اثرات غلظت‌های مختلف سرب بر برخی از پارامترهای بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی گیاه برنج

جواد صلواتی ¹ ( گروه زراعت، دانشکده علوم کشاورزی، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران )
هرمز فلاح ² ( گروه زراعت، دانشکده علوم کشاورزی، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران )
یوسف نیک نژاد ³ ( گروه زراعت، دانشکده علوم کشاورزی، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران )
داوود براری تاری ⁴ ( گروه زراعت، دانشکده علوم کشاورزی، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران )

تاریخ ارسال : 1400/08/24 تاریخ تایید : 1400/12/08

کلید واژه: برنج, تنش اکسیداتیو, تنش سرب, متابولیسم پرولین, متابولیسم کلروفیل,

چکیده مقاله :

سرب (Pb) نه تنها رشد و عملکرد گیاه را تغییر می دهد بلکه ممکن است خطرات بالقوه سمی برای سلامتی انسان داشته باشد. در تحقیق حاضر، تاثیر غلظت های مختلف سرب (150 و 300 میکرومولار) بر رشد و فرآیندهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه برنج تحت شرایط هیدروپونیک مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج نشان دادند که تیمارهای سرب با تاثیر منفی بر متابولیسم کلروفیل، باعث کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی و در نتیجه، کاهش رشد و بیومس گیاه برنج شد. تنش سرب با افزایش تجمع پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال، باعث القای تنش اکسیداتیو و آسیب به غشاهای زیستی شد. افزایش غلظت سرب باعث افزایش تجمع سرب در گیاه برنج شد که با افزایش تجمع پرولین و فیتوکلاتین ها همراه بود. فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدان و چرخه گلی اکسالاز در برگ گیاه برنج تحت سمیت سرب افزایش یافت. تیمارهای سرب باعث تغییر سطح ترکیبات آنتی اکسیدان غیرآنزیمی (گلوتاتیون و آسکوربیک اسید) در برگ گیاه برنج شد بطوریکه باعث کاهش نسبت های آسکوربیک اسید احیاشده به اکسید شده و گلوتاتیون احیاشده به اکسیده شده نسبت به گیاهان شاهد شد. بنابراین، غلظت های 150 و 300 میکرومولار سرب در خاک می تواند تاثیرات منفی بر فرآیندهای فیزیولوژیکی و متابولیک های مهم گیاه برنج القا کند که باعث کاهش رشد و بیومس گیاه شود.

چکیده انگلیسی :

Lead (Pb) not only negatively alters plant growth and yield but may also have potentially toxic risks to human health. In the present study, the effects of different concentrations of Pb (150 and 300 μM) on growth, physiological and biochemical attributes of rice under hydroponic conditions were investigated. The results showed that Pb treatments with negative effects on chlorophyll metabolism reduced photosynthetic pigments and, consequently, diminished the growth and biomass of rice plants. Pb stress induced oxidative stress and damage to bio-membranes by increasing the accumulation of hydrogen peroxide and methylglyoxal. The activity of antioxidant enzymes and glyoxalase cycle was upregulated in rice leaves under Pb toxicity. Pb treatments altered the levels of non-enzymatic antioxidant compounds (glutathione (GSH) and ascorbic acid (ASA)) in the leaves of rice plants by reducing the ratios of reduced ASA to oxidized ASA and reduced GSH to oxidized GSH compared to control plants. Therefore, concentrations of 150 and 300 μM Pb in the soil can induce negative effects on important physiological and metabolic processes of rice, which reduce plant growth and biomass.

متن کامل:



اثرات غلظت­های مختلف سرب بر برخی از پارامترهای بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی گیاه برنج

چکیده

سرب (Pb) نه تنها رشد و عملکرد گیاه را تغییر می دهد بلکه ممکن است خطرات بالقوه سمی برای سلامتی انسان داشته باشد. در تحقیق حاضر، تاثیر غلظت­های مختلف سرب (150 و 300 میکرومولار) بر رشد و فرآیندهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه برنج تحت شرایط هیدروپونیک مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج نشان دادند که تیمارهای سرب با تاثیر منفی بر متابولیسم کلروفیل، باعث کاهش رنگیزه­های فتوسنتزی و در نتیجه، کاهش رشد و بیومس گیاه برنج شد. تنش سرب با افزایش تجمع پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال، باعث القای تنش اکسیداتیو و آسیب به غشاهای زیستی شد. افزایش غلظت سرب باعث افزایش تجمع سرب در گیاه برنج شد که با افزایش تجمع پرولین و فیتوکلاتین­ها همراه بود. فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و چرخه گلی اکسالاز در برگ گیاه برنج تحت سمیت سرب افزایش یافت. تیمارهای سرب باعث تغییر سطح ترکیبات آنتی اکسیدان غیرآنزیمی (گلوتاتیون و آسکوربیک اسید) در برگ گیاه برنج شد بطوریکه باعث کاهش نسبت­های آسکوربیک اسید احیاشده به اکسید شده و گلوتاتیون احیاشده به اکسیده شده نسبت به گیاهان شاهد شد. بنابراین، غلظت­های 150 و 300 میکرومولار سرب در خاک می­تواند تاثیرات منفی بر فرآیندهای فیزیولوژیکی و متابولیک­های مهم گیاه برنج القا کند که باعث کاهش رشد و بیومس گیاه شود.

کلمات کلیدی: برنج، تنش اکسیداتیو، تنش سرب، متابولیسم پرولین، متابولیسم کلروفیل

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Effects of different concentrations of lead on some biochemical and physiological parameters of rice

Abstract

Lead (Pb) not only negatively alters plant growth and yield but may also have potentially toxic risks to human health. In the present study, the effects of different concentrations of Pb (150 and 300 μM) on growth, physiological and biochemical attributes of rice under hydroponic conditions were investigated. The results showed that Pb treatments with negative effects on chlorophyll metabolism reduced photosynthetic pigments and, consequently, diminished the growth and biomass of rice plants. Pb stress induced oxidative stress and damage to bio-membranes by increasing the accumulation of hydrogen peroxide and methylglyoxal. The activity of antioxidant enzymes and glyoxalase cycle was upregulated in rice leaves under Pb toxicity. Pb treatments altered the levels of non-enzymatic antioxidant compounds (glutathione (GSH) and ascorbic acid (ASA)) in the leaves of rice plants by reducing the ratios of reduced ASA to oxidized ASA and reduced GSH to oxidized GSH compared to control plants. Therefore, concentrations of 150 and 300 μM Pb in the soil can induce negative effects on important physiological and metabolic processes of rice, which reduce plant growth and biomass.

Keywords: Lead stress, Rice, Proline metabolism, Oxidative stress, Chlorophyll metabolism

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

مقدمه

امروزه، آلودگی خاک­ها با فلزات سنگین مختلف (عناصر غیر ضروری گیاهان) و ورود آنها به اکوسیستم­های کشاورزی و انتقال از طریق زنجیره غذایی به انسان­ها به وضعیت هشدار دهنده­ای در سراسر جهان تبدیل شده است (Anjum et al., 2016; Gerami et al., 2018). در اکوسیستم­های خشکی، خاک به عنوان منبع اصلی انتقال فلزات سنگین به محصولات کشاورزی عمل می­کند. این فلزات سنگین از خاک یا از هوای احاطه­کننده گیاهان وارد سیستم­های گیاهی می­شوند و پیامدهای جدی در بهره­وری محصول و کیفیت دانه­ها خواهند داشت (Ghorbani et al., 2020).

