بررسی اثر القاء الیسیتورها بر خواص آنتی‌اکسیدانی و ترکیبات ثانویه میسلیوم قارچ‌های Stereum hirsutum, Hyphodontia paradoxa و Arthrinium arundinis در استان گلستان

محورهای موضوعی : گیاهان دارویی

گلایم لازمی ¹ , وحیده پیام نور ² , جمیله نظری ³ , عمران عالیشاه ⁴

1 - دانشکده علوم جنگل، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان
2 - هیات علمی داشنگاه منابع طبیعی گرگان
3 - دانشکده علوم جنگل، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان
4 - سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، موسسه تحقیقات پنبه کشور، گرگان

تاریخ دریافت : 1398/09/06 تاریخ پذیرش : 1399/05/25 تاریخ انتشار : 1399/06/01

کلید واژه: آنتی‌اکسیدان, الیسیتور, متابولیت ثانویه, توس, تری‌ترپنوئید, میسلیوم,

چکیده مقاله :

این تحقیق با هدف بررسی اثر القاء الیسیتورها بر خواص آنتی‌اکسیدانی و ترکیبات ثانویه میسلیوم قارچ‌های Arthrinium arundinis ، همزیست گلسنگ، Hyphodontia paradoxaو Stereum hirsutum به میزبانی گیاه Betula pendulaانجام شد. در تابستان 1395 نمونه‌برداری اولیه از پوست تنه درختان از منطقه سیاه مرزکوه استان گلستان از ارتفاع 2400متری از سطح دریا انجام و خالص‌سازی قارچ انجام شد. در 1397 از ذخایر میسیلیومی دوساله برای تحقیق حاضر با هدف بررسی تغییرات ترکیبات ثانویه استفاده گردید. تیمارهای نیترات سدیم، نانوفیبرسلولز و سولفات منیزیم به عنوان الیسیتور به کار برده شدند. همچنین ارزیابی اولیه میزان تری ترپنوئید با استفاده از دستگاه HPLC با کمک استاندارد بتولین و بتولینیک اسید، انجام و جهت اطمینان از تری ترپنوئید بودن پیک مربوطه از دستگاه LC-MS استفاده شد. بررسی خواص آنتی‌اکسیدانی میسیلیوم قارچ‌های فوق با روش DPPH صورت گرفت. نتایج حاصل از این پژوهش نشان داد که پیک مربوط به تری ترپنوئیدها که مشتقات بتولین هستند در قارچ H. paradoxa در الیسیتور نانو فیبرسلولز و قارچ S. hirsutumدر الیسیتور نیترات سدیم (به ترتیب 5/6 و 37/6 برابر شاهد) بیشترین مقدار بوده است. در قارچ A. arundinis تزریق الیسیتورها تاثیری بر میزان تری ترپنوئیدها نداشت و به طور قابل ملاحظه‌ای باعث کاهش آن شد. میزان آنتی‌اکسیدان H. paradoxaدر تیمار شاهد 1/83 درصد بود و القاء الیسیتورها نتیجه عکس داشته و میزان خواص را کاهش داد. مقدار آنتی‌اکسیدان قارچ A. arundinisباالیسیتورمنیزیم سولفات از 05/82 به 12/87 درصد و در A. arundinis با افزودن نیترات سدیم به محیط از 62/24 به 04/86 درصد رسید.

چکیده انگلیسی:

The aim of this study was to evaluate the effect of elicitors on antioxidant properties and mycelial secondary metabolites of Arthrinium arundinis, Lichen symbiont, and Hyphodontia paradoxa and Stereum hirsutum hosted by Betula pendula . In the summer of 2016 preliminary sampling was performed from tree barks of Siah-Marzkouh, Golestan province, from an altitude of 2400 m above sea level. Then, fungal purification was achieved. In 2018, biennial mycelial reserves were used to investigate changes in secondary compounds. The following treatments were applied as elicitor: sodium nitrate, nanofibers cellulose and magnesium sulphate. Initial evaluation of triterpenoids was performed by HPLC using standard betulin and betulinic acid, and LC-MS was used to confirm the corresponding peak as triterpenoid. Antioxidant properties in mycelia of these fungi were studied by DPPH method. Based on the results, the highest peak of triterpenoids which are derivatives of betulin was in H. paradoxa treated by nanofibers cellulose, while in S. hirsutum it was by sodium nitrate (6.5 and 6.37 times in comparison to control, respectively). In A. arundinis, elicitors had no effect on triterpenoids amount and significantly reduced it. The antioxidant activity of H. paradoxa in the control treatment was 83.1% and the induction of elicitors had the opposite effect on this activity. The antioxidant activity of A. arundinis decreased from 82.05 to 87.12% with magnesium sulfate elicitor, meanwhile by adding sodium nitrate to the medium it increased from 24.62 to 86.04%.

