شناسایی اشریشیاکلی در نمونههای دارویی و آب با استفاده از روش حسگر زیستی برپایه نانولوله‌های کربنی حاوی نانو ذرات طلا
شناسایی اشریشیاکلی در نمونه های دارویی و آب با استفاده از روش حسگر زیستی
محورهای موضوعی : میکروب شناسی کاربردی
فاطمه به افتاده
1
,
محمد فائزی قاسمی
2
,
علی مجتهدی
3
,
خسرو عیسی زاده
4
,
مصطفی گل شکن
5
1 - دانشجو دکتری، گروه میکروبیولوژی دانشگاه علوم پایه ، دانشگاه آزاد اسلامی واحدلاهیجان، لاهیجان، ایران.
2 - دانشیار، گروه میکروبیولوژی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحدلاهیجان، لاهیجان، ایران.
3 - استاد، گروه میکروبیولوژی، دانشکده پزشکی دانشگاه علوم پزشکی تهران ، تهران، ایران.
4 - استادیار، گروه میکروبیولوژی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحدلاهیجان، لاهیجان ، ایران.
5 - استادیار، گروه شیمی آلی، دانشکده پیراپزشکی ، دانشگاه علوم پزشکی گیلان، رشت ، ایران.
کلید واژه: حسگر زیستی, اشریشیاکلی, نانولوله‌های کربنی چندلایه, نانو ذرات طلا ,
چکیده مقاله :
سابقه و هدف: اشریشیاکلی یکی از شاخص های مهم در کنترل کیفیت نمونههای دارویی و واقعی است. هدف از این تحقیق بررسی مقایسه‌ای تشخیص این باکتری با روش‌های متداول و استفاده از یک حسگر زیستی برپایه نانولوله‌های کربنی چندلایه بر روی الکترود شیشه‌ای کربن در نمونههای داروئی و واقعی مانند آب می‌باشد. مواد و روش‌ها: در این پژوهش تجربی، از روش متداول کشت(پورپلیت) و حسگر زیستی ساخته‌شده بر پایه نانولوله‌های کربنی چندلایه بر روی الکترود شیشه‌ای کربن با آرایش GC/MWCNTs/AuNPs/Ab/BSA برای تشخیص اشریشیاکلی استفاده شد. رقت‌های CFU/ml 108 × 1- 101 × 1 از باکتری اشریشیاکلی در نمونههای دارویی، و آب در بافر فسفات M1/0 حاوی استامینوفن mM5/0 استفاده گردید. ویژگی‌های حسگر زیستی به‌وسیله میکروسکوپ الکترونی، روش‌های الکتروشیمیایی ولتامتری چرخه‌ای و ولتامتری موجی مربعی بررسی و از باکتری‌های مداخله‌گر در بررسی عملکرد اختصاصی آن استفاده شد. یافته‌ها: نتایج تشخیص اشریشیاکلی توسط حسگر زیستی در نمونههای مختلف دارویی و آب ازنظر آماری در مقایسه با روش متداول کشت اختلاف معنی‌داری نشان نداد. اما حسگر زیستی طراحی‌شده برای باکتری اشریشیاکلی دارای حساسیت بالا و حداقل حد تشخیص CFU/ml02/3 باکتری اشریشیا کلی در زمان 3 دقیقه بود. نتیجه‌گیری: معمولا شاخص های میکروبی مانند اشریشیاکلی را با روش های متداول تشخیص می دهند. پایش میکروبی در ترکیبات دارویی با روش های متداول زمان بر بوده و خطر از دست رفتن محصولات دارویی را نیز به همراه دارد. اما حسگر زیستی در تشخیص این باکتری با صرف هزینه کم و بدون نیاز به غنی‌سازی در حجم کم نمونه‌ها، کارایی مناسبی دارد.
Background & Objectives: Escherichia coli is an important indicator in the quality control of pharmaceutical and real samples. This study compares the detection of this bacterium by regular method and a biosensor based on Multi-Walled Carbon Nanotubes (MWCNTs) on glassy carbon electrodes (GCE) in pharmaceutical and water as real sample. Materials and Methods: In this experimental study, the conventional culture method (pour plate) and modified biosensor based on Multi-Walled Carbon Nanotubes on glassy carbon electrode with the arrangement of GC/MWCNTs/AuNPs/Ab/BSA were used for the detection of E. coli. Dilutions of E. coli between (1 ×101–1×108 CFU/ml) were used in pharmaceutical and water samples, prepared in 0.1 M PBS (pH 7.4), mixed with 0.5mM acetaminophen. The efficiency of the designed biosensor was investigated using SEM, Cyclic Voltammetry, and Square-Wave Voltammetry electrochemical techniques, as well as interfering bacteria. Results: The results of E. coli detection using the conventional culture and designed biosensor were not statistically significant. The designed biosensor had a high sensitivity with accuracy in 3 minutes and LOD 3.02 CFU/ml for Escherichia coli. Conclusion: Considering the time-consuming and influenced by environmental factors in the microbial monitoring of pharmaceuticals for E. coli detection in conventional methods and the risk of losing pharmaceutical products, the biosensor has good efficiency in detection with low cost and no need for enrichment in a small volume of samples.
