروارگانیسم بر عملکرد روغن دانه. مقایسه میانگین به روش برشدهی انجام شده است بهطوریکه تیمارها در هر سطح بهطور مستقل، با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد، مقایسه شدهاند. I60، I100 و I140 به ترتیب تبخیر 60، 100 و 140 میلیمتر از تشتک تبخیر کلاس A.
T1: شاهد, T2: Brady rhizobium japonicum, T3: Funneliformis mosseae, T4: Rhizophagus irregularis, T5: Glomus fasciculatum, T6: B. japonicum + F. mosseae, T7: B. japonicum + R. irregularis, T8: B. japonicum + G. fasciculatum.
جدول 3. مقایسه میانگین اثر برهمکنش سال و تلقیح میکروارگانیسمهای ریزوبیوم و گونههای میکوریزا بر تعداد گره ریشه، تعداد غلاف، تعداد دانه، عملکرد دانه، وزن خشک اندام هوایی و پروتئین دانه تحت تنش خشکی
پروتئین دانه (%) | وزن اندام هوایی (گرم در متر مربع) | عملکرد دانه (گرم در متر مربع) | تعداد دانه | تعداد غلاف | تعداد گره ریشه | میکروارگانیسم | تنش خشکی |
9/33b | 203d | 147d | 7/42d | 6/19e | 00/0c | شاهد |
|
8/38ab | 233cd | 211cd | 0/62Bc | 1/23c-e | 6/61b | Brady rhizobium japonicum |
|
6/34b | 266c | 205cd | 9/58Bc | 5/25b-d | 00/0c | Funneliformis mosseae | I60 |
7/36ab | 261c | 189cd | 5/46cd | 8/21de | 00/0c | Rhizophagus irregularis |
|
0/36ab | 265c | 195cd | 1/47Cd | 3/22de | 00/0c | Glomus fasciculatum |
|
3/38ab | 263c | 235bc | 6/68b | 4/27bc | 6/74ab | B. japonicum + F. mosseae |
|
7/39a | 435a | 309a | 9/84a | 7/33a | 9/94a | B. japonicum + R. irregularis |
|
1/38ab | 348b | 281ab | 2/72ab | 1/29ab | 0/83ab | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
8/35cd | 102d | 102c | 1/286c | 6/14bc | 00/0b | شاهد |
|
3/39ab | 116d | 109c | 8/31bc | 2/16b | 0/46a | Brady rhizobium japonicum |
|
5/38a-c | 139cd | 107c | 6/33bc | 37/16b | 00/0b | Funneliformis mosseae |
|
4/36b-d | 132cd | 114bc | 4/33bc | 12/13c | 00/0b | Rhizophagus irregularis | I100 |
6/35d | 150b-d | 125bc | 8/34bc | 70/13c | 00/0b | Glomus fasciculatum |
|
8/37a-d | 187a-c | 146ab | 9/38b | 92/14bc | 0/54a | B. japonicum + F. mosseae |
|
6/40a | 228a | 162a | 0/52a | 65/18a | 3/59a | B. japonicum + R. irregularis |
|
06/4a | 199ab | 173a | 1/48a | 60/19a | 5/69a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
41/37b | 6/35c | 0/24e | 23/11d | 06/6b | 00/0b | شاهد |
|
43/40a | 3/43bc | 6/25de | 91/11d | 01/7b | 3/22a | Brady rhizobium japonicum |
|
3/35b | 0/38bc | 4/43bc | 12/19c | 63/7b | 00/0b | Funneliformis mosseae |
|
43/40a | 3/58a-c | 1/37cd | 16/18c | 12/8b | 00/0b | Rhizophagus irregularis |
|