در میان فلزات سنگین مختلف، سرب (Pb) دومین آلاینده مضر بعد از آرسنیک است و اخیراً طبق مقررات جدید REACH اروپا به عنوان "ماده شیمیایی مورد نگرانی" ذکر شده است (Pourrut et al., 2011). سرب به شدت بر متابولیسم طبیعی گیاه، رشد، فرآیندهای فیزیولوژیکی و بهره­وری گیاه تأثیر می­گذارد (Ashraf et al., 2015). اغلب منجر به کاهش رشد، تغییر شکل ساختارهای سلولی، برهم­زدن همئوستازی یون، کاهش بیوسنتز کلروفیل، عدم تعادل هورمونی و ایجاد تولید بیش از حد گونه­های فعال اکسیژن در گیاهان می­شود (Kumar et al., 2012). سرب، به عنوان فلزی غیر اکسیداسیون، باعث تولید گونه­های فعال اکسیژن و در نتیجه، القای تنش اکسیداتیو در سلول­های گیاهی می­شود (Singh et al., 2010). این گونه­های فعال اکسیژن پس از تولید، به آسانی به ساختارهای زیستی و مولکول­های زیستی آسیب رسانده و منجر به اختلال عملکرد متابولیک می­شود (Clemens, 2006).

گیاهان به طور معمول دارای سه مکانیسم برای تحمل سمیت سرب هستند که شامل الف) مکانیسم­های غیرفعال (گیاه انواع مختلف موانع فیزیکی را در برابر جذب سرب ایجاد می­کند)، ب) مکانیسم­های القایی (سمت­زدایی فلزات و دفع آن به فضاهای خارج سلولی) و ج) فعال کردن سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی (که شامل آنتی اکسیدان های آنزیمی و غیر آنزیمی است) برای از بین بردن انواع اکسیژن فعال می­باشد (Pourrut et al., 2011; Ashraf et al., 2015). آنتی اکسیدان­های آنزیمی مانند سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز، کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز، و آنتی اکسیدان­های غیر آنزیمی مانند گلوتاتیون و آسکوربیک اسید به طور مستقیم یا غیرمستقیم در سمیت­زدایی انواع اکسیژن فعال در گیاهان نقش مهمی دارند (Mittler, 2002; Ghorbani et al., 2018a). علاوه بر سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی، گیاهان همچنین انواع مختلفی از ترکیبات آلی یا اسمولیت­ها مانند پرولین و قندهای محلول را برای محافظت از ساختارهای ضروری سلولی و حفظ پتانسیل اسمزی سلولی تجمع می­کنند (Ali et al., 2014; Ghorbani et al., 2018b).

گیاهان به طور طبیعی دارای مکانیسم‌های سلولی پیچیده‌ای برای کاهش سمیت فلزات سنگین از جمله بهبود تغییرات ساختاری سلول، سنتز ترکیبات کلاتور و اسمولیت، ترشح فلزات سنگین به فضای بیرون، غیرمتحرک ساختن فلزات سنگین در دیواره سلولی و توقیف فلزات سمی در واکوئل­ها می­باشد (Hall, 2002). کلات کردن فلزات سنگین سمی در سلول­های گیاهی و جداسازی آنها در واکوئل­ها یکی از مهمترین­ترین مکانیسم­های دفاعی گیاه تحت سمیت فلزات سنگین است (Park et al., 2012). فیتوکلاتین­ها (PCs) گروهی از پپتیدهای سنتز شده از گلوتاتیون هستند که به فلزات سنگین متصل می­شوند و باعث انتقال آنها به واکوئل­ها می­شوند، که نقش مهمی در سمیت­زدایی فلزات سنگین و بهبود تحمل گیاه دارند (Rauser, 1995). پرولین و گلوتاتیون مهمترین ترکیبات آنتی­اکسیدانی غیر آنزیمی هستند که نقش مهمی در بهبود تحمل گیاهان تحت سمیت فلزات سنگین ایفا می­کنند (Ghorbani et al., 2021; Ghasemi-Omran e al., 2021 ).

بنابراین، با توجه به اهمیت گیاه برنج و ضرورت شناخت اثرات سمیت سرب بر صفت­های فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و عملکرد گیاه، تحقیق حاضر با هدف بررسی تغییرات رشد، برخی صفات فیزیولوژیکی و بیوشمیایی و همچنین عملکرد و اجزای عملکرد گیاه برنج تحت غلظت­های مختلف سرب انجام شد.

مواد و روش­ها

کشت و تیمار گیاه: تحقیق حاضر در بهار 1399 در گلخانه دانشگاه آزاد اسلامی، واحد آیت الله آملی، شهرستان آمل، استان مازندران به صورت طرح کاملا تصادفی با 5 تکرار انجام شد. تیمار آزمایش شامل تنش سرب در سه سطح (صفر، 150 و 300 میکرومولار) بود. با توجه به عدم علایم سمیت سرب در غلظت زیر ۱۰۰ میکرومولار و علایم شدید سمیت در غلظت­های بالای ۴۰۰ میکرومولار در آزمایش اولیه برای تعیین غلظت­های سرب، غلظت­های ۱۵۰ و ۳۰۰ میکرومولار در این تحقیق انتخاب شدند. بذرهای رقم طارم هاشمی از موسسه تحقیقات برنج کشور-معاونت آمل تهیه شد. بعد از ضدعفونی بذرها و خیساندن در آب شهری به مدت 24 ساعت، بذرها در سینی­های حاوی پیت­موس اتوکلاو شده جوانه­دار شدند. سپس، گیاهچه­های 12 روزه یک اندازه به گلدان­های حاوی محلول هوگلند منتقل شدند. گلدان­ها توسط پمپ آکواریوم هوا هوادهی می­شدند. محلول هوگلند در pH 6.0 تنظیم شدند و هر هفته محلول داخل گلدان­ها تعویض شدند. بعد از یک هفته انتقال گیاهچه­ها به گلدان­ها و سازگاری گیاهچه­ها با شرایط هیدروپونیک، تیمارهای مختلف سرب اعمال شدند. تیمارهای سرب با استفاده از نیترات سرب (Pb(NO3)2) آماده شدند. گلدان­ها در دمای 25/22 درجه سانتیگراد برای روز/شب، رطوبت 60-65 درصد و 16 ساعت روشنایی با شدت نور 300-400 میکرومول بر متر مربع بر ثانیه در گلخانه نگهداری شدند. 60 روز بعد از اعمال تیمارهای سرب، نمونه­برداری انجام شد و بعد از ثبت ارتفاع  بوته، نمونه­ها برای اندازه­گیری صفات­های بیوشیمیایی در فریزر 80- درجه سانتیگراد نگهداری شدند. برای اندازه­گیری وزن خشک کل، نمونه­ها 72 ساعت در دمای 75 درجه سانتی­گراد خشکانده شدند و سپس وزن شدند (Ghorbani et al., 2009).

رنگیره­های فتوسنتزی و فلورسانس کلروفیل: برای اندازه­گیری رنگیزه­های کلروفیل a، b و کاروتنوئیدها، مقدار 5/0 گرم برگ تازه وزن گردید و در هاون با پنج میلی­لیتر استون 80 درصد به خوبی ساییده و سپس در 10000 دور به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شدند. جذب محلول رویی در طول موج­های 470، 645 و 663 نانومتر اندازه­گیری شد و محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی مطابق روش Lichtenthaler (1987) محاسبه گردید. عملکرد فلورسانس کلروفیل (Fv/Fm) با استفاده از دستگاه فلورومتر (PAM 2500, Walz, Germany) و بعد از 20 دقیقه قرار گرفتن برگ در تاریکی با استفاده از گیره­های مخصوص برگ (2030-B, Walz) اندازه­گیری شدند.

غلظت سرب: بافت­های ریشه و بخش­های هوایی گیاه برنج بعد از شستشو با آب مقطر، در دمای 75 درجه سانتیگراد به مدت 72 ساعت خشک شدند. بافت­های خشک شده در محلول HNO3:H2O2 (نسبت 1 به 4) هضم اسیدی شدند و سپس غلظت عنصر سرب با استفاده از دستگاه ICP-MS (Agilent 7500 cx) اندازه­گیری شد.

