مطالعه اثر شوری آب آبیاری بر سیستم آنتی‏اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی ژنوتیپ‏های موتانت پنبه

محورهای موضوعی : فیزیولوژی گیاهی

مجید جعفرآقایی ¹

1 - استادیار، بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان اصفهان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، اصفهان، ایران

تاریخ دریافت : 1401/12/07 تاریخ پذیرش : 1402/08/06 تاریخ انتشار : 1402/10/01

کلید واژه: شوری, آنتی اکسیدانت, کاتالاز, کلرفیل, پرولین,

چکیده مقاله :

این مطالعه به منظور بررسی کارایی سیستمهای آنتی اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی ژنوتیپهای موتانت پنبه تحت شرایط شوری آب آبیاری در مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان اصفهان صورت گرفت. آزمایش به صورت کرت های خرد شده بر پایه ی طرح بلوک های کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایش شامل سه سطح آب آبیاری با شوری های 4 (شاهد)، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر به عنوان کرت های اصلی و دو سه ژنوتیپ شایان، موتانت ال-ام-1673 و ال ام-1303 به عنوان کرت های فرعی در نظر گرفته شدند. نتایج نشان داد اثر تیمار شوری آب آبیاری، بر صفات اندازه گیری شده از قبیل شاخص کلروفیل SPAD، پراکسید هیدروژن، مالون دی آلدئید، محتوای پرولین، اسید آسکوربیک، فنول، فلاونوئید، آنتوسیانین، پروتئین محلول و فعالیت آنزیم های کاتالاز، پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز معنی دار گردید و اثر ژنوتیپ و همچنین اثر متقابل شوری و ژنوتیپ بر صفات شاخص کلروفیل SPAD، مالون دی آلدئید، اسید آسکوربیک و فعالیت آنزیم کاتالاز معنی دار شد. نتایج نشان داد شوری میزان پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید را در ارقام پنبه افزایش داد و به دنبال آن میزان آنتی اکسیدانتهای آنزیمی و غیرآنزیمی نیز افزایش یافت. افزایش تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید در شوری 12 دسی زیمنس بر متر شاخص کلروفیل را به خصوص در ارقام حساس کاهش داد. همچنین نتایج نشان داد در شرایط آبیاری با آب شور با شوری 12 دسی زیمنس بر متر بیشترین میزان آنتی اکسیدانتهای غیر آنزیمی از قبیل پرولین (89 میلی گرم برگرم)، آسکوربیک اسید (58/9 میلی گرم بر گرم)، فنول (11/76 میلی گرم بر گرم)، فلاونوئید (57/3 میلی گرم بر گرم) و آنتوسیانین ( 396 میکرومول بر گرم). همچنین بالاترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز به مقدار 3719 نانومول بر گرم در دقیقه متعلق به رقم ال ام 1303 و در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر بود.

منابع و مأخذ:

1. سعیدزاده، ف.، تقی زاده، ر و. ا ف، قربان. 1396. بررسی اثر شوری بر صفات زراعی و بیوشیمیایی ارقام مختلف برنج تحت شرایط مزرعه. فصلنامه علمی پژوهشی فیزیولوژی گیاهان زراعی- دانشگاه آزاد اسلامی واحد اهواز، 9(36): 122-101.


2. دیانت مهارلویی، ز و. ک، پوستینی. 1397. بررسی تأثیر تنش شوری بر برخی ویژگیهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی یونجه. علوم گیاهان زراعی ایران، 49(1): 10-1.


3. رهنمون، ح.، قاسیم، ع.، نعمت، ف.، شکاری، ن و. ع، اصغرزاده. 1392. تاثیر تنش شوری روی برخی رفتارهای اکوفیزیولوژیکی نژادگان های گزینش شده بادامPrunus amygdalus B. علوم و فنون باغبانی، 10(2): 176-167.


4. نورمحمدی، ز.، اسماعیل‌پور، ب.، آذرمی، ر.، شیخ علی‌پور، م.، چمنی، ا و. ر، شهبازی یاجلو. 1400. بررسی اثر ملاتونین بر خصوصیات رشد، فیزیولوژی و بیوشیمیایی گیاه استویا تحت شرایط تنش شوری. دوفصلنامه علوم سبزیها، 5(9): 17-1.


5. Arnao, M. B. and J, Hernandez-Ruiz. 2014. Melatonin: plant growth regulator and/or biostimulator during stress? Trends in Plant Science, 19(12): 789-797.


6. Bailly, C. 2004. Active oxygen species and antioxidants in seed biology. Seed Science Research, 14:93-107.


7. Bates, L.S., Walden, R.P. and I.D, Teave. 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39:205-207.


8. Bradford, M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72: 248-252.


9. B. and A.C, Maehly. 1955. Assay of catalase and peroxidases. Methods Enzymology, 2: 764-775.


10. Chang, C., Yang, M. Wen, H. and J, Chern. 2002. Estimation of total flavonoid content in propolbytwocomplementarycolorimetermethods. Journal of Food Drug analysis, 10: 178-182.


