بررسی الگوی سرمی کوکسیلا بورنتی در نمونه های بالینی کارکنان کشتارگاه های شهرستان های اصفهان
محورهای موضوعی : میکروبیولوژیفهیمه نوربخش 1 , حسین چهارده معصومی 2 , محمدرضا صائبی 3
1 - دکتری تخصصی سم شناسی، کارشناس معاونت غذا و دارو، دانشگاه علوم پزشکی اصفهان، اصفهان-ایران.
2 - دکتری دامپزشکی، کارشناس معاونت غذا و دارو، دانشگاه علوم پزشکی اصفهان، اصفهان-ایران.
3 - 1- دانشجوی دکتری بهداشت مواد غذایی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد شهرکرد، شهرکرد، ایران
کلید واژه: کوکسیلا بورنتی, تب کیو, کشتارگاه های اصفهان,
چکیده مقاله :
زمینه و هدف: تب کیو به عنوان یک بیماری نو پدید در بسیاري از کشورها از جمله ایران مطرح است. تعیین میزان شیوع آلودگی و فاکتورهاي خطر باعث می شود که اهمیت عفونت براي مسئولین بهداشتی نمایان گردد و امکانات و تجهیزات لازم جهت کنترل و پیش گیري و نیز، اولویت هاي پژوهشی مشخص شود.
روش کار: در این بررسی که به مدت یک سال طی سال 1403 در کشتارگاه های شهرستان اصفهان انجام شد، 100 نمونه سرمی از کارکنان کشتارگاه های سطح اصفهان جداسازی و اطلاعات آن تهیه و تنظیم گردید. نتایج حاصل از این بررسی پس از آنالیز ارئه گردیده است.
یافته ها: 100 نمونه جداسازی شده از کارکنان کشتارگاه های مورد مطالعه، 33 % از موارد بعنوان مثبت گزارش شدند. جهت تایید نهایی از حضور باکتری در این 33 % نمونه مورد مطالعه مثبت، از روش مولکولی استفاده گردید. از بین موارد مثبت جداسازی شده، 12 مورد کارکنان بخش دام های زنده، 20 مورد کارکنان بخش کشتارگاه و 1 مورد کارکنان بخش اداری بودند. در روش مولکولی ژن های گروه OMP جداسازی گردیدند. در این میان ژن های گروه 10 مورد از نمونه های مورد بررسی واجد ژن COM1 بودند.
نتیجه گیری: نتایج مطالعات نشان می دهد که روش واکنش زنجیره ي پلی مراز تک مرحله اي جهت تشخیص کوکسیلا بورنتی داراي حساسیت کافی نمی باشد و پیشنهاد می شود که از روش واکنش زنجیره ي پلی مراز آشیانه اي استفاده گردد. این روش نسبت به روش هاي کلاسیک از سرعت، دقت، اختصاصیت و حساسیت بالایی برخوردار است.
Background: Q fever is a newly emerging disease in many countries including Iran. Determining the prevalence of contamination and risk factors makes the importance of infection visible to health officials and the necessary facilities and equipment for control and prevention, as well as research priorities.
Material methods: In this study, which was conducted for one year during 1403 in the slaughterhouses of Isfahan city, 100 serum samples were isolated from the employees of the slaughterhouses in Isfahan, and their information was prepared and adjusted. The results of this study have been presented after analysis.
Results: 100 samples isolated from the workers of the studied slaughterhouses, 33% of the cases were reported as positive. In order to finally confirm the presence of bacteria in these 33% positive samples, a molecular method was used. Among the isolated positive cases, 12 cases were employees of the live livestock department, 20 cases were employees of the slaughterhouse department and 1 case were employees of the administrative department. In the molecular method, the genes of the OMP group were isolated. Among these, the genes of 10 of the analyzed samples had the COM1 gene.
Conclusion: The results of the studies show that the one-step polymerase chain reaction method is not sensitive enough to detect Coxiella burnetii and it is suggested to use the nested polymerase chain reaction method. This method has high speed, accuracy, specificity and sensitivity compared to classical methods.
1. Doosti A, Arshi A, Sadeghi M, et al. (2012). Investigation of Coxiella burnetii in Iranian Camels. Journal of Medical Microbiology. 6: 56-62.
2. Dupuis G, Petite J, Peter O, et al. An important outbreak of human Q fever in a Swiss Alpine Valley. International Journal of Epidemiology, 1987; 16: 282-287.
3. Fretz R, Schaeren W, Tanner M, et al. Screening of various foodstuffs for occurrence of
Coxiella burnetii in Switzerland. International Journal of Food Microbiology, 2007; 116: 414–418.