محتوای پرولین، مالون دی آلدئید، پراکسید هیدروژن و متیل گلی­اکسال:

برای اندازه­گیری محتوای پرولین آزاد از عصاره متانولی برگ­ها استفاده شد. پرولین با قرائت جذب واکنش نین­هیدرین در طول موج 515 نانومتر با استفاده از اسپکتوفتومتر (Carry 300; Varian, Walnut Creek, CA, USA) مطابق روش Bates و همکاران (1973) محاسبه گردید.

محتوای مالون دی آلدئید برگ­ها با استفاده از روش تیوباربیتوریک اسید و ضریب خاموشی  mM-1cm-1155 مطابق روش Heath و Packer (1968) اندازه­گیری شد.

مقدار پراکسید هیدروژن براساس واکنش H2O2 با یدور پتاسیم مطابق روش Alexieva و همکاران (2001) انجام شد. برای اندازه­گیری متیل گلی اکسال، بعد از هموژن کردن برگ­های تازه با استفاده از پرکلروریک اسید (5 درصد)، با سرعت 12000 دور در دقیقه به مدت 20 دقیقه سانتریفیوژ شدند. بعد از خنثی­سازی محلول رویی با استفاده از کربنات سدیم، ترکیبات N-استیل سیستئین و مونوسدیم فسفات به محلول اضافه شد و جذب آن در 288 نانومتر با استفاده از اسپکتوفتومتر قرائت شد (Wild et al., 2012).

عصاره آنزیمی و سنجش فعالیت آنزیم­­ها:

بافت تازه برگ (5/0 گرم) در یک میلی­لیتر از بافر پتاسیم-فسفات 50 میلی­مولار (pH 7) شامل کلرید پتاسیم 100 میلی­مولار، آسکوربات 1 میلی­مولار، بتا-مرکاپتواتانول 5 میلی­مولار و گلیسرول 10 درصد هموژن شد. از محلول رویی بعد از سانتریفیوژ در 12000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه برای تعیین فعالیت آنزیم­ها استفاده شد.

فعالیت آنزیم کاتالاز با استفاده از محاسبه کاهش جذب H2O2 در 240 نانومتر به مدت 30 ثانیه انجام شد. محلول واکنش شامل عصاره آنزیمی، بافر فسفات پتاسیم 50 میلی­مولار (pH 7.0) و پراکسید هیدروژن 15 میلی­مولار بود. فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز با قرائت جذب محلول واکنش شامل عصاره آنزیمی، متیونین 13 میلی­مولار، ریبوفلاوین 13 میکرومولار و نیتروبلو تترازولیوم 63 میکرومولار در طول موج 560 نانومتر مطابق روش Beauchamp و Fridovich (1971) محاسبه گردید.

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز براساس روش Sairam و همکاران (2002) در محلول واکنش حاوی بافر فسفات 50 میلی­مولار (pH 7.0)، آسکوربیک اسید 5/0 میلی­مولار، EDTA 1/0 میلی­مولار، آب اکسیژنه 25 میلی­مولار و عصاره آنزیمی اندازه­گیری شد. کاهش جذب در محلول واکنش به مدت یک دقیقه در طول موج 290 نانومتر اندازه­گیری شد. با استفاده از محلول واکنش شامل بافر پتاسیم-فسفات 50 میلی­مولار (pH 7.0)، EDTA 1 میلی­مولار، گلوتاتیون اکسید شده 1 میلی­مولار، NADPH 2/0 میلی­مولار و عصاره آنزیمی در حجم نهایی 1 میلی­مولار، فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز اندازه­گیری شد. با خواندن میزان کاهش در جذب طول موج 340 نانومتر به مدت 1 دقیقه، فعالیت آنزیم محاسبه شد (Hasanuzzaman et al., 2011).

فعالیت آنزیم گلی اکسالاز I با قرائت میزان افزایش در جذب طول موج 240 نانومتر و محلول واکنش شامل بافر پتاسیم فسفات 100 میلی­مولار (pH 7)، سولفات منیزیم 15 میلی­مولار، گلوتاتیون 7/1 میلی­مولار، متیل گلی‌اکسال 5/3 میلی­مولار در حجم نهایی 700 میکرولیتر مطابق روش Hasanuzzaman و همکاران (2011) محاسبه گردید.

با استفاده از روش Principato و همکاران (1987)، فعالیت آنزیم گلی اکسالاز II اندازه­گیری شد. محلول واکنش شامل بافر Tris-HCl 100 میلی­مولار (pH 7.2)، 5،'5-2-نیتروبنزوئیک اسید 2/0 میلی­مولار و S-D-لاکتوگلوتاتیون 1 میلی­مولار در حجم نهایی 1 میلی­لیتر می­باشد.

فعالیت آنزیم دلتا-آمینولوولینیک اسید دهیدراتاز مطابق روش Jain و Gadre (2004) و اندزه­گیری میزان تفاوت در غلظت پورفوبیلونوژن در 15 دقیقه در طول موج 553 نانومتر محاسبه گردید.

فعالیت آنزیم پرولین دهیدروژناز با قرائت محلول واکنش شامل بافر NaCO3-HCl 15/0 میلی­مولار (pH 10.3)، L-پرولین 15 میلی­مولار، NAD+ 5/1 میلی­مولار و عصاره آنزیمی در طول موج 340 نانومتر مطابق روش Charest و Phan (1990) محاسبه گردید.

فعالیت آنزیم دلتا -1-پرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز با قرائت محلول واکنش شامل بافر Tris–HCl 100 میلی­مولار (pH 7.2)، عصاره آنزیمی، دی­کلرید منیزیم 25 میلی­مولار، گلوتامات سدیم 75 میلی­مولار، ATP 5 میلی­مولار و NADPH 4/0 میلی­مولار در طول موج 340 نانومتر مطابق روش Sumithra و همکاران (2006) محاسبه گردید.

با اندازه­گیری افزایش در جذب 667 نانومتر حاصل از تشکلیل کلروفیلید، فعالیت آنزیم کلروفیلاز مطابق روش Costa و همکاران (2005) بدست آمدند.

محتوای آسکوربیک اسید و گلوتاتیون: بعد از هموژن کردن بافت تازه برگ با متافسفریک 5 درصد حاوی EDTA یک میلی­مولار و سانتریفیوژ با سرعت 12000 دور برای 10 دقیقه، از محلول رویی برای اندازه­گیری محتوای آسکوربیک اسید و گلوتاتیون استفاده شد.

برای اندازه­گیری آسکوربیک اسید، محلول رویی ابتدا با استفاده از بافر فسفات پتاسیم 5/0 مولار (pH 7.0) خنثی­سازی شد. سپس، یک واحد آنزیم آسکوربات پراکسیداز و بافر فسفات پتاسیم 100 میلی­مولار (pH 7.0) به محلول اضافه شدند و با قرائت جذب محلول در 265 نانومتر، آسکوربیک اسید کل و احیا شده تعیین شدند. محتوای آسکوربیک اسید احیا شده براساس منحنی استاندارد مشخص شد. محتوای آسکوربیک اسید اکسید شده با کم کردن آسکوربیک اسید احیا از میزان کل آسکوربیک اسید دست آمد (Dutilleul et al., 2003).

از محلول واکنش شامل محلول رویی، NADPH 3/0 میلی­مولار، 5،5- دی­تیوبیس(2-نیتروبنزوئیک اسید) 6 میلی­مولار و آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز برای اندازه­گیری گلوتاتیون کل استفاده شد. گلوتاتیون اکسید شده نیز بعد از انکوبه کردن محلول واکنش حاوی محلول رویی، تری­اتانول آمین 50 درصد و 2-وینیل پیریدین در دمای 25 درجه سانتیگراد به مدت 20 دقیقه، با قرائت میزان جذب در 412 نانومتر محاسبه شد. با کم کردن گلوتاتیون اکسید شده از گلوتاتیون کل، محتوای گلوتاتیون احیا شده مطابق روش Gill و همکاران (2015) بدست آمد.

