بررسی میزان آلودگی به بروسلوزیس در شیر و پنیر به روش Real Time PCR
محورهای موضوعی : میکروبیولوژی
فاطمه خداوردی پور
1
(گروه میکروبیولوژی، دانشکده علوم،واحد شهرکرد، دانشگاه آزاد اسلامی،شهرکرد، ایران)
نازیلا ارباب سلیمانی
2
(گروه میکروبیولوژی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد دامغان، دامغان، ایران)
یاسمن برون
3
( گروه میکروبیولوژی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد شهرکرد، شهرکرد، ایران)
کلید واژه: بروسلا, تب مالت, شیر, پنیر, Real Time PCR,
چکیده مقاله :
بروسلاها باکتری های کوچک غیر متحرک، گرم منفی، بدون کپسول و به فرم کوکوباسیل می¬باشند. بروسلوز یک بیماری مشترک بین انسان و دام است و باعث سقط جنین، اختلالات باروری، عفونت های تناسلی، کاهش شیر، اورتریت و اپیدیمیت در میزبان اصلی می¬شود و از این جهت باعث عوارض مزمن و تحمیل هزینه های درمانی فراوان به بیماران و ضررهای اقتصادی زیاد به دامداران می¬گردد. با وجود پیشرفت هایی که در تکنیک های کشت خون و تست های سرولوژیکی که برای کشف آنتی بادی های اختصاصی به دست آمد، هنوز مشکلات مهمی در تشخیص بروسلوزیس وجود دارد، بنابراین نیاز به آزمون های جدید آزمایشگاهی می¬باشد. یکی از جدید ترین روش های سنجش کمی که در حال حاضر مورد توجه بسیاری از محققین قرار گرفته روش تشخیص باکتری توسط Real Time PCR می¬باشد. هدف ما هم از این مطالعه شناسایی باکتری های جنس بروسلا در نمونه های شیر و پنیر توسط روش Real Time PCR می¬باشد. 25 نمونه شیر گاو (محلی) و 25 نمونه پنیر از مناطق مختلف شهرستان شهرکرد تهیه شد و به منظور تشخیص مولکولی،استخراج DNA با استفاده از کیت استخراج DNA (شرکت سیناژن) انجام و سپس واکنش Real Time PCR با استفاده از دستگاه مدل Rotor-Gene ساخت شرکت Corbett استرالیا بر روی نمونه ها انجام شد. در این تحقیق از 50 نمونه مورد بررسی تنها در 2 نمونه شیر (4%) بروسلا آبورتوس تشخیص داده شد. در نمونه های پنیر آلودگی به بروسلا گزارش نگردید. این بررسی نشان می دهد روش های مولکولی مثل Real Time PCR باید به عنوان روش هایی مکمل جهت تشخیص بروسلا در کنار روش های رایج مورد استفاده قرار گیرند.
Brucella spp are small, immobile, gram-negative bacteria that are lacking capsules and formed like cocobacillus. Brucellosis is a zoonosis infection between humans and animals that can lead to miscarriages, fertility disorders, genital infections, reduction in milk production, urethritis, and epididymitis in the original host, resulting in many medical disorders in patients and unnecessary treatment expenses. Moreover, farmers would end up facing significant economic losses. Despite advances in blood culture techniques and serological tests to detect specific antibiotics, there are still significant difficulties in the diagnosis of brucellosis; therefore, a new laboratory test is needed for a better examination. One of the most recent quantitative methods that have already caught the attention of many researchers is the detection of bacteria by Real Time PCR method. The aim of this study is to identify bacteria of the genus Brucella, both in milk and cheese samples, by the method of Real Time PCR. 25 samples of cow's milk and twenty-five samples of cheese were collected from different parts of Shahrekord city. DNA extraction was performed using the DNA extraction kit (Cinnagen company) for the molecular diagnosis. Then, by the use of Real Time PCR reaction (Corbett Rotor-Gene Model, manufactured in Australia), samples were studied. In this study, fifty samples were examined, and only two samples (4%) were diagnosed with Brucella abortus, meanwhile, there were no reports on infections by Brucella in the cheese samples. Conclusion: This study shows that molecular techniques such as Real Time PCR can be used as a complementary method for the detection of Brucella, alongside all the other common methods.
1. Paktoja J, Reinemann D, Ruegg P. (2009). associations among milk quality indicators in raw bulk milk. Dairy Sci J. 92 :4978-4987.
2. Vizcaino N, Verger JM, Grayon M, Zygmunt MS, Cloeckaert A. (1997). DNA polymorphism at the omp-31 locus of Brucella spp. evidence for a large deletion in Brucella abortus and other species-specific markers. Microbiology J. 143: 2913-2921.