32/35b | 3/50bc | 5/32de | 04/17c | 7.33b | 00/0b | Glomus fasciculatum | I140 |
56/40a | 0/58a-c | 3/57a | 0/28a | 76/11a | 3/26a | B. japonicum + F. mosseae |
|
1/41a | 3/80a | 3/49ab | 86/22b | 0/11a | 0/39a | B. japonicum + R. irregularis |
|
23/42a | 3/61ab | 0/46bc | 47/22b | 2/11a | 3/34a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
|
|
|
|
|
|
|
|
25/34b | 198e | 7/163d | 02/33d | 7/19e | 00/0d | شاهد |
|
83/37ab | 287c-e | 227c | 5/35cd | 4/16f | 07/9c | Brady rhizobium japonicum |
|
8/38ab | 260de | 241bc | 7/46bc | 4/26bc | 00/0d | Funneliformis mosseae | I60 |
52/37ab | 311cd | 259bc | 5/44b-d | 2/23d | 00/0d | Rhizophagus irregularis |
|
91/36ab | 316cd | 239bc | 1/42b-d | 1/24cd | 00/0d | Glomus fasciculatum |
|
88/35ab | 350bc | 268a-c | 2/51ab | 1/23d | 8/10c | B. japonicum + F. mosseae |
|
53/42a | 517a | 308a | 9/61a | 2/29a | 2/89b | B. japonicum + R. irregularis |
|
36/38ab | 416b | 271ab | 3/50ab | 7/26b | 7/61a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
9/38a-c | 127e | 1/84b | 94/24c | 36/10e | 00/0c | شاهد |
|
1/40-c | 134e | 5/109ab | 66/30a-c | 57/14bc | 2/24b | Brady rhizobium japonicum | I100 |
6/35c | 131e | 107ab | 45/28bc | 07/13cd | 00/0c | Funneliformis mosseae |
|
4/40ab | 153cd | 3/119a | 03/36a | 55/16a | 00/0c | Rhizophagus irregularis |
|
6/40ab | 162bc | 4/106ab | 46/34ab | 03/15ab | 00/0c | Glomus fasciculatum |
|
5/36bc | 140de | 6/122a | 42/34ab | 23/13c | 6/22b | B. japonicum + F. mosseae |
|
0/40a-c | 189a | 2/128a | 93/34ab | 57/11de | 0/60a | B. japonicum + R. irregularis |
|
4/41a | 170b | 121a | 44/36a | 29/13c | 7/38b | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
00/0b | 3/32c | 55/30e | 63/15c | 46/7c | 00/0b | شاهد |
|
53/38a-c | 0/50b | 0/37c-e | 04/18c | 03/9 a-c | 9/26a | Brady rhizobium japonicum | I140 |
3/37bc | 2/37c | 1/50a-c | 53/24b | 51/9 a-c | 00/0b | Funneliformis mosseae |
|
06/41ab | 6/51b | 6/47a-d | 92/22b | 76/9a-c | 00/0b | Rhizophagus irregularis |
|
83/38a-c | 6/59b | 1/35de | 7/17c | 35/8bc | 00/0b | Glomus fasciculatum |
|
03/42ab | 0/54b | 7/59a | 33/27a | 467/11a | 4/22a | B. japonicum + F. mosseae |
|
66/41ab | 3/89a | 33/51ab | 21/23b | 23/11ab | 7/31a | B. japonicum + R. irregularis |
|
13/43a | 0/79a | 2/39b-e | 2/17c | 33/10 ab | 3/27a | B. japonicum + G. fasciculatum |
|
حروف مشترک درهر ستون عدم تفاوت معنیدار با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد را نشان میدهد.