آنالیز داده­ها: تجزیه واریانس داده­ها با استفاده از نرم­افزار SAS و مقایسه میانگین توسط آزمون حداقل تفاوت معنی­دار (LSD) در سطح پنج درصد انجام شد (Ghorbani et al., 2011). رسم نمودارها با Excel صورت گرفت.

نتایج

رشد و رنگیزه­های فتوسنتزی: نتایج آنالیز واریانس نشان داد که اثر تیمار سرب بر ارتفاع و وزن خشک کل در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 1). نتایج مقایسه میانگین نشان داد کاربرد تیمارهای 150 و 300 میکرومولار سرب باعث کاهش معنی­دار ارتفاع گیاه به ترتیب به میزان 3/17 و 2/34 درصد و وزن خشک کل به میزان 7/10 و 2/25 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد (جدول 1).

نتایج آنالیز واریانس بیان کردند که تیمار سرب تاثیر معنی­داری بر محتوای کلروفیل a، b، کاروتنوئیدها و فلورسانس کلروفیل در سطح یک درصد داشت (جدول 1). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که کاربرد غلظت­های مختلف سرب باعث کاهش معنی­دار محتوای کلروفیل a نسبت به گیاهان شاهد شد و بیشترین کاهش تحت غلظت 300 میکرومولار سرب مشاهده شد (جدول 1). تیمار 150 میکرومولار سرب تاثیر معنی­داری بر محتوای کلروفیل b نداشت با اینحال، تیمار 300 میکرومولار سرب باعث کاهش محتوای کلروفیل b به میزان 8/50 درصد نسبت به گیاه شاهد شد (جدول 1). نتایج همچنین نشان دادند که کاربرد 150 و 300 میکرومولار سرب باعث کاهش محتوای کاروتنوئیدها به ترتیب به میزان 18 و 3/39 درصد و فلورسانس کلروفیل به میزان 5/12 و 36 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد (جدول 1).

 

 

آنالیز واریانس

df

ارتفاع

وزن خشک کل

کلروفیل a

کلروفیل b

کاروتنوئیدها

فلورسانس کلروفیل

تیمار

2

**179

**9/0

**1/1

**7/0

**09/0

**04/0

خطا

6

4/1

012/0

013/0

01/0

0002/0

0002/0

ضریب تغییرات (%)

2/3

1/3

3/6

7

6/6

3/2

مقایسه میانگین

تیمارها

ارتفاع (سانتیمتر)

وزن خشک کل (گرم بر بوته)

کلروفیل a (میلی­گرم بر گرم وزن تر)

کلروفیل b (میلی­گرم بر گرم وزن تر)

کاروتنوئیدها (میلی­گرم بر گرم وزن تر)

فلورسانس کلروفیل

شاهد (بدون سرب)

a03/1 ± 18/45

a14/0 ± 29/4

a12/0 ± 44/2

a11/0 ± 83/1

a017/0 ± 272/0

a013/0 ± 656/0

سرب 150 میکرومولار

b58/1 ± 37/37

b08/0 ± 83/3

b14/0 ± 74/1

a10/0 ± 63/1

b011/0 ± 223/0

b014/0 ± 574/0

سرب 300 میکرومولار

c76/0 ± 71/29

c11/0 ± 21/3

c09/0 ± 25/1

b10/0 ± 92/0

c016/0 ± 165/0

c010/0 ± 420/0

جدول 1. تجزیه واریانس و مقایسه میانگین صفات مورفولوژی و رنگیزه­های فتوسنتزی گیاه برنج تحت تنش سرب (0، 150 و 300 میکرومولار)

- ** معنی­داری در سطح یک درصد.

- مقادیر با حروف کوچک یکسان در هر ستون، فاقد اختلاف معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد براساس آزمون LSD هستند.

تجمع سرب در ریشه، اندام هوایی و کل گیاه: تجریه واریانس نشان داد که تیمار سرب تاثیر معنی­داری در سطح یک درصد بر غلظت سرب در ریشه، اندام هوایی و کل گیاه داشت (جدول 2). مقایسه میانگین نشان داد که کاربرد غلظت­های مختلف سرب باعث افزایش تجمع سرب در ریشه و اندام شد که بیشترین میزان تجمع در ریشه و اندام هوایی به ترتیب به میزان 81/2 و 46/2 میکرومول بر گرم وزن خشک تحت غلظت بالای سرب (300 میکرومولار) ثبت شد (جدول 2). افزایش غلظت سرب باعث افزایش تجمع سرب در کل گیاه شد بطوریکه بیشترین میزان تجمع در گیاهان تیمار شده با 300 میکرومولار سرب مشاهده شد (جدول 2).

جدول 2. تجزیه واریانس و مقایسه میانگین غلظت سرب در گیاه برنج تحت تنش سرب (0، 150 و 300 میکرومولار)

آنالیز واریانس
	df	سرب ریشه	سرب اندام هوایی	سرب کل گیاه
تیمار	2	**1/6	**6/4	**21
خطا	6	015/0	02/0	02/0
ضریب تغییرات (%)		1/8	9/8	1/5
مقایسه میانگین
تیمارها		سرب ریشه (میکرومول بر گرم وزن خشک)	سرب اندام هوایی (میکرومول بر گرم وزن خشک)	سرب کل گیاه (میکرومول بر گرم وزن خشک)
شاهد (بدون سرب)		--	--	--
سرب 150 میکرومولار		b12/0 ± 76/1	b13/0 ± 44/1	b25/0 ± 20/3
سرب 300 میکرومولار		a18/0 ± 81/2	a16/0 ± 46/2	a05/0 ± 27/5

- ** معنی­داری در سطح یک درصد.

- مقادیر با حروف کوچک یکسان در هر ستون، فاقد اختلاف معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد براساس آزمون LSD هستند.

فیتوکلاتین­ها و پرولین: مطابق نتایج آنالیز واریانس، تیمار سرب تاثیر معنی­داری بر محتویات فیتوکلاتین­های ریشه و برگ و همچنین محتوای پرولین برگ در سطح یک درصد داشت (جدول 3). نتایج نشان دادند که افزایش غلظت سرب باعث افزایش تجمع فیتوکلاتین­ها در ریشه و برگ گیاه برنج شد که بیشترین تجمع فیتوکلاتین­ها تحت غلظت 300 میکرومولار سرب به ترتیب به میزان 2/55 و 8/134 درصد افزایش نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد (جدول 3). افزایش 4 و 7/5 برابری در محتوای پرولین برگ در گیاهان تیمار شده با 150 و 300 میکرومولار سرب نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد (جدول 3).

آنالیز واریانس
	df	فیتوکلاتین ریشه	فیتوکلاتین برگ	پرولین	مالون دی آلدئید	پراکسید هیدروژن	متیل گلی اکسال
تیمار	2	**04/0	**05/0	**73	**38	**2308	**131
خطا	6	0007/0	0008/0	2/0	06/0	2/3	3/0
ضریب تغییرات (%)		1/5	6/8	8/5	8/3	2/2	5/3
مقایسه میانگین
تیمارها		فیتوکلاتین ریشه (میکرومول بر گرم وزن تر)	فیتوکلاتین برگ (میکرومول بر گرم وزن تر)	پرولین (میلی­مول بر گرم وزن تر)	مالون دی آلدئید (نانومول بر گرم وزن تر)	پراکسید هیدروژن (میکرومول بر گرم وزن تر)	متیل گلی اکسال (میکرومول بر گرم وزن تر)
شاهد (بدون سرب)		b021/0 ± 379/0	c018/0 ± 181/0	c15/0 ± 09/2	c17/0 ± 08/3	c68/1 ± 96/53	c42/0 ± 26/10
سرب 150 میکرومولار		a028/0 ± 573/0	b028/0 ± 355/0	b40/0 ± 28/8	b18/0 ± 68/6	b77/1 ± 57/83	b48/0 ± 57/16
سرب 300 میکرومولار		a028/0 ± 588/0	a034/0 ± 425/0	a62/0 ± 85/11	a36/0 ± 23/10	a93/1 ± 40/109	a77/0 ± 48/23

جدول 3. تجزیه واریانس و مقایسه میانگین محتوای فیتوکلاتین­ها، پرولین، مالون دی آلدئید، پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال در گیاه برنج تحت تنش سرب (0، 150 و 300 میکرومولار)

- ** معنی­داری در سطح یک درصد.

