تاثیر محلولپاشی عصاره جلبک، بتاکاروتن و ویتامین E بر برخی شاخص‌های بیوشیمیایی دانهال‌های پسته در شرایط تنش شوری
الموضوعات : فصلنامه کیفیت و ماندگاری تولیدات کشاورزی و مواد غذایی
مهدی ُسرچشمه پور
1
(
دانشیار، گروه علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران
)
عبدالعلی طاهری
2
(
دانش‌آموخته کارشناسی ارشد، گروه علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران
)
فاطمه نصیبی
3
(
دانشیار، گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران
)
فائقه بهرامی نژاد
4
(
دانشجوی دکترا، گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران
)
الکلمات المفتاحية: پراکسیداز, کاتالاز, اسپیرولینا, محرک رشد,
ملخص المقالة :
امروزه افزایش تنش‌ها به خصوص تنش شوری، اثرات مخرب زیادی را به بار آورده‌است. استفاده از جلبکها می‌تواند نقش موثری در کاهش اثرات منفی ناشی از این گونه تنش‌ها داشته باشد. این پژوهش به صورت فاکتوریل بر مبنای یک طرح کاملا تصادفی با سه تکرار انجام شد. فاکتور اول شامل شش تیمار محرک رشد بتاکاروتن با غلظت 1 میلی مولار(A) ، ویتامین E با غلظت 1 میلی مولار (E) ، مخلوط بتاکاروتن و ویتامین با غلظت‌های 1 میلی مولار (AE) ، عصاره ریز جلبک اسپیرولینا با غلظت 5/0 درصد (SP)، ترکیب بتاکاروتن، ویتامین E و جلبک اسپیرولینا (ALL) با غلظت 1 میلی مولار بتاکاروتن، 1 میلی مولار ویتامین و 5/0 درصد عصاره جلبک و یک تیمار شاهد (cont) بدون محرک رشد و فاکتور دوم شامل دو سطح شوری صفر به عنوان شاهد (S1) و شوری 10 دسی زیمنس بر متر (S2) می‌باشند. نتایج نشان داد که تاثیر شوری بر میزان پرولین، پروتئین، آنزیم های کاتالاز و پراکسیداز معنی‌داری بود. تنش شوری فعالیت آنزیم پراکسیداز را در همه تیمارها به جز بتاکاروتن و ویتامین E به طور معنی دار افزایش داد، همچنین تیمارهای A و E فعالیت آنزیم کاتالاز را به طور معنی دار افزایش دادند. افزایش مقدار پرولین در تمامی تیمارها نسبت به گیاهان تیمار شاهد (شوری سطح صفر) مشاهده گردید. افزایش مقدار پرولین به صورت معنی دار در تیمار حاوی بتاکاروتن و تنش شوری دیده شد و در سایر موارد معنی دار نبود که می‌توان از آن به‌عنوان بهترین ترکیب برای محلولپاشی دانهال‌های پسته تحت تنش شوری نام برد.
1- Chakraborty S, Newton AC. Climate cha-nge, plant diseases and food security: an overview. Plant pathology. 2011 Feb;60(1): 2-14.
2- Batley J, Edwards D. The application of genomics and bioinformatics to accelerate crop improvement in a changing climate. Current opinion in plant biology. 2016 Apr 1;30:78-81.
3- Wang W, Vinocur B, Altman A. Plant responses to drought, salinity and extreme temperatures: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta. 2003;(1):1-4.
4- Pereira A. Plant abiotic stress challenges from the changing environment. Frontiers in plant science. 2016 Jul 27;7:1123.
5- Tripathi DK, Singh S, Singh S, Chauhan DK, Dubey NK, Prasad R. Silicon as a beneficial element to combat the adverse effect of drought in agricultural crops: cap-abilities and future possibilities. Water stress and crop plants: a sustainable approach. 2016 Jul 22;2:94-682.
6- Parida A, Das AB, Das P. NaCl stress causes changes in photosynthetic pigments, proteins, and other metabolic components in the leaves of a true mangrove, Bruguiera parviflora, in hydroponic cultures. Journal of Plant Biology. 2002 Mar;45(1):28-36.
7- Paymaneh Z, Sarcheshmehpour M, Buko-vská P, Jansa J. Could indigenous arbuscular mycorrhizal communities be used to improve tolerance of pistachio to salinity and/or dro-ught?. Symbiosis. 2019 Nov;79(3):83-269.