بحث
میکروارگانیسمهای محرک رشد گیاه در سالهای اخیر یکی از روشهای سازگار با محیط زیست، ارزان قیمت برای تولید پایدار گیاهان در شرایط مختلف مورد توجه قرار گرفته است. نتایج مطالعه حاضر نیز نشان داد که تلقیح گیاه سویا با برخی از گونههای میکوریزا به همراه باکتری برادیریزوبیوم منجر به بهبود ویژگیهای فیزیولوژیک مانند مقدار کلروفیل برگ، پرولین، MDA و فعالیت آنزیم SOD، برای افزایش تحمل گیاه تحت تنش خشکی، در هر دو سال مطالعه شد، بهطوری که گونههای R. Irregularis و G. fasciculatum، به ویژه در تلقیح توام با باکتری B. japonicum، مقدار کلروفیل a را 3/17-7/4 درصد تحت I100 و 56/22-6 درصد تحت I140، نسبت به شاهد افزایش دادند که این افزایش برای مقدار پرولین 4/39-2/13 درصد تحت I100 و 5/19-8/6 درصد تحت I140، بود. اما فعالیت آنزیم SOD در اغلب تیمارها کمتر از تیمار شاهد بود و در اغلب شرایط گیاهان تلقیح شده دوگانه B. japonicum + R. irregularis و B. japonicum + F. mosseae پایینترین فعالیت SOD را نشان دادند. این نتایج با نتایج Musyoka و همکاران (2020) و Dabré و همکاران (2022) منطبق میباشد. Gough و همکاران (2021) علت افزایش مقدار کلروفیل برگ و افزایش فعالیت آنزیمهای اکسیداتیو در گیاهان میکوریزایی را ناشی از افزایش جذب آب توسط قارچ میکوریزا گزارش کردند زیرا هیفهای قارچ میکوریزا محدوده دسترسی ریشه را در خاک گسترش داده و آب را در اختیار گیاه قرار میدهند (Mohammadi et al., 2019). افزایش فعالیت آنزیم SOD بهعنوان پاسخ کلی به تنش آبی (Hasanuzzaman et al., 2022)، نتیجهای از مهار سنتز آنزیم یا تغییر در جمعآوری آنزیمهای زیرواحد در شرایط تنش است (Fazeli et al., 2015)؛ همچنین ممکن است با تخریب ناشی از پروتئازهای پراکسیزومی القاشده مرتبط باشد یا ممکن است پیامد غیرفعالشدن نوری آنزیم باشد (Liu et al., 2008) کاهش میزان کلروفیل a، b، کل و کارتنوئید در اثر تنش خشکی شدید بهعلت افزایش تولید رادیکالهای آزاد اکسیژن میباشد که این رادیکالهای آزاد باعث پراکسیداسیون و در نتیجه تجزیه این رنگیزه میگردند (Jiménez et al., 2021). در شرایط تنش، افزایش متوسط فعالیت SOD برگ در گیاهان تلقیحشده با ریزوبیوم و میکوریزا نشان میدهد تلقیح در این گیاهان قادر به افزایش فعالیت این آنزیم برای مقابله با خسارت اکسیداتیو ناشی از کمبود آب است؛ ازاینرو، میکروارگانیسمها قادر به تنظیم واکنشهای اکسیداتیو و دفاع آنتیاکسیدانی هستند (Ortiz et al., 2015)، بهطوریکه تلقیح دوگانه قارچ میکوریزا و باکتری برادیریزوبیوم، تولیدات آنتیاکسیدانی را افزایش میدهند که این افزایش آنتیاکسیدانی موجب کمکردن گونههای فعال اکسیژن در برابر تنش و محافظت سلولها در برابر تنش اکسیداتیو میشود (Samsami et al., 2019). Andrade و همکاران (2010) در گزارشهای خود، افزایش فعالیت آنزیم SOD و کاتالاز (CAT) را در گیاه لوبیا تلقیح شده با میکوریزا، عنوان کردند. Salloum و همکاران (2018) عنوان داشتند با افزایش کلونیزاسیون ریشه، سیستم ریشهاي گیاه میزبان توسعه یافته و باعث افزایش سطح جذب ریشهها به علت نفوذ هیفهاي قارچ در خاك میشود و در نتیجه ریشه به حجم بیشتري از خاك دسترسی پیدا کرده و کارایی جذب آب و عناصر غذایی افزایش مییابد. البته با افزایش شدت خشکی مقدار پرولین و MDA در همه تیمارها افزایش یافت با این تفاوت که در گیاهان تلقیح دوگانه نسبت به شاهد مقدار پرولین افزایش و مقدار MDA کاهش یافت. در همین ارتباط Nath و همکاران (2016) اذعان داشتند که در شرایط تنش کمآبی، غلظت زیاد مالوندیآلدئید در برگها ممکن است با تجمع زیاد H2O2 در گیاهان همراه باشد که نشاندهندۀ میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی است. باوجود این، گیاهان تلقیحشده دارای MDA کمتری نسبت به گیاهان شاهد تلقیحنشده بودند که نشاندهندۀ دخالت هر دو نوع میکروارگانیسم در متابولیسم ROS است (Ashwin et al., 2022). گزارش شده است در اثر تنش کمآبی، غلظت MDA در گونههای میکوریزی نسبت به شاهد کاهش مییابد، اما این کاهش در گونههای قارچ همزیست یکسان نیست (Grümberg et al., 2015).