- مقادیر با حروف کوچک یکسان در هر ستون، فاقد اختلاف معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد براساس آزمون LSD هستند.

مالون دی آلدئید، پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال: نتایج مقایسه میانگین نشان دادند که تیمار سرب تاثیر معنی­داری بر محتویات مالون دی آلدئید، پراکسید هیدروژن و متیل گلی­اکسال در سطح یک درصد داشته است (جدول 3). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که یک روند افزایشی در سطح مالون دی آلدئید برگ گیاه برنج با افزایش غلظت سرب مشاهده شد که بیشترین میزان مالون دی آلدئید تحت غلظت 300 میکرومولار سرب با 3/3 برابر افزایش نسبت به گیاه شاهد ثبت شد (جدول 3). تیمارهای 150 و 300 میکرومولار سرب باعث افزایش معنی­دار پراکسیدهیدروژن به ترتیب به میزان 9/54 و 7/102 درصد و متیل گلی­اکسال به میزان 5/61 و 9/128 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد (جدول 3).

فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و سیستم گلی اکسالاز: نتایج آنالیز واریانس نشان داد که اثر تیمار سرب بر فعالیت آنزیم­های کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، گلوتاتیون ردوکتاز و آسکوربات پراکسیداز در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 4). روند افزایشی در فعالیت آنزیم­های کاتالاز و سوپراکسید دیسموتاز با افزایش غلظت سرب مشاهده شد که به بیشترین میزان تحت غلظت بالای سرب (300 میکرومولار) رسید (شکل 1A). تیمارهای 150 و 300 میکرومولار سرب باعث افزایش فعالیت گلوتاتیون ردوکتاز به ترتیب به میزان 9/37 و 7/47 درصد و فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز به میزان 38 و 7/14 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد (شکل 1B).

 

جدول 4. تجزیه واریانس فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و چرخه گلی اکسالاز و آنزیم­های درگیر در متابولیسم پرولین و کلروفیل در گیاه برنج تحت تنش سرب (0، 150 و 300 میکرومولار)

	df	کاتالاز	سوپراکسید دیسموتاز	گلوتاتیون ردوکتاز	آسکوربات پراکسیداز	گلی اکسالاز I	گلی اکسالاز II	کلروفیلاز	آمینولوولینیک اسید دهیدروژناز	پرولین دهیدروژناز	دلتا-1-پرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز 1
تیمار	2	**1934	**396	**7/5	**8	**01/0	*006/0	**147	**1716	**2/2	**5/2
خطا	6	9/3	6/5	2/0	18/0	0006/0	0007/0	3/0	6/4	04/0	003/0
ضریب تغییرات (%)		2/2	6/2	7/5	2/4	5/6	4/9	6/3	8/2	1/4	2/3

- * و ** به ترتیب معنی­داری در سطح پنج و یک درصد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 1. تاثیر غلظت­های مختلف سرب (0، 150 و 300 میکرومولار) بر فعالیت آنزیم­های کاتالاز (CAT) و سوپراکسید دیسموتاز (SOD) (A)، گلوتاتیون ردوکتاز (GR) و آسکوربات پراکسیداز (APX) (B)، گلی اکسالاز 1 (C) و گلی اکسالاز 2 (D) برگ گیاه برنج. میانگین­های دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند.

تجزیه واریانس نشان داد که تیمار سرب بر فعالیت آنزیم گلی اکسالاز I در سطح یک درصد و آنزیم گلی اکسالاز II در سطح پنج درصد تاثیر معنی­دار داشته است (جدول 4). نتایج همچنین نشان دادند که تیمار 150 میکرومولار سرب باعث کاهش فعالیت آنزیم گلی اکسالاز I به میزان 18 درصد شد با اینحال، تیمار 300 میکرومولار سرب باعث افزایش فعالیت آنزیم گلی اکسالاز I به میزان 8/11 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد (شکل 1C). تیمارهای 150 و 300 میکرومولار باعث افزایش در فعالیت آنزیم گلی اکسالاز II به ترتیب به میزان 8/35 و 3/29 درصد نسبت به گیاهان شاهد شدند (شکل 1D).

آنزیم­های درگیر در متابولیسم پرولین و کلروفیل: نتایج آنالیز واریانس نشان دادند که اثر تیمار سرب بر فعالیت آنزیم­های کلروفیلاز، آمینولوولینیک اسید دهیدروژناز، پرولین دهیدروژناز و پیرولین 5-کربوکسیلاز سنتتاز در سطح یک درصد معنی­دار می­باشد (جدول 4). مقایسه میانگین نشان داد که تیمار 150 و 300 میکرومولار سرب باعث افزایش فعالیت آنزیم کلروفیلاز به ترتیب به میزان 1/2 و 6/2 برابر شد، درحالیکه فعالیت آنزیم آمینولوولینیک اسید دهیدروژناز به ترتیب به میزان 1/18 و 8/46 درصد نسبت به گیاهان شاهد کاهش یافت (شکل 2A و 2B). افزایش غلظت سرب باعث روند کاهشی در فعالیت آنزیم پرولین دهیدروژناز در برگ گیاه برنج شد که به کمترین میزان فعالیت تحت غلظت 300 میکرومولار سرب رسید (شکل 2C). تیمارهای 150 و 300 میکرومولار سرب همچنین باعث افزایش فعالیت آنزیم دلتا-1-پرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز 1 به ترتیب به میزان 7/3 و 3/4 برابر نسبت به گیاهان شاهد شد (شکل 2D).

 

شکل 2. تاثیر غلظت­های مختلف سرب (0، 150 و 300 میکرومولار) بر فعالیت آنزیم­های کلروفیلاز (A)، دلتا-آمینولوولینیک اسید دهیدراتاز (B)، پرولین دهیدروژناز (C) و دلتا-1-پرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز 1 (D) برگ گیاه برنج. میانگین­های دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند.

چرخه آسکوربیک اسید-گلوتاتیون: نتایج آنالیز واریانس نشان دادند که تیمار سرب تاثیر معنی­داری بر محتویات آسکوربیک اسید احیا شده و اکسید شده، گلوتاتیون احیا شده و اکسید شده و نسبت­های آسکوربیک اسید احیا شده به اکسید شده و گلوتاتیون احیا شده به اکسید شده در سطح یک درصد داشت (جدول 5). نتایج مقایسه میانگین نشان دادند که تیمارهای 150 و 300 مکرومولار سرب باعث کاهش آسکوربیک اسید احیا شده به ترتیب به میزان 8/48 و 5/54 درصد و افزایش محتوای آسکوربیک اسید اکسید شده به ترتیب به میزان 1/2 و 4/2 درصد نسبت به گیاهان شاهد شدند (شکل 3A). افزایش غلظت سرب باعث افزایش معنی­دار محتوای گلوتاتیون احیا شده و اکسید شده در برگ گیاه برنج نسبت به گیاهان شاهد شد که بالاترین سطح هر دو ترکیب تحت تیمار 300 میکرومولار سرب مشاهده شد (شکل 3B). افزایش غلظت سرب باعث روند کاهشی در نسبت­های آسکوربیک اسید احیا شده به اکسید شده و گلوتاتیون احیا شده به اکسید شده نسبت به گیاهان شاهد شد که به کمترین میزان خود تحت غلظت­های بالای سرب (300 میکرومولار) رسیدند (شکل 3C و D).

