• صفحه اصلی
  • بررسی فراوانی آلودگی های قارچی در پوست و آبشش ماهیان زینتی آب شیرین شهر تهران

اشتراک گذاری

آدرس مقاله


کد مقاله : JVM-2208-1220 (R1) بازدید : 164 صفحه: 75 - 88

10.30495/jvm.2023.1965405.1220

نوع مقاله: پژوهشی

بررسی فراوانی آلودگی های قارچی در پوست و آبشش ماهیان زینتی آب شیرین شهر تهران

محورهای موضوعی : قارچ شناسی

مهدی ابراهیمی جعفری 1 , منصور بیات 2 , عادل حقیقی خیابانیان اصل 3 , سیدجمال هاشمی هزاوه 4

1 - گروه پاتوبیولوژی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران.
2 - استاد گروه پاتوبیولوژی، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران.
3 - دانشیارگروه پاتوبیولوژی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران.
4 - استاد گروه پاتوبیولوژی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات، تهران، ایران

تاریخ دریافت : 1401/10/01 تاریخ پذیرش : 1401/11/20 تاریخ انتشار : 1401/06/01

کلید واژه: پوست, آبشش, ماهی زینتی, فراوانی, قارچ,

چکیده مقاله :

در صنعت ماهیان پرورشی و زینتی شاهد حضور ارگانیسم های قارچی هستیم که جمعیت های پرورشی جوان و بالغ را تهدید کرده و منجر به پوسیدگی تخم ها و لاروها می شوند. عفونت های قارچی عفونت های ثانویه در ماهی به دنبال ارگانیسم های اولیه انگلی، ویروسی و باکتریایی هستند. در این تحقیق باید میزان عفونت های قارچی و نوع آلودگی آنها در ماهیان زینتی مشخص میشد. این بررسی بر روی 92 ماهی زینتی با علائم بالینی انجام شد. نمونه ها از مکان های مختلف به دست آمدند. پس از شناسایی قارچ ها بوسیله کشت و PCR فراوانی آنها بررسی گردید. از مجموع 92 مورد بررسی، پوست و آبشش دارای ضایعه در 32 مورد نتیجه کشت قارچ مثبت بود. در بررسی PCR این 32 نمونه، گونه های قارچی شناسایی شده بوسیله توالی ژنی بصورت 53% کلادوسپوریوم، 7/18% کاندیدا، 5/12% پنیسیلیوم، 3% Aureobasidium pullulans و 3% مخمر Rhodotorula بودند. ضایعات پاتولوژیک در آبشش‌ها بصورت تیرگی، پرخونی، و در زیر میکروسکوپ بصورت ریزش سلول‌های اپیتلیال و حضور لکوسیت ها را بود. در پوست بصورت زخم‌ ماکروسکوپی و میکروسکوپی دیده شد. این قارچ ها مسئول بوجود آمدن ضایعاتی هستند که تحت شرایط خاص مانند بی ثباتی محیطی و عوامل سرکوب کننده سیستم ایمنی دیده می شوند.

چکیده انگلیسی:

منابع و مأخذ:


  1. Sarkar, P., Raju, V. S., Kuppusamy, G., Rahman, M. A., Elumalai, P., Harikrishnan, R., et al. (2022). Pathogenic fungi affecting fishes through their virulence molecules. Aquaculture, 548:737553.
    2.
  2. Misk, E., Gonen, S., Garber, A. F. (2022). Resistance to Saprolegnia parasitica infection: A heritable trait in Atlantic salmon. Journal of fish diseases.
    3.
  3. Murphy, K. M., Lewbart, G. A., editors. Aquarium fish dermatologic diseases. Seminars in Avian and Exotic pet medicine; 1995: Elsevier.
    4.
  4. Sakaguchi, O., Ogawa, G., Kasai, H., Shimizu, Y., Kitazato, H., Fujikura, K., et al. (2019). Molecular identification of water molds (oomycetes) associated with chum salmon eggs from hatcheries in Japan and possible sources of their infection. Aquaculture International, 27:1739-49.
    5.
  5. SHAHRAKI, M. M., Asgari, M. R. (2014). Prevalence of Argulus foliaceus and fungal infections in some ornamental fishes [discus (Symphysodon discus), dwarf gourami (Trichogaster lalius) and guppy (Poecilia reticulata)] in Isfahan City of Iran. Young, 1:2.
    6.
  6. Fafioye, O. O., Fagbohun, T., Olubanjo, O. (2008). Fungal infestation and nutrient quality of traditionally smoke-dried freshwater fish. Turkish Journal of fisheries and Aquatic sciences, 8:7-13.
    7.
  7. Ke, X., Wang, J., Li, M., Gu, , Gong, X. (2010). First report of Mucor circinelloides occurring on yellow catfish (Pelteobagrus fulvidraco) from China. FEMS microbiology letters, 302:144-50.
    8.
  8. Zahran, E., Hafez, E. E., Mohd Altaf Hossain, F., Elhadidy, M., Shaheen, A. A. (2017). Saprolegniosis in Nile Tilapia: Identification, Molecular Characterization, and Phylogenetic Analysis of Two Novel Pathogenic Saprolegnia Strains. Journal of Aquatic Animal Health, 29:43-9.
    9.
  9. McDonough, S. J., Bhagwate, A., Sun, Z., Wang, C., Zschunke, M., Gorman, J. A., et al. (2019). Use of FFPE-derived DNA in next generation sequencing: DNA extraction methods. PLoS One, 14:e0211400.
    10.
  10. Mohamed, O. G., Khalil, Z. G., Capon, R. J. (2021). N-Amino-l-Proline Methyl Ester from an Australian Fish Gut-Derived Fungus: Challenging the Distinction between Natural Product and Artifact. Marine drugs, 19:151.
    11.
  11. Rupp, M., Pilo, P., Müller, B., Knüsel, R., von Siebenthal, B., Frey, J., et al. (2019). Systemic infection in European perch with thermoadapted virulent Aeromonas salmonicida (Perca fluviatilis). Journal of fish diseases, 42:685-91.
    12.
  12. Wang, M.-M., Shenoy, B. D., Li, W., Cai, L. (2017). Molecular phylogeny of Neodevriesia, with two new species and several new combinations. Mycologia, 109:965-74.
    13.
  13. Armwood, A. R., Cañete‐Gibas, C. F., Dill‐Okubo, J. A., Wiederhold, N. P., Camus, A. C. (2021). Retrospective study of phaeohyphomycosis in aquarium‐housed fish, with first descriptions of Exophiala lecanii‐corni and Neodevriesia cladophorae in fish. Journal of fish diseases, 44:1563-77.
    14.
  14. Siddique, M., Bashar, M., Hussain, M., Kibria, A. (2009). Fungal disease of freshwater fishes in Natore district of Bangladesh. Journal of the Bangladesh Agricultural University, 7:157-62.
    15.
  15. LaDouceur, E. E., Leger, J. , Mena, A., Mackenzie, A., Gregg, J., Purcell, M., et al. (2020). Ichthyophonus sp. Infection in Opaleye (Girella nigricans). Veterinary Pathology, 57:316-20.
    16.
  16. Abdallah, M. T., Khalaf, H. M., Muhsin, A. H., editors. Histopathological study of Cinnamomum zeylanicum equeous extract and Cladosporium sp. Extract on different albino male mice organs. IOP Conference Series: Materials Science and Engineering; 2020: IOP Publishing.