8- Craigie, J. S. Seaweed extract stimuli in plant science and agriculture. Journal of app-lied phycology. 2011;23(3):371-393.
9- Calvo P, Nelson L, Kloepper JW. Agricult-ural uses of plant biostimulants. Plant and soil. 2014;(1):3-41.
10- Ronga D, Biazzi E, Parati K, Carminati D, Carminati E, Tava A. Microalgal biostim-ulants and biofertilisers in crop productions. Agronomy. 2019;(4):192.
11- Carillo P, Ciarmiello LF, Woodrow P, Corrado G, Chiaiese P, Rouphael Y. Enhancing sustainability by improving plant salt tolerance through macro-and micro-algal biostimulants. Biology. 2020 Sep;9(9):253.
12- Volkmann H, Imianovsky U, Oliveira JL, Sant'Anna ES. Cultivation of Arthrospira (Spirulina) platensis in desalinator wastew-ater and salinated synthetic medium: protein content and amino-acid profile. Brazilian Journal of Microbiology. 2008;39:98-101.
13- SCANDALIOS J. OXYGEN STRESS AND SUPEROXIDE DISMUTASE. PLA-NT PHYSIOLOGY, 101: 7-12. SCHELL, RD & PARKER, JE 1990. ELICITOR REC-OGNITION AND SIGNAL TRANSDUC-TION IN PLANT GENE ACTIVATION.
14- Franceschi VR, Tarlyn NM. L-Ascorbic acid is accumulated in source leaf phloem and transported to sink tissues in plants. Plant Physiology. 2002 Oct;130(2):56-649.
15- Godlewska K, Michalak I, Pacyga P, Baśladyńska S, Chojnacka K. Potential appli-cations of cyanobacteria: Spirulina platensis filtrates and homogenates in agriculture. World Journal of Microbiology and Biotech-nology. 2019;(6):1-8.
16- Bates LS, Waldren RP, Teare ID. Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil. 1973;(1):7-205.
17- Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemist-ry. 1976 May 7;72(1-2):54-248.
18- Dhindsa RS, Dhindsa P, Thorpe AT. Leaf senescence correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxid-etion and decrease levels of superoxide dismutase and catalase. J Exp Bot. 1981; 32:93-101.
19- Plewa MJ, Smith SR, Wagner ED. Die-thyldithiocarbamate suppresses the plant act-ivation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutation research/fundamental and molecular mech-anisms of mutagenesis. 1991;247(1):57-64.
20- Kamiab F, Talaie A, Khezri M, Javan-shah A. Exogenous application of free polya-mines enhance salt tolerance of pistachio (Pistacia vera L.) seedlings. Plant Growth Regulation. 2014;72(3):68-257.
21- Jebara S, Jebara M, Limam F, Aouani ME. Changes in ascorbate peroxidase, cata-lase, guaiacol peroxidase and superoxide dismutase activities in common bean (Phase-olus vulgaris) nodules under salt stress. Journal of plant physiology. 2005;162(8):36-929.
22-Ruiz-Sola MÁ, Rodríguez-Concepción M. Carotenoid biosynthesis in Arabidopsis: a colorful pathway. The Arabidopsis book/Am erican Society of Plant Biologists. 2012;10: 208-302.
23-Radi AA, Farghaly FA, Hamada AM. Physiological and biochemical responses of salt-tolerant and salt-sensitive wheat and bean cultivars to salinity. J. Biol. Earth Sci. 2013;3(1):72-88.
24- Osman MS, Badawy AA, Osman AI, Abdel Latef AA. Ameliorative impact of an extract of the halophyte Arthrocnemum ma-crostachyum on growth and biochemical parameters of soybean under salinity stress. Journal of Plant Growth Regulation. 2021; 40(3):56-1245.
25- Benhassaini H, Fetati A, Hocine AK, Belkhodja M. Effect of salt stress on growth and accumulation of proline and soluble sugars on plantlets of Pistacia atlantica Desf. subsp. atlantica used as rootstocks. BASE. 2012 Jan 1.
26- Gupta S, Schillaci M, Walker R, Smith P, Watt M, Roessner U. Alleviation of salinity stress in plants by endophytic plant-fungal symbiosis: Current knowledge, perspectives and future directions. Plant and Soil. 2021; 461(1):44-219.
27-Su J, Wu R. Stress-inducible synthesis of proline in transgenic rice confers faster gro-wth under stress conditions than that with constitutive synthesis. Plant Science. 2004; 166(4):8-941.
_||_