Mokhtari S, Tahamtan Y, Kargar M, Tadayon K, Moazamian E. Molecular typing E. coli O157: H7 isolates using Random Amplified Polymorphic DNA (RAPD)-PCR technique and the relationship genetic and antibiotic resistance patterns. Journal of Microbial World. 2023;15(4):282-93.
2. Robatjazi SM, Hasanpour Matikolaee SM, Babaeipour VB, Rouhani Nejad H. Purification of recombinant human growth hormone produced in soluble form in Escherichia coli in lab-scale. Journal of Microbial World. 2020;12(4):343-54.
3. Ahmed A, Rushworth JV, Hirst NA, Millner PA. Biosensors for whole-cell bacterial detection. Clinical microbiology reviews. 2014;27(3):631-46.
4. Ivnitski D, Abdel-Hamid I, Atanasov P, Wilkins E. Biosensors for detection of pathogenic bacteria. Biosensors and Bioelectronics. 1999;14(7):599-624.
5. Bandari S, Arbab Soleimani N, Tajbakhsh E. The effect of probiotic lactobacilli on the attachment power and biofilm formation of Escherichia coli isolated from urinary tract infections. Journal of Microbial World. 2018;11(3):278-87.
6. Sandle T. Approaching the Selection of Rapid Microbiological Methods. Journal of Validation Technology. 2014;20(2):1-10.
7. Thostenson ET, Ren Z, Chou T-W. Advances in the science and technology of carbon nanotubes and their composites: a review. Composites science and technology. 2001;61(13):1899-912.
8. Wang J. Nanomaterial-based electrochemical biosensors. Analyst. 2005;130(4):421-6.
9. Wei B, Vajtai R, Ajayan P. Reliability and current carrying capacity of carbon nanotubes. Applied physics letters. 2001;79(8):1172-4.
10. Xia Y, Yang P, Sun Y, Wu Y, Mayers B, Gates B, et al. One‐dimensional nanostructures: synthesis, characterization, and applications. Advanced materials. 2003;15(5):353-89.
11. Liu C, Yu Z, Neff D, Zhamu A, Jang BZ. Graphene-based supercapacitor with an ultrahigh energy density. Nano letters. 2010;10(12):4863-8.
12. Pandey A, Gurbuz Y, Ozguz V, Niazi JH, Qureshi A. Graphene-interfaced electrical biosensor for label-free and sensitive detection of foodborne pathogenic E. coli O157: H7. Biosensors and Bioelectronics. 2017;91:225-31.
13. Ozkan-Ariksoysal D, Kayran YU, Yilmaz FF, Ciucu AA, David IG, David V, et al. DNA-wrapped multi-walled carbon nanotube modified electrochemical biosensor for the detection of Escherichia coli from real samples. Talanta. 2017;166:27-35.
14. Zheng L, Cai G, Wang S, Liao M, Li Y, Lin J. A microfluidic colorimetric biosensor for rapid detection of Escherichia coli O157: H7 using gold nanoparticle aggregation and smart phone imaging. Biosensors and Bioelectronics. 2019;124:143-9.
15. Meraat R, Issazadeh K, Abdolahzadeh Ziabari A, Faezi Ghasemi M. Rapid Detection of Escherichia coli by β-Galactosidase Biosensor Based on ZnO NPs and MWCNTs: A Comparative Study. Current Microbiology. 2020;77(10):2633-41.
16. Vu QK, Tran QH, Vu NP, Anh T-L, Le Dang TT, Matteo T, et al. A label-free electrochemical biosensor based on screen-printed electrodes modified with gold nanoparticles for quick detection of bacterial pathogens. Materials Today Communications. 2021;26:101726.
17. Ertaş T, Dinç B, Üstünsoy R, Eraslan H, Ergenç AF, Bektaş M. Novel electrochemical biosensor for Escherichia coli using gold-coated tungsten wires and antibody functionalized short multiwalled carbon nanotubes. Instrumentation Science & Technology. 2023:1-16.
18. Ghalandari Shamami M, Mirzaee M, Najar-peerayeh S. Frequency of papaA, papC genes and antimicrobial resistance pattern in uropathogenic Escherichia coli. Journal of Microbial World. 2016;9(1):44-52.