11. Du, Z. and W.J, Bramlage. Modified thiobarbituric acid assay for measuring lipid oxidation in sugar-rich plant tissue extracts. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 40: 1566-1570.


12. Ghiazdowska, A., Krasuska, U. and R, Bogatek. 2010. Dormancy removal in apple embryos by nitric oxide or cyanide involves modifications in ethylene biosynthetic pathway. Plant, 232: 1397-1407.


13. Gill, S.S. and A, Tuteja. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry, 48: 909-930.


14. Hoekstra, F.A., Golovina, E.A. and J, Buitink. 2018. Mechanisms of plant desiccation tolerance. Trends in Plant Scence, 6: 431–438.


15. Hosseini, S. J., Tahmasebi, Z. and H, Pirdashti. 2012. Screening of rice (Oryza sativa ) genotypes for NaCl tolerance at early seedling stage. International Journal of Agronomy and Plant Production, 3(8): 274-283.


16. Ismail, A. M. and T, Horie. 2017. Genomics, Physiology, and Molecular Breeding Approaches for Improving Salt Tolerance. Annual Review of Plant Biology, 68: 405-434.


17. Jovanka, M.D., Nemanja, S., Svetlana, R., Zivko, J., Aleksandar, M. and M, Vesna. 2013. Differential response of three contrasting pea (Pisum arvense, sativum and P. fulvum) species to salt stress: assessment of variation in antioxidative defence and miRNA expression. Australian Journal of Crop Science, 7: 13. 2145-2153.


18. Kaur, N., Dhawan, M., Sharma, I. and P, K. Pati. 2016. Interdependency of Reactive Oxygen Species generating and scavenging system in salt sensitive and salt tolerant cultivars of rice. BMC plant biology, 16(1): 131.


19. Kibria, M. G., Hossain, M., Murata, Y. and M. A, Hoque. 2017. Antioxidant Defense Mechanisms of Salinity Tolerance in Rice Genotypes. Rice Science, 24(3): 155-162.


20. Mishra, P., Bhoomika, K. and R. S, Dubey. 2013. Differential responses of antioxidative defense system to prolonged salinity stress in salt-tolerant and salt-sensitive Indica rice (Oryza sativa ) seedlings. Protoplasma, 250(1): 3-19.


21. Moller, I.M., Jensen, P.E. and A, Hansson. 2017. Oxidative modifications to cellular components in plants. Annual Review in Plant Biology, 58: 459–481.


22. Nabiollahi, K., Taghizadeh-Mehrjardi, R., Kerry, R. and S, Moradian. 2017. Assessment of soil quality indices for salt-affected agricultural land in Kurdistan Province, Iran. Ecological Indicators, 83: 482-494.


23. Noctor, C. and C.H, Foyer. 1998. Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen under control. Annual Review in Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 49, 249-279.


24. Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins-Miranda, A.S., Soares, A.A., Gondim, M.F. and J.H, Araujo. 2012. Differential expression of antioxidant enzymes and PR-proteins in compatible and incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) and the root-knot nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiology and Biochemistry, 51: 145–152.


25. Rachoski, M., Gazquez, A., Calzadilla, P., Bezus, R., Rodriguez, A., Ruiz, O. and S, Maiale. 2015. Chlorophyll fluorescence and lipid peroxidation changes in rice somaclonal lines subjected to salt stress. Acta Physiologiae Plantarum, 37(6): 117-128.


26. Roshani, G.h. and Mir J, Ghasemi. 2014. Study on effect of salinity on some morphological responses of 31 cotton genotypes. Plant Environmental Physiology Journal, 9(36): 47-57.


27. Sarani, S., Mostafa, M., Galoi, M. and B.A, Syahsar. 2012. The effects of salinity and iron on the growth, photosynthetic pigments and electrophoretic bands of German chamomile (Marticaria chamomilla ) and Roman chamomile (Anthemis nobilis L.). Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 29(4): 732-746.


28. Sgherri, C.L.M., Liggini, S. Puliga, F. and F, Navari-Izzo. .Antioxidant system in Sporoblus stapfianus. Changes in response to desiccation and rehydration. Phytochemistry, 35: 561-565.


29. Zhang, M., Zhuo, J. J., Wang, X., Wu, S. and X. F, Wang. 2010. Optimizing seed water content: relevance to storage stability and molecular mobility. Journal of Integrated Plant Boiogy, 52: 324–33.


30. Zhu, X.C., Song, F.B. and S.Q, Liu. 2011. Arbuscular mycorrhiza impacts on drought stress of maize plants by lipid peroxidation, proline content and activity of antioxidant system. Journal of Food Agriculture and Environment, 9: 583-587.