    17.
  17. Rickerts, V., Khot, P. D., Myerson, D., Ko, D. L., Lambrecht, E., Fredricks, D. N. (2011). Comparison of quantitative real time PCR with sequencing and ribosomal RNA-FISH for the identification of fungi in formalin fixed, paraffin-embedded tissue specimens. BMC infectious diseases, 11:1-12.
    18.
  18. Rickerts, V., Khot, P. D., Myerson, D., Ko, D. L., Lambrecht, E., Fredricks, D. N. (2011). Comparison of quantitative real time PCR with Sequencing and ribosomal RNA-FISH for the identification of fungi in Formalin fixed, paraffin-embedded tissue specimens. BMC Infectious Diseases, 11:2
    19.
  19. Emam, A. M., Soliman, A. W., Mohamed, M. A., Gadallah, A. O., Ahmed, N. H. E., Eldin, A. B. (2021). Survey of major fish pathogens and their prevalence in the fishing area of Shalateen, Red Sea, Egypt.
    20.
  20. Abd‐Elaah, G. A. (1998). The occurrence of fungi along the Red Sea coast and variability among isolates of Fusarium as revealed by isozyme analysis. Journal of Basic Microbiology: An International Journal on Biochemistry, Physiology, Genetics, Morphology, and Ecology of Microorganisms, 38:303-11.
    21.
  21. Parra-Laca, R., Hernández-Hernández, F., Lanz-Mendoza, H., Gil, G. (2015). Isolation and Identification of Saprolegnia Sp from Fresh Water Aquarium Fishes and the Hemolymph Immune Response of Dactylopus coccus Costa de 1835 (Homoptera: Coccoidea: Dactylopidae) against this Oomycete. Entomology, Ornithology and Herpetology, 4:1.
    22.
  22. Polglase, J. L. Cephalopod diseases caused by fungi and labyrinthulomycetes. Handbook of pathogens and diseases in cephalopods: Springer; 2019. p. 113-22.
    23.
  23. Junaid, S., Olarubofin, F., Olabode, A. (2010). Mycotic contamination of stockfish sold in Jos, Nigeria. Journal of Yeast and Fungal Research, 1:136-41.
    24.
  24. Refai, M., Laila, A. M., Kenawy Amany, M., Shimaa, E.-S. (2008). The assessment of mycotic settlement of freshwater fishes in Egypt.
    25.
  25. Shahbazian, N., Ebrahimzadeh Mousavi, H., Soltani, M., Khosravi, A., Mirzargar, S., Sharifpour, I. (2010). Fungal contamination in rainbow trout eggs in Kermanshah province propagations with emphasis on Saprolegniaceae.
    26.
  26. Fadaeifard, F., Bahrami, H., Rahimi, E., Najafipoor, A. (2011). Freshwater fungi isolated from eggs and broodstocks with an emphasis on Saprolegnia in rainbow trout farms in west Iran. African Journal of Microbiology Research, 5:3647-51.
    27.
  27. Iqbal, Z., Najam, U., Saleemi, S. (2014). Fungal infection in silver carp, Hypophthalmichthys molitrix (valenceinnes) reared in earthen pond. Science International (Lahore), 26:261-6.
    28.
  28. Iqbal, Z., Mumtaz, R. (2013). Some fungal pathogens of an ornamental fish, black moor (Carassius auratus l). Eur J Vet Med, 2:1-10.
    29.
  29. Abdel-Sater, M., Abdel-Hadi, A., Abdul-Raouf, U., Mohamed, F. A., Emamn, A. (2017). Mycobiota associated with some Red Sea fish, shellfish and their environment at Hurghada, Egypt. J Basic Appl Mycol,8-23:9.
    30.
  30. Dzyuba, E. V., Kondratov, I. G., Maikova, O. O., Nebesnykh, I. A., Khanaev, I. V., Denikina, N. N. (2020). Water Molds of the Order Saprolegniales (Oomycota) in Association with Fish and Sponge Species from Lake Baikal. Biology Bulletin, 47:51.4-21
    31.
  31. Pietsch, C. (2020). Risk assessment for mycotoxin contamination in fish feeds in Europe. Mycotoxin Res, 36:41-6
      
    32.

مقالات مرتبط

حقوق این وب‌سایت متعلق به سامانه مدیریت نشریات دانشگاه آزاد اسلامی است.
حق نشر © 1403-1400

صفحه اصلی| عضویت/ ورود| درباره سند| تماس با ما|
[English] [العربية] [en] [ar]