منابع و مأخذ:

 

References

1. Abdul Malik, N.A., Kumar, I.S. and Nadarajah, K. 2020. Elicitor and receptor molecules: Orchestrators of Plant Defense and Immunity. Int. J. Mol. Sci. 21: 963.


2. Bai, Y-H., Feng, Y-Q., F., Mao, D-B. and Xu, Ch-P. 2012. Optimization for betulin production from mycelia culture of Inonotus obliquus by orthogonal design and evaluation of its antioxidant activity. Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, 43:663-690.


3. Halder, M., Sarkar, S. and Jha, S. 2019. Elicitation: A biotechnological tool for enhanced roduction of secondary metabolites in hairy root cultures. Eng Life Sci., 19: 880-895.


4. Hameed, A., Hussain, S.A., Yang, J., Ijaz, M.U., Liu, Q., Suleria, H.A.R. and Song, Y. 2017. Antioxidants potential of the filamentous fungi (Mucor circinelloides). Nutrients, 9(10): 1101.


5.  Hokmollahi, F., Rafati, H., Riahi, H., Hakimi, M., Aliahmadi, A. and Heydari, H. 2011. Collection and identification of a medicinal mushroom, phellinus conchatus in iran and investigation of the antibacterial activity of total methanol extract and fractional extracts. Journal of Shahid Sadoughi University of Medical Sciences, 18 (6):521-530.


6. Holková, I., Bezáková, L., Sek Bilka, F., Bala_zová, A. and Blanáriková, V. 2010. Involvement of lipoxygenase in elicitor-stimulated sanguinarine accumulation in Papaver somniferum suspension cultures. Plant Physiology and Biochemistry, 48: 887-892.


7. Hordyjewska, A., Ostapiuk, A., Horecka, A. and Kurzepa, J. 2019. Betulin and betulinic acid: triterpenoids derivatives with a powerful biological potential. Phytochem Rev, 18:929–951.


8. Jasicka-Misiak, I., Lipok, J., Swider, I. and Kafarski, P. 2010. possible fungistatic implications of betulin presence in betulaceae plants and their Hymenochaetaceae Parasitic Fungi. Z. Naturforsch, 65 c: 201-206.


9. Kosyakov, D.S., Ul’yanovskii, N.V. and Falev, D.I. 2014. Determination of Triterpenoids from birch bark by liquid chromatography—tandem mass spectrometry. Journal of Analytical Chemistry, 69 (13): 1264–1269.


10. Lourenço, S., Moldão-Martins, M. and Alves, V. 2019. Antioxidants of natural plant origins: from sources to food industry applications. Molecules, 24(22): 4132.


11. Macheleidt, J., Mattern, DJ., Fischer, J., Netzker, T., Weber, J., Schroeckh V., et al. 2016. Regulation and role of fungal secondary metabolites. Annual review of genetics, 50: 371-392.


12. Mashayekhi, K. and Atashi, S. 2014. The analyzing methods in plant physiology. Sirang press. Gorgan. 310 p. (In Persian).


13. Naik, PM. and Al-Khayri, JM. 2016. Impact of abiotic elicitors on in vitro production of plant secondary metabolites: A Review. J. Adv. Res. Biotech 1(2): 7. DOI: 10.15226/2475-4714/1/2/00102.


14. Najafi, S., Heidari, R. and Jamei, R. 2013. Influence of silver nanoparticles and magnetic field on phytochemical, antioxidant activity compounds and physiological factors of Phaseolus vulgaris. Technical Journal of Engineering and Applied Sciences, 3(21): 2812-2816.


15. Nasiri-Madiseh, Z., Mofid, M.R., Ebrahimi, M., Khayyam-Nekoei, S.M. and Khosro-Shahli, M., 2010. Isolation of taxol-producing endophytes fungi from Iranian yew (Taxus baccata L.). Journal of Shahrekord University Medicinal Science, 11(4): 101-107.