از طرف دیگر تجمع پرولین در شرایط تنش ممکن است بهعلت کاهش اکسیداسیون پرولین یا تحریک سنتز آن از گلوتامات یا افزایش فعالیت آنزیم پروتئاز باشد (Mo et al., 2016; Jiménez et al., 2021). پرولین نقش محافظتکنندگی آنزیمهای سیتوزولی (حفاظت از آنزیم کربوکسیلاز) و ساختار سلولی را بر عهده دارد؛ ازاینرو، پرولین طی شرایط تنش در سلول انباشت میشود (Fang and Xiong, 2015). شرایط کمآبی از طریق افزایش بیان آنزیمهای سنتزکنندۀ پرولین و کاهش فعالیت آنزیمهای تخریب پرولین سبب افزایش پرولین در گیاه میشود (Serraj and Sinclair, 2002). معمولاً گیاهان میکوریزایی با استفاده از روابط آبی و تغذیهی بهتر نسبت به گیاهان بدون میکوریزا میتوانند بهطور موقت از شرایط تنش خشکی فرار کنند و کمتر دچار آسیب شوند و درنتیجه، میزان پرولین نسبت به گیاهان بدون میکوریزا افزایش کمتری نشان میدهد (Hashem et al., 2019; Oliveira et al., 2022).
يكي از عوامل اصلي تعيين كننده عملکرد دانه حبوبات، تعداد غلاف در بوته است که وابستگی زیادی به تأمين عناصر غذايي مورد نياز گياه دارد (Medic et al., 2014; Semba et al., 2021). نتایج ما نشان داد که اگرچه تنش خشکی منجر به کاهش عملکرد و اجزای عملکرد شد، اما میکروارگانیسمها تحمل گیاه را افزایش داده و باعث افزايش تعداد غلاف، تعداد دانه و عملکرد دانه شد که آن را میتوان به تأمين تدريجي عناصر غذايي و بهبود شرایط فیزیولوژیک رشد نسبت داد. میتوان نتیجه گرفت که احتمالاً خواص شیمیایی و فیزیکی اسید هیومیک موجود در پیرامون میکوریزا (Wang et al., 2017)، از طریق احتباس آب، افزایش ظرفیت نگهداري عناصر غذایی و افزایش هورمونهاي تنظیم کننده رشد و نیز افزایش فعالیت میکروارگانیسمها (Mondani et al., 2019)، باعث افزایش تجمع عناصر مورد نیاز در گیاه شده و تعداد ساقه فرعی، تعداد غلاف و تعداد دانه در بوته افزایش مییابد (Al-Karaki and Williams, 2021). میکروارگانیسمهای مفید، بهویژه قارچ میکوریزا، میتوانند بیوماس گیاه و عملکرد بیولوژیک را از طریق سنتز فیتوکرومها، افزایش فراهمی مواد غذایی، آسان کردن جذب مواد غذایی، کاهش سمیت فلزات سنگین در گیاهان، جلوگیري از عوامل بیماريزا و القا مقاومت سیستماتیک به عوامل بیماريزا افزایش دهند (Grümberg et al., 2015; Wang et al., 2017). همچنین Samsami و همکاران (2019)، افزایش 8/43 درصدي عملکرد بیولوژیک به واسطه تلقیح بذر سویا با ریزوبیوم و میکوریزا را گزارش کرده و علت را به تولید اسید ایندول -3- استیک (IAA) بهوسیله این میکروارگانیسمها نسبت دادند. از طرف دیگر Bharti و همکاران (2018)، نیز مشاهده کردند که تلقیح گیاه سویا با باکتری ریزوبیوم به طور معنیدار تعداد شاخه فرعی، تعداد دانه و غلاف در بوته را افزایش داد و این افزایش را ناشی از افزایش تعداد گره ریشه، تثبیت نیتروژن، جذب عناصر و همچنین تولید محرکهای هورمونی رشد معرفی کردند. در این ارتباط Dabré و همکاران (2022) وEgamberdieva و همکاران (2015)، نیز در مطالعهای مشابه اعلام کردند که افزایش تعداد دانه و غلاف در گیاه ممکن است ناشی از اثر افزایش دسترسی به مواد غذایی توسط میکوریزا و برادیریزوبیوم گیاه باشد که منطبق با نتایج ما میباشد. Musyoka و همکاران (2022) نیز