 

 

شکل 3. تاثیر غلظت­های مختلف سرب (0، 150 و 300 میکرومولار) بر فعالیت محتوای آسکوربیک اسید احیاشده (ASA) و اکسیدشده (DHA) (A)، محتوای گلوتاتیون احیاشده (GSH) و اکسیدشده (GSSG) (B) و نسبت­های آسکوربیک اسید احیاشده به اکسیدشده (C) و گلوتاتیون احیاشده به اکسیدشده (D) برگ گیاه برنج. میانگین­های دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند.     

 

بحث

وجود فلزات سنگین در محیط زیست گیاهان نوعی عامل تنش­زا می­باشد که باعث ایجاد تغییرات فیزیولوژیک شده و می­تواند موجب کاهش توان رشد گیاه و در حالت شدیدتر باعث از بین رفتن گیاه شود. نتایج نشان داد که سرب در غلظت­های 150 و 300 میلی لیتر باعث کاهش ارتفاع و وزن خشک کل برنج شد و بیشترین کاهش تحت غلظت 300 میلی مولار سرب گزارش شد که نشان دهنده سمیت سرب بر رشد گیاه برنج می­باشد. نتایج مشابهی از سمیت سرب بر رشد دیگر گیاهان مانند گوجه فرنگی (Bali et al., 2018) و کلزا (Shakoor et al., 2014) نیز قبلا گزارش شده است. Ali و همکاران (2014) نشان دادند که تنش سرب با تاثیر منفی بر رشد ریشه، کاهش جذب عناصر غذایی و اختلال در فرآیندهای متابولیکی، باعث کاهش رشد و بیومس گیاه شد. در گزارش دیگری، Bali و همکاران (2018) بیان داشتند که سمیت سرب با القای تنش اکسیداتیو و کاهش هدایت روزنه­ای و محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی، تاثیر منفی بر رشد گیاه گوجه فرنگی داشت.

نتایج تحقیق حاضر نشان داد که کاربرد سرب باعث کاهش آنزیم درگیر در سنتز کلروفیل (آمینولوولینیک اسید دهیدروژناز) و افزایش آنزیم تجزیه کننده کلروفیل (کلروفیلاز) شد که باعث رنگیزه­های فتوسنتزی و فلورسانس  کلروفیل مطابقت دارد. این نتایج نشان دهنده اثرات سمی سرب بر دستگاه فتوستزی می­باشد که مطابق نتایج گزارش شده توسط Ashraf و همکاران (2017) و Piotrowska و همکاران (2009) می­باشد. Hegedus و همکاران (2001) بیان داشتند که کاهش در رنگیزه­های فتوسنتزی در گیاهان تحت استرس فلزات سنگین می­تواند ناشی از القای فعالیت آنزیم کلروفیلاز باشد که با نتایج این تحقیق مطابقت دارد. تحت تنش سرب، یون سرب جایگزین منیزیم مرکزی در کلروفیل می­شود­، بنابراین مولکول­های کلروفیل دچار اختلال می­شوند و باعث ایجاد تغییرات زیرساختی کلروفیل شده و بیوسنتز کلروفیل را مهار می­کنند (Kupper et al., 1996). مطالعات قبلی همچنین نشان دادند که تخریب کلروفیل یکی از پیامدهای سمیت سرب می­باشد که باعث کلروز یا تغییر رنگ در برگ­ها می­شود (Srivastava et al., 2014). بنابراین، نتایج نشان داد که تنش سرب با تغییر متابولیسم کلروفیل و کاهش رنگیزه­های فتوسنتزی، باعث تأثیر منفی بر دستگاه فتوسنتز و در نتیجه، کاهش رشد گیاه شد.

پرولین در شرایط تنش­زا نقش مهمی در مهار رادیکال­های سمی، حفظ پتانسیل اسمزی سلولی، بهبود همئوستازی ردوکس و عملکرد پروتئین ایفا می­کند (Ghorbani et al., 2019a). نتایج نشان دادند که تیمار سرب با تعدیل فعالیت آنزیم­های درگیر در متابولیسم پرولین (پرولین دهیدروژناز و دلتا-1-پرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز 1)، باعث افزایش تجمع پرولین در برگ گیاه برنج شد که می­تواند ناشی تنش آبی القا شده توسط سمیت فلزات سنگین باشد (Ahmad et al., 2020). افزایش تجمع پرولین در گیاهان گندم (Bali et al., 2018) و گوجه فرنگی (Lamhamdi et al., 2011) تحت تنش سرب نیز قبلا گزارش شده است. Sharma و Dubey (2005) نشان دادند که پرولین به عنوان تثبیت کننده پروتئین و کلاتور فلز، باعث بهبود تحمل گیاه تحت سمیت فلزات سنگین می­شود. بنابراین، افزایش تجمع پرولین در گیاه برنج تحت تنش سرب نشان دهنده القای مکانیسم دفاعی گیاه برای سازگاری با شرایط تنش­زا می­باشد.

فیتوکلاتین­ها نقش مهمی در سمیت­زدایی فلزات سنگین با کلات کردن فلزات سمی در گیاهان ایفا می­کنند (Hall 2002). نتایج نشان دادند که کاربرد تیمارهای سرب باعث افزایش تجمع سرب در ریشه و برگ گیاه برنج شد که با افزایش تجمع فیتوکلاتین­ها در ریشه و برگ­ها مطابقت دارد. در واقع، افزایش تجمع فیتوکلاتین­ها در جهت مقابله با سمیت سرب و افزایش تحمل گیاه تحت تنش سرب می­باشد. Bali و همکاران (2018) گزارش کردند که افزایش تجمع فیتوکلاتین­ها در گیاه گوجه فرنگی باعث افزایش تحمل گیاه تحت سمیت سرب می­شود. گیاهان با تشکیل کمپلکس فیتوکلاتین­ها-فلزات سمی و انتقال آنها به واکوئل­ها، باعث کاهش سمیت فلزات سنیگن و بهبود تحمل گیاه می­شوند. در گزارشی، Hasan و همکاران (2015) نشان دادند که افزایش بیان ژن­های سنتزکننده فیتوکلاتین­ها و افزایش تجمع این ترکیب­ها باعث افزایش سریع تحمل گیاه تحت سمیت فلزات سنگین می­شود. بنابراین، افزایش تجمع سرب در ریشه و برگ گیاه برنج باعث افزایش سطح فیتوکلاتین­ها در ریشه و برگ گیاه شد که می­تواند باعث بهبود تحمل گیاه تحت سمیت سرب شود.