19. United States Pharmacopoeia 44th ed. National Formulary 39 ed. (USP 44/NF 39) (2021). In: United States Pharmacopeia and National Formulary (USP 44-NF 39); United States Pharmacopeial Convention: Rockville, MD, USA,6410, 6457, 6463, 7819
20. Assari P, Rafati AA, Feizollahi A, Asadpour Joghani R. An electrochemical immunosensor for the prostate specific antigen based on the use of reduced graphene oxide decorated with gold nanoparticles. Microchimica Acta. 2019;186(7):1-9.
21. Iwunze MO. Electrooxidation of Ferrocene in Nano-emulsion. J Chem. 2020;14:37-48.
22. Bhardwaj J, Devarakonda S, Kumar S, Jang J. Development of a paper-based electrochemical immunosensor using an antibody-single walled carbon nanotubes bio-conjugate modified electrode for label-free detection of foodborne pathogens. Sensors and Actuators B: Chemical. 2017;253:115-23.
23. Gad SC. Pharmaceutical manufacturing handbook: production and processes: John Wiley & Sons; 2008.
24. Pal S, Basak S, Roy S, Roy D, Palchoudhuri S, Dastidar SG. Experimental evaluation of practical viability of Good Manufacturing Practice (GMP) in preparation of oral liquid formulations in small scale pharmaceutical industries. European Journal of Pharmacy and Medical Research. 2016;3(4):403-7.
25. Zhao Y-W, Wang H-X, Jia G-C, Li Z. Application of aptamer-based biosensor for rapid detection of pathogenic Escherichia coli. Sensors. 2018;18(8):2518.
26. Ivanov AV, Safenkova IV, Drenova NV, Zherdev AV, Dzantiev BB. Comparison of Biosensing Methods Based on Different Isothermal Amplification Strategies: A Case Study with Erwinia amylovora. Biosensors. 2022;12(12):1174.
27. Wu W, Nguyen BTT, Liu PY, Cai G, Feng S, Shi Y, et al. Single Escherichia coli bacteria detection using a chemiluminescence digital microwell array chip. Biosensors and Bioelectronics. 2022;215:114594.
28. Lipman NS, Jackson LR, Trudel LJ, Weis-Garcia F. Monoclonal versus polyclonal antibodies: distinguishing characteristics, applications, and information resources. ILAR journal. 2005;46(3):258-68.
29. Razmi N, Hasanzadeh M, Willander M, Nur O. Recent progress on the electrochemical biosensing of Escherichia coli O157: H7: Material and methods overview. Biosensors. 2020;10(5):54.
30. Pourmadadi M, Shayeh JS, Omidi M, Yazdian F, Alebouyeh M, Tayebi L. A glassy carbon electrode modified with reduced graphene oxide and gold nanoparticles for electrochemical aptasensing of lipopolysaccharides from Escherichia coli bacteria. Microchimica Acta. 2019;186(12):1-8.
31. Liu J, Xu Y, Liu S, Yu S, Yu Z, Low SS. Application and progress of chemometrics in voltammetric biosensing. Biosensors. 2022;12(7):494.
32. Cao Z, Li C, Yang X, Wang S, Zhang X, Zhao C, et al. Rapid Quantitative Detection of Live Escherichia coli Based on Chronoamperometry. Biosensors. 2022;12(10):845.
33. Salmani H, Azarnezhad A, Fayazi MR, Hosseini A. Pathotypic and phylogenetic study of diarrheagenic Escherichia coli and uropathogenic E. coli using multiplex polymerase chain reaction. Jundishapur journal of microbiology. 2016;9(2).
34. El-Moghazy AY, Wisuthiphaet N, Yang X, Sun G, Nitin N. Electrochemical biosensor based on genetically engineered bacteriophage T7 for rapid detection of Escherichia coli on fresh produce. Food Control. 2022;135:108811.
35. Pebdeni AB, Roshani A, Mirsadoughi E, Behzadifar S, Hosseini M. Recent advances in optical biosensors for specific detection of E. coli bacteria in food and water. Food Control. 2022:108822.
36. Pourmadadi M, Shayeh JS, Omidi M, Yazdian F, Alebouyeh M, Tayebi L. A glassy carbon electrode modified with reduced graphene oxide and gold nanoparticles for electrochemical aptasensing of lipopolysaccharides from Escherichia coli bacteria. Microchimica Acta. 2019;186:1-8.
37. Wang H, Zhao Y, Bie S, Suo T, Jia G, Liu B, et al. Development of an electrochemical biosensor for rapid and effective detection of pathogenic Escherichia coli in licorice extract. Applied Sciences. 2019;9(2):295.
38. Li T, Zhu F, Guo W, Gu H, Zhao J, Yan M, et al. Selective capture and rapid identification of E. coli O157: H7 by carbon nanotube multilayer biosensors and microfluidic chip-based LAMP. RSC advances. 2017;7(48):30446-52.
39. Simoska O, Stevenson KJ. Electrochemical sensors for rapid diagnosis of pathogens in real time. Analyst. 2019;144(22):6461-78.