با ارزیابی نقش میکوریزا در توسعه ریشههای مویین ماش، گزارش کردند که میکوریزا با افزایش ظرفیت فتوسنتزی و بهبود روابط آبی گیاه منجر به افزایش جذب عناصرغذایی از خاک میشود. گزارش شده است که هيفهاي قارچهاي ميكوريزا قادر به تأمين 60 درصد از نياز گياه همزيست خود به فسفر هستند (Gough et al., 2021). در آزمایش ما نیز باکتری برادیریزوبیوم در شرایط کاربرد میکوریزا بیشترین تعداد گره را نشان دادند و تیمارهای بدون تلقیح برادی ریزوبیوم فاقد گره بودند. Ashwin و همکاران (2022) ضمن به دست آوردن نتایج مشابه گزارش کردند که برادی ریزوبیوم و قارچ میکوریزا، با افزایش رشد ریشه و فراهم نمودن عناصری مانند فسفر و آهن تعداد گره ریشه را افزایش میدهند. البته در مطالعه حاضر بین گونههای میکوریزایی از نظر غلظت فسفر و آهن تفاوت وجود داشت و در اغلب صفات گونه R. Irregularis و G. fasciculatum نسبت به دو گونه دیگر برتری داشت. البته در بررسیهای گوناگون در زمینۀ گیاهان مختلف در مناطق متفاوت بهویژه نواحی خشک ایران، همواره گونۀ F. mosseaeو R. Irregularis بهشکل گونۀ غالب شناسایی و گزارش شده است (Alim et al., 2016; Hatami et al., 2020)، اما در مطاله حاضر گونهی F. mosseaeنسبت به دو گونه دیگر اثر کمتری بر صفات اندازهگیری شده داشت که این موضوع ممکن است ناشی از سازگاری کمتر این گونه با شرایط محیطی و خاکی منطقه و یا نوع گیاه میزبان و رقم آن، باشد. Augé (2001)، افزایش درصد کلونیزاسیون در یک گونه قارچی نسبت به گونه دیگر، به گونه گیاهی و نوع قارچ بستگی دارد و حتی ایزولههاي یک گونه که از مناطق مختلف جمعآوري شده باشند. بنابراین سازگاری همزیستی گونه قارچ با میزبان بستگی به نوع گیاه، گونه، وضعيت فيزيولوژيكي گياه، شرایط خاکی (مانند pH، EC و ...) و ارتفاع از سطح دریا دارد (Wang et al., 2017).
نتیجهگیری
براساس نتایج به دست آمده، با افزایش شدت تنش خشکی، عملکرد و اجزای عملکرد کاهش یافت. استفاده از گونههای R. irregularis و G. fasciculatum میکوریزا بهویژه در گیاهان تلقیح شده با B. japonicum، نسبت به حالت عدم کاربرد آنها مثبت ارزیابی شد بهطوری که خسارت اکسیداتیو ناشی از خشکی (MDA) را کاهش و مقدار پرولین و فعالیت SOD را افزایش دادند که منتج به ارتقای تحمل گیاه به خشکی و بهبود عملکرد دانه، روغن و پروتئین در این تیمارها شد. به علاوه، تنش خشکی سبب کاهش معنیدار میزان فسفر و آهن دانه در همه تیمارها شد اما این کاهش در گیاهان تلقیحی دوگانه کمتر بود. بنابراین، نتایج ما نشان دادند استفاده از قابلیت همزیستی گونههای R. irregularisو G. fasciculatum قارچ میکوریزا همراه با باکتری B. japonicum میتواند آسیبهای تنش خشکی را با بهبود برخی از صفات فیزیولوژیک گیاه سویا، کاهش دهد و تحمل تنش را بهبود بخشد. برای مطالعات مشابه آتی نیز، ارزیابی تأثیر تنش خشکی در مراحل مختلف رشد سویا تحت تلقیح گونههای مختلف میکوریزا و باکتریهای محرک رشد بر صفات فیزیولوژیک و زراعی، پیشنهاد میشود.
منابع
Al-Karaki, G. N., and Williams, M. (2021). Mycorrhizal mixtures affect the growth, nutrition, and physiological responses of soybean to water deficit. Acta Physiologiae Plantarum, 43(5), 75.