3. Cloeckaert A, Jacques I, Grilló MJ, Mar´ın CM, Grayon M, Blasco JM, Verger JM. (2004). Development and evaluation as vaccines in mice of Brucella melitensis Rev.1 single and double deletion mutants of the bp26 and omp31 genes coding for antigens of diagnostic significance in ovine brucellosis. Vaccine J. 22: 2827-2835.
4. Pappas G, Solera J, Akritidis N, Tsianos E. (2005). New approaches to the antibiotic treatment of brucellosis. Antimicrobial Agents J. 26: 101-105.
5. Cutler SJ, Whatmore AM, Commander NJ. (2005). Brucellosis new aspects of an old disease. Appl Microbiol J. 98: 1270-1281.
6. ایزدی الف، مسلمی الف. (1392). مطالعه و شناسایی مولکولی Brucella spp در محصولات لبنی توسط تکنیک Nested PCR. مجله تازه های بیوتکنولوژی سلولی و مولکولی. 3 (11): 98-91.
7. Junaidu A, Oboegbulem S, Salihu M. (2008). Seroprevalence of brucellosis in prison farm in Sokato, Nigeria. Asian Journal of Epidemiology. 1: 24-28.
8. Namanda AT, Kakai R, Otsyula M. (2009). The role of unpasteurized “hawked” milk in
the transmission of brucellosis in Eldoret municipality, Kenya. Infect Developing Countries J. 3(4): 260-266.
9. Al Dahouk S, Tomaso H, Nockler K, Neubauer H, Frangoulidis D. (2003). Laboratory-based diagnosis of brucellosis-a review of the literature. Part II: serological tests for brucellosis. Clin Lab J. 49(11-12): 577-589.
10. Morales-Garcia MR, Garcia-Méndez N, Regalado-Jacobo SD, Lopez-Merino A, Contreras-Rodriguez A. (2014). [Clinical, serological and polymerase chain reaction follow-up of a family with brucellosis]. Rev Chilena Infectol J. 31(4):425-433.
11. Hekmatimoghaddam S, Sadeh M, Khalili MB, Mollaabedin M, Sazmand A. (2013). Comparison of PCR, Wright agglutination test and blood culture for diagnosis of brucellosis in suspected patients. Pak J Biol Sci. 16(22): 1589-1592.
12. Gopaul KK, Kolass MS, Smith CJ, Whatmore AM. Rapid Identification of Brucella Isolates to the Species Level by Real Time PCR Based Single Nucleotide Polymorphism (SNP) Analysis. BMC Microbiol, 2008; 8: 86.
13. Real-Time PCR Applications Guide. Bio-Rad Laboratories, Inc. All rights reserved (2006).
14. Hinic V, Brodard I, Thomann A, Cvetnic Z, Makaya P.V, Frey J, Abril C. (2008). Novel identification and differentiation of Brucella melitensis, B. abortus, B. suis, B. ovis, B. canis, and B. neotomae suitable for both conventional and real-time PCR systems. J Microbiol Methods. 75: 375-378.
15. Ali Sh, Akhter Sh, Neubauer H, Melzer F, Khan I, Ali Q, Irfan M. (2015). Serological, cultural, and molecular evidence of Brucella infection in small ruminants in Pakistan. J Infect Dev Ctries. 9(5):470-475.
16. Akbarmehr J. (2003). Survery on the Contamination of Fresh White Cheese Produced in Sarab and Rural Area with Brucella Spp. J Fac Vel Med Univ Tehran. 58(3):203-206.
17. Kazemi B, Yousefi Namin SA, Dowlatshahi M, Bandepour M, Kafilzadeh F, Gachkar L, Mahmoudinejad F, Samarghandi A, Mardani M. (2008). Detection of Brucella by Peripheral Blood PCR and Comparison with Culture and Serological Methods in Suspected Cases. Iranian J Publ Health. 37(4): 96-102.
18. Xavier M, Paixao T, B. den Hartigh A, Tsolis R, Santos R. (2010). Pathogenesis of Brucella Spp. Open Vet Sci J. 4: 109-118.
19. Akbarmehr J, KhandaghiJ. (2012). A Survey on the Prevalence of Salmonella and Coliforms in Unpasteurized Iranian Cheese Using Conventional Culture Method. Afr J Microbiol Res. 6(5): 968-971.
20. Zowghi E, Ebadi A, Yarahmadi M. (2008). Isolation and identification of brucella organisms in iran. Iran J Clin Infect Diseases. 3: 185-188.
.21موثق م ح. (1391). تعیین آلودگی شیر خام گاو با باکتری بروسلا آبورتوس در منطقه ایلخچی به روش الیزا. مجله علوم غذایی و تغذیه. 10 (1): 97-101.