4. Guatteo R, Beaudeau F, Shedding routs of Coxiella burnetii in dairy Cows: implications for detection and control. Journal of Veterinary Research, 2006; 37: 827-833.
5. Gyuranecz M, Hornok S, Viktor J, et al. Prevalence of Coxiella burnetii in Hungary: Screening of Dairy Cows, Sheep, Commercial Milk Samples, and Ticks. Vector-borne and Zoonotic Diseases, 2012; 12: 650-653.
6. Hirai A, Nakama A, Chiba T, et al. Development of a method for detecting Coxiella burnetii in Cheese samples. Journal of Veterinary Medical Science, 2011; 74: 175-180.
Hendrik J R, Coxiella burnetii in pregnant goats. GVO drukkers&vormgevers. 2013; 1: 10-21.
7. Howe GB, Loveless BM, Nonwood D, Craw P, et al. Real-time PCR for the early detection and Quantification of Coxiella burnetii as an alternative to the murine bioassay. Journals Molecular and Cellular probes 2009; 23: 127-31.
8. James H. Steele (Edit.) CRC Handbook Series in Zoonoses, Bacterial, Rickettsial and Mycotic Diseases, 2nd edition, volume 2, pp. 507-528.
9. Khalili M, Sakhaee E. An update on a serologic survey of Q fever in domestic animals in Iran. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 2009; 80(6): 1031-2.
10. Khalili M, Sakhaee E, Golchin M, Q fever serology in febrile patients in Southeast Iran.
Transactions of the Royal society of Tropical Medicine & Hygiene. 2010; 104(9): 623-4.
11. Kim S, Kim E, Lafferty C, et al. Coxiella burnetii in bulk tank milk samples, United States. Emerging Infectious Diseases, 2005; 11: 619-621.
12. Madariaga MG, Rezai K, Trenholme GM, et al. Q fever: a biological weapon in your backyard. 2003; 3(11): 709-21.
13. Maurin M, Q fever. Clinical Microbiology Revoiution, 1999; 12: 518-553.18-2/2.
14. Motohiko O, Agus S, Kozue S, et al. Evaluation of PCR and Nested PCR assays currently used for detection of Coxiella burnetii in Japan. National Institute of Infectious Diseases, 2004; 35: 852-855.
15. Niemczuk K, Szymańska M. Epidemiology, Zoonotic Aspect and Current Epidemiological Situation of Q fever in Poland. National Veterinary Research Institute, 2012; 51: 380-392.
16. Rodolakis A. Q fever, state of: Epidemiology, diagnosis and prophylaxis.Journal Small ruminant Research, 2006; 62(1): 121-4.
17. Rudolf R, Rebecca M, Description of a Coxiella burnetii abortion outbreak in a Dairy Goat herd, and associated serology, PCR and genotyping results. Research in Veterinary Science, 2012; 93:1217–1224.
18. Trinidad A, Dookeran S, Stewart-Johnson A. Frequency of seropositivity for Coxiella burnetii immunoglobulins in livestock and abattoir workers in Trinidad. J New Microbiol 2011; 34(2): 219-24.
19. Abebe A. Prevalence of Q fever infection in the Addis Ababa abattoir. Ethiop Med J 1990; 28(3): 119-22.
20. Cetinkaya B, Kalender H, Ertas HB, Muz A, Arslan N, Ongor H, Gurçay M. Seroprevalence of coxiellosis in cattle, sheep and people in the east of Turkey. Vet Rec 2000; 146(5): 131-6.
21. Asadi J, Khalili M, Kafi M, Ansari-Lari M, Hosseini SM. Risk factors of Q fever in sheep and goat flocks with history of abortion. Comp Clin Pathol 2012; DOI 10.1007/s 00580-012-1661-9.
22. Khalili M, Sakhaee E. An update on a serologic survey of Q fever in domestic animals in Iran. Am J Trop Med Hyg 2009; 80(6): 1031–2.
23. Khalili M, Shahabi-Nejad N, Golchin M. Q fever serology in febrile patients in southeast Iran. Trans R Soc Trop Med Hyg 2010; 104(9): 623-4.
24. Esmaieli S, Gooya MM, Shirzadi MR, Esfandiari B, Amini FB, Behzadi MY, et al. Seroepidemiological Survey of tularemia among different groups in wetern Iran. Int J Infect Dis 2014; 18: 27-31.
25. Kirkan S, Kaya O, Tekbiyik S, Parin U. Detection of Coxiella burnetii in cattle by PCR. Turk J Vet Anim Sci 2008; 32(3): 215-20.