Arnon, D. 1949. Copper enzymes in isolated chloroplasts polyphenoloxidase in Beta Vulgaris. Plant Physiology, 24 (1):1-15.
Asadi Rahmani, H., Saleh-Rastin, N., Khavazi, K., Asgharzadeh, A., Fewer, D., Kiani, S., and Lindström, K. (2009). Selection of thermotolerant bradyrhizobial strains for nodulation of soybean (Glycine max L.) in semi-arid regions of Iran. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 25, 591-600.
Ashwin, R., Bagyaraj, D. J., and Raju, B. M. (2022). Dual inoculation with rhizobia and arbuscular mycorrhizal fungus improves water stress tolerance and productivity in soybean. Plant Stress, 4, 100084.
Augé, R.M. 2001. Water relations, drought and vesicular -arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorr. 11(1): 3 -42.
Bates, L.S., Walderen, R.D. and Taere, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil. 39: 205-207.
Bencherif, K., Dalpé, Y. and Sahraoui, A.L.H. 2019. Influence of native arbuscular mycorrhizal fungi and Pseudomonas fluorescens on Tamarix shrubs under different salinity levels. In: Microorganisms in Saline Environments: Strategies and Functions (pp. 265-283). Springer, Cham.
Bharti, A., Agnihotri, R., Maheshwari, H. S., Prakash, A., and Sharma, M. P. (2018). Bradyrhizobia-mediated drought tolerance in soybean and mechanisms involved. In Silico Approach for Sustainable Agriculture, 121-139.
Boominathan, R. and Doran, P.M. (2002). Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist 156: 202-205.
Carciochi, W. D., Rosso, L. H. M., Secchi, M. A., Torres, A. R., Naeve, S., Casteel, S. N. and Ciampitti, I. A. (2019). Soybean yield, biological N2 fixation and seed composition responses to additional inoculation in the United States. Scientific reports, 9(1), 19908.
Dabré, É. E., Hijri, M., and Favret, C. (2022). Influence on soybean aphid by the tripartite interaction between soybean, a rhizobium bacterium, and an arbuscular mycorrhizal fungus. Microorganisms, 10(6), 1196.
Egamberdieva D, Jabborova D, Berg, G. 2015. Synergistic inter actions between Bradyrhizobium japonicum and the endophyte Stenotrophomonas rhizophila and their effects on growth, nodulation and nutrition of soybean under salt stress. Plant and Soil 39:1–11.
Elabed, H., González-Tortuero, E., Ibacache-Quiroga, C., Bakhrouf, A., Johnston, P., Gaddour, K. and Rodríguez-Rojas, A. 2019. Seawater salt-trapped Pseudomonas aeruginosa survives for years and gets primed for salinity tolerance. BMC microbiology 19(1): 142.
Fang, Y. and Xiong, L. (2015) General mechanisms of drought response and their application in drought resistance improvement in plants. Cellular and Molecular Life Sciences 72(4): 673-689.
Fazeli, F., Najafi Zarini., H., Arefrad, M. and Mirabadi, A.Z. (2015). Assessment of relation of morphological traits with seed yield and their diversity in M4 generation of soybean mutant lines (Glycine max (L.) Merrill) through factor analysis. Journal of Crop Breeding, 7: 15.47-56. (In Persian).
Giannopolitis, C. N. and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase: occurrence in higher plants. Plant Physiology, 59: 309-314.
Gough, E. C., Owen, K. J., Zwart, R. S., and Thompson, J. P. (2021). Arbuscular mycorrhizal fungi acted synergistically with Bradyrhizobium sp. to improve nodulation, nitrogen fixation, plant growth and seed yield of mung bean (Vigna radiata) but increased the population density of the root-lesion nematode Pratylenchus thornei. Plant and Soil, 465(1-2), 431-452.
Grümberg, B. C., Urcelay, C., Shroeder, M. A., Vargas-Gil, S., and Luna, C. M. (2015). The role of inoculum identity in drought stress mitigation by arbuscular mycorrhizal fungi in soybean. Biology and fertility of soils, 51, 1-10.