افزایش سطح پراکسید هیدروژن، متیل گلی اکسال و مالون دی آلدئید نشان دهنده القای تنش اکسیداتیو و آسیب به غشاهای زیستی می­باشد (Ghorbani et al., 2019b). نتایج نشان دادند که تیمارهای سرب باعث افزایش سطح پراکسیدهیدروژن، متیل گلی اکسال و مالون دی آلدئید در برگ گیاه برنج شد که نشان دهنده القا تنش اکسیداتیو می­باشد که می تواند نقش مهمی در کاهش رشد و زیست­توده گیاه برنج تحت تنش سرب داشته باشد. نتایج مشابهی از افزایش سطح پراکسید هیدروژن، متیل گلی اکسال و مالون دی آلدئید در گیاهان گلرنگ (Namdjoyan et al., 2020) و کلزا (Shakoor et al., 2014) تحت تنش سرب قبلا گزارش شده است. تجمع انواع اکسیژن­های فعال تحت شرایط تنش­زا باعث آسیب به فرآیندهای فیزیولوژیکی سلول­های گیاهی می­شود که با تحریک چرخه هابر-ویس، باعث تولید رادیکال­های هیدروکسیل و القای پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی و در نتیجه، آسیب به عملکرد و نفوذپذیری غشاها می­شود (Mittler et al., 2012). گیاهان دارای سیستم دفاعی کارآمدی برای مقابله با تنش اکسیداتیو القا شده توسط تنش فلزات سنگین می­باشند که شامل آنتی اکسیدان­های آنزیمی و غیرآنزیمی و سیستم گلی اکسالاز می­باشد. نتایج نشان دادند که کاربرد سرب باعث افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و گلی اکسالاز شد که نشان دهنده فعال شدن مکانیسم دفاعی گیاه برای مقابله با تنش اکسیداتیو القا شده توسط سمیت سرب می­باشد. نتایج مشابهی از القای سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی و آنزیم­های گلی اکسالاز تحت سمیت سرب توسط Piotrowska و همکاران (2009) و Bali و همکاران (2018) گزارش شده است. آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در سمیت­زدایی سوپراکسید آنیون به پراکسید هیدروژن و در نتیجه، پاک­سازی انواع اکسیژن فعال نقش مهمی دارد، درحالیکه آنزیم­های آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز آنزیم­های کلیدی در کاتابولیسم پراکسید هیدروژن به آب هستند (Garg and Manchanda, 2009). بنابراین، افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و گلی اکسالاز می­تواند نقش مهمی در کاهش سطح پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال و در نتیجه، بهبود تحمل گیاه تحت سمیت سرب داشته باشد. گلوتاتیون و آسکوربیک اسید دو تا از فراوانترین ترکیبات آنتی اکسیدان غیرآنزیمی در گیاهان می­باشند که از سلول­های گیاهی در مقابل رادیکال­های آزاد ایجاد شده توسط انواع اکسیژن فعال محافظت می­کنند. نتایج نشان دادند که تیمارهای سرب باعث کاهش آسکوربیک اسید احیا شده و افزایش آسکوربیک اسید اکسیدشده، گلوتاتیون احیاشده و اکسید شده در برگ گیاهان برنج شد که با کاهش نسبت­های آسکوربیک اسید احیا شده به اکسید شده و گلوتاتیون احیاشده به اکسید شده همراه بود که مطابق نتایج Ashraf و همکاران (2017) می­باشد. گلوتاتیون و آسکوربیک اسید نقش مستقیم خنثی­سازی سرب دارند و ترکیبات مهم در مسیر هالی­ول-آسادا محسوب می­شوند که توسط آنزیم­های گلوتاتیون ردوکتاز و دهیدروآسکوربات ردوکتاز به فرم­های احیاشده و اکسیدشده تبدیل می­شوند. کاهش نسبت­های آسکوربیک اسید احیا شده به اکسید شده و گلوتاتیون احیاشده به اکسید شده نشان دهنده مصرف فرم­های احیا شده ترکیبات آنتی اکسیدان غیرآنزیمی گلوتاتیون و آسکوربیک اسید در سمیت­زدایی سرب بوسیله مکانیسم خنثی­سازی پراکسیدهیدروژن می­باشد (Piechalak et al., 2002). در گزارش دیگری، Mostofa و همکاران (2015) نشان دادند که نسبت­های آسکوربیک اسید احیا شده به اکسید شده و گلوتاتیون احیاشده به اکسید شده در گیاه برنج تحت سمیت مس کاهش یافتند که نشان دهنده نقش این ترکیبات آنتی اکسیدان غیرآنزیمی در سمیت­زدایی فلزات سنگین می­باشد.

نتیجه­گیری

نتایج تحقیقات حاضر نشان دادند که تیمار سرب به خصوص در غلظت 300 میکرومولار با تاثیر منفی بر مکانیسم­های فیزیولوژیکی و سنتز کلروفیل، باعث کاهش رشد و بیومس گیاه برنج شد. تنش سرب همچنین با افزایش ترکیبات سمی پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال، باعث القای تنش اکسیداتیو و آسیب به غشاهای زیستی شد. با اینحال، گیاه برنج برای مقابله با سمیت سرب با تعدیل آنزیم­های درگیر در متابولیسم پرولین و بهبود فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان و چرخه گلی اکسالاز، باعث افزایش تجمع پرولین و تقویت سیستم دفاعی آنتی اکسیدان گیاه شد. بنابراین، غلظت بیش از 150 میکرومولار سرب در خاک می­تواند تاثیرات منفی بر فرآیندهای فیزیولوژیکی و متابولیک­های مهم گیاه برنج القا کند که باعث کاهش رشد و بیومس گیاه شود.

منابع 

Ahmad, P., Alam, P., Balawi, T.H., Altalayan, F.H., Ahanger, M.A. and Ashraf, M. (2020). Sodium nitroprusside (SNP) improves tolerance to arsenic (As) toxicity in Vicia faba through the modifications of biochemical attributes, antioxidants, ascorbate-glutathione cycle and glyoxalase cycle. Chemosphere. 244: 125480

Alexieva, V., Sergiev, I., Mapelli, S. and Karanov, E. (2001). The effect of drought and ultraviolet radiation on growth and stress markers in pea and wheat. Plant, Cell & Environment. 24: 1337-44.

Ali, B., Xu, X., Gill, R.A., Yang, S., Ali, S., Tahir, M. and Zhou, W. (2014). Promotive role of 5-aminolevulinic acid on mineral nutrients and antioxidative defense system under lead toxicity in Brassica napus. Industrial Crops and Products. 52: 617–626.

Anjum, S.A., Ashraf, U., Khan, I., Tanveer, M., Ali, M., Hussain, I. and Wang L.C. (2016). Chromium and aluminum phytotoxicity in maize: morphophysiological responses and metal uptake. Clean Soil Air Water. 44: 1–10.

Ashraf, U., Kanu, A.S., Deng, Q., Mo, Z., Pan, S., Tian, H. and Tang, X. (2017). Lead (Pb) toxicity; physio-biochemical mechanisms, grain yield, quality, and pb distribution proportions in scented rice. Frontiers in Plant Science. 8: 259.

Ashraf, U., Kanu, A.S., Mo, Z.W., Hussain, S., Anjum, S.A., Khan, I., Abbas, R.N. and Tang, X. (2015). Lead toxicity in rice; effects, mechanisms and mitigation strategies-a mini review. Environmental Science and Pollution Research. 22: 18318–18332.

Bali, S., Kaur, P., Kohli, S.K., Ohri, P., Thukral, A.K., Bhardwaj, R., Wijaya, L., Alyemeni, M.N. and Ahmad, P. (2018). Jasmonic acid induced changes in physio-biochemical attributes and ascorbate-glutathione pathway in Lycopersicon esculentum under lead stress at different growth stages. Science of the Total Environment. 645: 1344–1360

Bates, L.S., Waldern, R.P. and Tear, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil. 39: 205-207.

Beauchamp, C. and Fridovich, I. (1971). Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry. 44: 276-287.

Charest, C. and Phan, C.T. (1990). Cold-acclimation of wheat (Triticum Aestivum) - properties of enzymes involved in proline metabolism. Physiologia Plantarum. 80: 159–168.

Clemens, S. (2006). Toxic metal accumulation, response to exposure and mechanism of tolerance in plants. Biochimie. 88: 1707–1719.

Costa, M.L., Civello, P.M., Chaves, A.R. and Martínez, G.A. (2005). Effect of ethephon and 6–benzylaminopurine on chlorophyll degrading enzymes and a peroxidase–linked chlorophyll bleaching during post–harvest senescence of broccoli (Brassica oleracea L.) at 20 C. Postharvest Biology and Technology. 35(2): 191–9.

Dutilleul, C., Driscoll, S., Cornic, G., De Paepe, R., Foyer, C.H. and Noctor, G. (2003). Functional mitochondrial complex I is required by tobacco leaves for optimal photosynthetic performance in photorespiratory conditions and during transients. Plant Physiology. 131: 264–275.

Garg, N. and Manchanda, G. (2009). ROS generation in plants: boon or bane? Plant Biosystems. 143: 8–96.

Gerami, M., Ghorbani, A. and Karimi, S. (2018). Role of salicylic acid pretreatment in alleviating cadmium-induced toxicity in Salvia officinalis L. Iranian Journal of Plant Biology. 10(1): 81–95.