16. Nazari, J. 2018. Identification and effect of basidiomycete and endophytic fungus of Betula pendula to triterpnoids amount in cell suspension culture and effect of stem cells extract on apoptosis in esophageal cancer cells. Ph.D thesis in Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources.


17. Nazari, J., Payamnoor, V. and Kavosi, M.R. and Asadi J. 2018. Extraction of anti-cancer triterpenoids (betulinic acid and betulin) from the birch bark-inhabiting lichen (Ramalina sinensis). Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 34 (4): 64-616.


18. Nazari, J., Payamnoor, V. and Kavosi, M.R., 2017. The evaluation absorption of some secondary metabolites (betulin, betulinic acid, phenol, flavonoids) and antioxidant activity of woodinhabiting agaric fungi on medicinal birch tree (Betula pendula Roth.) in Golestan province. Eco-Phytochemical Journal of Medicenal Plant, 14(2): 44-55.


19. Orsini, S., Ribechini, E., Modugno, F., Klügl, J., Di Pietro, J. and Colombini, M.P. 2015. Micromorphological and chemical elucidation of the degradation mechanisms of birch bark archaeological artefacts. Heritage Science, 3: 2-11.


20. Raei, M,, Angaji, SAH, Omidi, M. and Khodayari,  M. 2014. Effect of abiotic elicitors on tissue culture of Aloe vera. Int J Biosci, 5(1): 74-81.


21. Raei, M., Esna-Ashari, M. and Khodayari, M. 2017. Abiotic elicitors and medicinal plants biotechnology. Journal of Cell & Tissue, 7(4):1-11.


22. Roberts, S.C. and Shuler, M.L. 1997. Large-scale plant cell culture. Current Opinion in Biotech, (8): 154-159.


23. Sousa, J., Freire, C., Silvestre, A. and Silva, A. 2019. Recent developments in the functionalization of betulinic acid and its natural analogues: A Route to New Bioactive Compounds. Molecules, 24: 355: 1-33.


24. Spagnol, C., Rodrigues, F.H.A., Pereira, A.G.B., Fajardo, A.R., Rubira, A.F. and Muniz, EC. 2012. Superabsorbent hydrogel composite made of cellulose nanofibrils and chitosan-graft-poly (acrylic acid). Carbohydrate Polymers, 87:2038-2045.


25. Tabari, SH, Ghorbanli, M., Safaian, Sh. and Moosazade, S. 2013. Comparison of antioxidant and phytochemical properties of Trametes gibbosa. J. Cell Mol. Biotech, 10(3):73-78


26. Tudzynski, B. 2014. Nitrogen regulation of fungal secondary metabolism in fungi. Front Microbiol, 5: 656.


27. Wiemann, P., Sieber, C.M.K., von Bargen, K.W., Studt, L., Niehaus, E.M., Huß, K. 2013. Deciphering the cryptic genome: genome-wide analyses of the rice pathogen Fusarium fujikuroi reveal complex regulation of secondary metabolism and novel metabolites. PLoS Pathog. 9:e1003475 10.1371/ journal. ppat.1003475.


28. Wink, M. 2018. Plant secondary metabolites modulate insect behavior-steps toward addiction? Front. Physiol. 9:364. DOI: 10.3389/fphys.2018.00364


29. Wong, K.L., Chao, H.H., Chan, P., Chang, L.P. and Liu, C.F. 2004. Antioxidant activity of Ganoderma lucidum in acute ethanol-induced heart toxicity. Phytother Res, 18(12):1024-6.


30. Yang, L., Wen, K., Ruan, X., Zhao, Y., Wei, F. and Wang, Q. 2018. Response of plant secondary metabolites to environmental factors. Molecules. 23(4): 762. DOI: 10.3390/molecules 23040762.


31. Yousefi, H., Nishino, T., Faezipour, M., Ebrahimi, G.H. and Shakeri, A. 2011. Direct fabrication of all-cellulose squeezing flow viscometry. Journal of Procedia Food Science, 1: 1997-2002.


32. Zhai, Q., Fan, G. and Zhan, Y. 2011. Accumulation of triterpenoids in Betula platyphylla suspension culture induced by a fungal elicitor. Scientia Silvae Sinicae, 47(6):42-47.