Guo, B., Sun, L., Jiang, S., Ren, H., Sun, R., Wei, Z., and Qiu, L. J. (2022). Soybean genetic resources contributing to sustainable protein production. Theoretical and Applied Genetics, 135(11), 4095-4121.
Hasanuzzaman, M., Raihan, M. R. H., Nowroz, F., and Fujita, M. (2022). Insight into the mechanism of salt-induced oxidative stress tolerance in soybean by the application of Bacillus subtilis: Coordinated actions of osmoregulation, ion homeostasis, antioxidant defense, and methylglyoxal detoxification. Antioxidants, 11(10), 1856.
Hashem, A., Abd_Allah, E. F., Alqarawi, A. A., Wirth, S., and Egamberdieva, D. (2019). Comparing symbiotic performance and physiological responses of two soybean cultivars to arbuscular mycorrhizal fungi under salt stress. Saudi journal of biological sciences, 26(1), 38-48.
Hatami N., Bazgir E., Sedaghat E. 2020. Darvishnia M. Isolation and study of morphology and phylogeny of arbuscular mycorrhizal fungi coexisting with the roots of some medicinal plants in Kerman province. Agricultural Biotechnology Journal 2020; 12(1): 23-44.
Jiménez, A., Sevilla, F., and Martí, M. C. (2021). Reactive oxygen species homeostasis and circadian rhythms in plants. Journal of experimental botany, 72(16), 5825-5840.
Liu, J., Xie, X., Du, J., Sun, J. and Bai, X. (2008) Effects of simultaneous drought and heat stress on Kentucky bluegrass. Horticultural Science 115: 190-195
Medic, J., Atkinson, C., and Hurburgh, C. R. (2014). Current knowledge in soybean composition. Journal of the American oil chemists' society, 91, 363-384.
Mittler, R. (2002) Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends in Plant Science 7: 405-410.
Mo, Y., Wang, Y., Yang, R., Zheng, J., Liu, C., Li, H., Ma, J., Zhang, Y., Wei, C. and Zhang, X. (2016) Regulation of plant growth, photosynthesis, antioxidation and osmosis by an arbuscular mycorrhizal fungus in watermelon seedlings under well-watered and drought conditions. Front Plant Science 7: 1-15
Mohammadi, M., Modarres-Sanavy, S. A. M., Pirdashti, H., Zand, B. and Tahmasebi-Sarvestani, Z. (2019) Arbuscular mycorrhizae alleviate water deficit stress and improve antioxidant response, more than nitrogen fixing bacteria or chemical fertilizer in the evening primrose. Rhizosphere 9: 76-89.
Mohebi Anabat M., Riahi H., Zangeneh S. (2015). Investigation on Arbuscular Mycorrhizal Fungi (AMF) associated with Crocus sativus in Khorasan Razavi and Southern Khorasan provinces (north east of Iran). Rostaniha 2015; 16(2); 200-205.
Mondani, F., Khani, K., Honarmand, S. J., and Saeidi, M. (2019). Evaluating effects of plant growth-promoting rhizobacteria on the radiation use efficiency and yield of soybean (Glycine max) underwater deficit stress condition. Agricultural Water Management, 213, 707-713.
Musyoka, D. M., Njeru, E. M., Nyamwange, M. M. E., and Maingi, J. M. (2020). Arbuscular mycorrhizal fungi and Bradyrhizobium co-inoculation enhances nitrogen fixation and growth of green grams (Vigna radiata L.) under water stress. Journal of Plant Nutrition, 43(7), 1036-1047.
Nath, M., Bhatt, D., Prasad, R., Gill, S. S., Anjum, N. A., and Tuteja, N. (2016). Reactive oxygen species generation-scavenging and signaling during plant-arbuscular mycorrhizal and Piriformospora indica interaction under stress condition. Frontiers in plant science, 7, 1574.
Oliveira, T. C., Cabral, J. S. R., Santana, L. R., Tavares, G. G., Santos, L. D. S., Paim, T. P., and Mendes, G. C. (2022). The arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus clarus improves physiological tolerance to drought stress in soybean plants. Scientific Reports, 12(1), 9044.
Ortiz, N., Armada, E., Duque, E., Roldán, A. and Azcón, R. (2015) Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. Journal of Plant Physiology 174: 87-96.