Ghasemi-Omran, V.O., Ghorbani, A. and Sajjadi-Otaghsara, S.A. (2021). Melatonin alleviates NaCl-induced damage by regulating ionic homeostasis, antioxidant system, redox homeostasis, and expression of steviol glycosides-related biosynthetic genes in in vitro cultured Stevia rebaudiana Bertoni. In Vitro Cellular and Developmental Biology. 57: 319–331.

Ghorbani, A., Ghasemi Omran, V.O., Razavi, S.M., Pirdashti, H. and Ranjbar, M. (2019a). Piriformospora indica confers salinity tolerance on tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) through amelioration of nutrient accumulation, K+/Na+ homeostasis and water status. Plant Cell Reports. 38: 1151–1163.

Ghorbani, A., Pishkar, L., Roodbari, N., Pehlivan, N. and Wu, C. (2021). Nitric oxide could allay arsenic phytotoxicity in tomato (Solanum lycopersicum L.) by modulating photosynthetic pigments, phytochelatin metabolism, molecular redox status and arsenic sequestration. Plant Physiology and Biochemistry. 167: 337–348.

Ghorbani, A., Razavi, S.M., Ghasemi Omran, V. and Pirdeshti, H. (2019b). Effects of endophyte fungi symbiosis on some physiological parameters of tomato plants under 10 day long salinity stress. Journal of Plant Process and Function. 7(27): 193–208.

Ghorbani, A., Razavi, S.M., Ghasemi Omran, V.O. and Pirdashti, H. (2018a). Piriformospora indica alleviates salinity by boosting redox poise and antioxidative potential of tomato. Russian Journal of Plant Physiology. 65: 898–907.

Ghorbani, A., Razavi, S.M., Ghasemi Omran, V.O. and Pirdashti, H. (2018b). Piriformospora indica inoculation alleviates the adverse effect of NaCl stress on growth, gas exchange and chlorophyll fluorescence in tomato (Solanum lycopersicum L.). Plant Biology 20: 729–736.

Ghorbani, A., Tafteh, M., Roudbari, N., Pishkar, L., Zhang, W. and Wu, C. (2020). Piriformospora indica augments arsenic tolerance in rice (Oryza sativa) by immobilizing arsenic in roots and improving iron translocation to shoots. Ecotoxicology and Environmental Safety. 209: 111793.

Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2009). The effect of cold stress on the morphologic and physiologic characters of tow rice varieties in seedling stage. Journal of Crop Breeding. 1: 50–66.

Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2011). Effect of cold stress on the anatomy and morphology of the tolerant and sensitive cultivars of rice during germination. Journal of Cell & Tissue. 2(3): 235–244.

Gill, M. (2014). Heavy metal stress in plants: a review. International Journal of Advanced Research. 2(6): 1043-1055.

Hall, J.L. (2002) Cellular mechanisms for heavy metal detoxification and tolerance. Journal of Experimental Botany. 53: 1–11

Hasan, M.K., Ahammed, G.J., Yin, L., Shi, K., Xia, X., Zhou, Y., Yu, J. and Zhou, J. (2015). Melatonin mitigates cadmium phytotoxicity through modulation of phytochelatins biosynthesis, vacuolar sequestration, and antioxidant potential in Solanum lycopersicum L. Frontiers in Plant Science. 6: 601

Hasanuzzaman, M., Hossain, M.A. and Fujita, M. (2011). Nitric oxide modulates antioxidant defense and methylglyoxal detoxification system and reduces salinity induced damage in wheat seedling. Plant Biotechnology Reports. 5: 353–365.

Heath, R.L. and Packer, L. (1968). Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Archives of Biochemistry and Biophysics. 125: 189–198.

Hegedus, A., Erdel, S. and Horvath, G. (2001). Comparative studies of H2O2 detoxifying enzymes in green and greening barley seedlings under Cd stress. Plant Science. 160: 1085–1093.

Jain, M. and Gadre, R. (2004). Inhibition of chlorophyll biosynthesis by mercury in excised etiolated maize leaf segments during greening: effect of 2-oxoglutarate. Indian Journal of Experimental Biology. 42: 419–423.

Kumar, A., Prasad, M.N.V. and Sytar, O. (2012). Lead toxicity, defense strategies and associated indicative biomarkers in Talinum triangulare grown hydroponically. Chemosphere. 89: 1056–1065.

Kupper, H., Kupper, F. and Spiller, M. (1996). Environmental relevance of heavy metal substituted chlorophylls using the example of water plants. Journal of Experimental Botany. 47: 259–266.

Lamhamdi, M., Bakrim, A., Aarab, A., Lafont, R. and Sayah, F. (2011). Effects of lead phytotoxicity on wheat (Triticum aestivum L.) seed germination and seedling growth. Comptes Rendus Biologies. 334: 118–126.

Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophyll and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembrane. Methods in Enzymology. 148: 350-381.

Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidant and stress tolerance. Trends in Plant Science. 7: 841–851.

Mittler, R., Finka, A. and Goloubinoff, P. (2012). How do plants feel the heat? Trends in Biochemical Sciences. 37: 118–125.

Mostofa, M.G., Hossain, M.A., Fujita, M. and Tran, L.S. (2015). Physiological and biochemical mechanisms associated with trehalose-induced copper-stress tolerance in rice. Scientific Reports. 5: 11433.

Namdjoyan, S., Soorki, A.A., Elyasi, N., Kazemi, N. and Simaei, M. (2020). Melatonin alleviates lead-induced oxidative damage in safflower (Carthamus tinctorius L.) seedlings. Ecotoxicology. 29(1): 108–118.

Piechalak, A., Tomaszewska, B., Baralkiewicz, D. and Malecka, A. (2002). Accumulation and detoxification of lead ions in legumes. Phytochemistry. 60: 153–162.

Piotrowska, A., Bajguz, A., Godlewska-Zyłkiewicz, B., Czerpak, R. and Kamińska, M. (2009). Jasmonic acid as modulator of lead toxicity in aquatic plant Wolffia arrhiza (Lemnaceae). Environmental and Experimental Botany. 66: 507–513.

Pourrut, B., Shahid, M., Dumat, C., Winterton, P. and Pinelli, E. (2011). Lead uptake, toxicity, and detoxification in plants. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 213: 113–136.

Principato, G.B., Rosi, G., Talesa, V., Govannini, E. and Uotila, L. (1987). Purification and characterization of two forms of glyoxalase II from rat liver and brain of Wistar rats. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Protein Structure and Molecular Enzymology. 911: 349–355.

Sairam, R.K., Rao, K.V. and Srivastava, G.C. (2002). Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science. 163: 1037-1046.

Shakoor, M.B., Ali, S., Hameed, A., Farid, M., Hussain, S., Yasmeen, T., Najeeb, U., Bharwana, S.A. and Abbasi, G.H. (2014). Citric acid improves lead (pb) phytoextraction in Brassica napus L. by mitigating pb-induced morphological and biochemical damages. Ecotoxicology and Environmental Safety. 109: 38–47.

Sharma, P. and Dubey, R.S. (2005). Lead toxicity in plants. Brazilian Journal of Plant Physiology. 17: 35–52.

Singh, R., Tripathi, R.D., Dwivedi, S., Kumar, A., Trivedi, P.K. and Chakrabarty D. (2010). Lead bioaccumulation potential of an aquatic macrophyte Najas indica are related to antioxidant system. Bioresource Technology. 101: 3025–3032.

Srivastava, R.K., Pandey, P., Rajpoot, R., Rani, A. and Dubey, R.S. (2014). Cadmium and lead interactive effects on oxidative stress and antioxidative responses in rice seedlings. Protoplasma. 251: 1047–1065.

Sumithra, K., Jutur, P.P., Carmel, B.D. and Reddy, A.R. (2006). Salinity-induced changes in two cultivars of Vigna radiata: responses of antioxidative and proline metabolism. Plant Growth Regulation. 50: 11–22.

Wild, R., Ooi, L., Srikanth, V. and Münch, G. (2012). A quick, convenient and economical method for the reliable determination of methylglyoxal in millimolar concentrations: the N-acetyl-L-cysteine assay. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 403: 2577–2581.

---