Pathania, P., Rajta, A., Singh, P. C., and Bhatia, R. (2020). Role of plant growth-promoting bacteria in sustainable agriculture. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 30, 101842.
Rodrigues, S. A., Peiter, M. X., Robaina, A. D., Bruning, J., Piroli, J. D., and Gollo, E. D. A. (2022). Oil content and economic water productivity of soybean cultivars under different water availability conditions. Ciência Rural, 53.
Salloum, M. S., Menduni, M. F., and Luna, C. M. (2018). A differential capacity of arbuscular mycorrhizal fungal colonization under well-watered conditions and its relationship with drought stress mitigation in unimproved vs. improved soybean genotypes. Botany, 96(2), 135-144.
Samsami, N., Nakhzari Moghaddam, A., Rahemi Karizaki, A., and Gholinezhad, E. (2019). Effect of mycorrhizal fungi and rhizobium bacterial on qualitative and quantitative traits of soybean in response to drought stress. Journal of Crops Improvement, 21(1), 13-26.
Semba, R. D., Ramsing, R., Rahman, N., Kraemer, K., and Bloem, M. W. (2021). Legumes as a sustainable source of protein in human diets. Global Food Security, 28, 100520.
Serraj, R. and Sinclair, T. R. (2002) Osmolyte accumulation: Can it really help increase crop yield under drought conditions? Plant, Cell and Environment 25(2): 333-341.
Vessey, J. K. (2003). Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant and soil, 255, 571-586.
Wang, W., Shi, J., Xie, Q., Jiang, Y., Yu, N., and Wang, E. (2017). Nutrient exchange and regulation in arbuscular mycorrhizal symbiosis. Molecular plant, 10(9), 1147-1158.
The effect of co-inoculation of bradyrhizobium and mycorrhizal species on physiological traits and grain yield of soybean (Glycine max L.) under drought stress
Mohammad Ali Zirak- Qoturbulagh1, Shahram Mehri2, Hossein Soleimanzadeh2, Mohammad Hossein Ansari3
1PhD student in Agrotechnology, Department of Agriculture and Plant Breeding, Parsabad Moghan Branch, Islamic Azad University, Parsabad, Iran;
2Department of Agriculture, Parsabad Moghan Branch, Islamic Azad University, Parsabad, Iran;
3Department of Agriculture, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran.
Abstract
Drought is becoming a major threat to crop production in the world. Legumes are sensitive to drought stress and its negative effects can be seen in yield, protein and seed oil. For this purpose, a two-year field study (2020-2021) was conducted in the form of split plots with three replications in Moghan plain, Ardabil. The experimental factors included drought stress at three levels (60, 100 and 140 mm of evaporation from the class A pan) as the main factor and the secondary factor including the combined inoculation of soybean symbiotic bacteria and mycorrhizal fungi species at eight levels (Bradyrhizobium japonicum, Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis), Glomus fasciculatum, B. japonicum + F. mosseae, B. japonicum + R. irregularis, and B. japonicum + G. fasciculatum along with a control treatment). The results showed that increasing the severity of drought stress in both years decreased plant dry weight, number of pods, number of seeds per plant, biological yield and seed and oil yield in all treatments, but this decrease in some treatments, especially in co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum was less. In all treatments the concentration of chlorophyll a, proline, malondialdehyde (MDA) and superoxide dismutase (SOD) enzyme activity increased under drought stress (100 and 140 mm) in comparison with normal irrigation conditions (I60), it was observed. Of course, the concentration of iron (Fe) and phosphorus (P) in the seed wasn't affected by the interaction of drought stress and microorganisms, and the highest amount of P in the seed was observed at the level of 140mm. Among the treatments, the co-inoculation treatments of B. japonicum + R. irregularis and B. japonicum + G. fasciculatum had a greater effect on improving soybean tolerance to drought than other treatments. Based on the obtained results, it is possible to suggest the inoculation of soybean seeds with B. japonicum bacteria and R. irregularis mycorrhizal species to improve the tolerance of the plant against drought stress and increase the yield of seeds and oil.
Keywords: drought stress, oil and seed yield, mycorrhiza, rhizobium, soybean.
[1] . Plant Growth Promoting Rhizobacteria
[2] . Mycorrhizal helper bacteria
[3] Co-inoculated plants