Subject Areas : Plant physiology

Majid Jafar Aghaee ¹ (Assistant Professor, Horticulture Crop Research Department, Isfahan Agricultural and Natural Resources Research and Education Center, AREEO, Isfehan, Iran)

Received: 2023-02-26 Accepted : 2023-10-28 Published : 2023-12-22

Keywords:

References:

1. سعیدزاده، ف.، تقی زاده، ر و. ا ف، قربان. 1396. بررسی اثر شوری بر صفات زراعی و بیوشیمیایی ارقام مختلف برنج تحت شرایط مزرعه. فصلنامه علمی پژوهشی فیزیولوژی گیاهان زراعی- دانشگاه آزاد اسلامی واحد اهواز، 9(36): 122-101.


2. دیانت مهارلویی، ز و. ک، پوستینی. 1397. بررسی تأثیر تنش شوری بر برخی ویژگیهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی یونجه. علوم گیاهان زراعی ایران، 49(1): 10-1.


3. رهنمون، ح.، قاسیم، ع.، نعمت، ف.، شکاری، ن و. ع، اصغرزاده. 1392. تاثیر تنش شوری روی برخی رفتارهای اکوفیزیولوژیکی نژادگان های گزینش شده بادامPrunus amygdalus B. علوم و فنون باغبانی، 10(2): 176-167.


4. نورمحمدی، ز.، اسماعیل‌پور، ب.، آذرمی، ر.، شیخ علی‌پور، م.، چمنی، ا و. ر، شهبازی یاجلو. 1400. بررسی اثر ملاتونین بر خصوصیات رشد، فیزیولوژی و بیوشیمیایی گیاه استویا تحت شرایط تنش شوری. دوفصلنامه علوم سبزیها، 5(9): 17-1.


5. Arnao, M. B. and J, Hernandez-Ruiz. 2014. Melatonin: plant growth regulator and/or biostimulator during stress? Trends in Plant Science, 19(12): 789-797.


6. Bailly, C. 2004. Active oxygen species and antioxidants in seed biology. Seed Science Research, 14:93-107.


7. Bates, L.S., Walden, R.P. and I.D, Teave. 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39:205-207.


8. Bradford, M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72: 248-252.


9. B. and A.C, Maehly. 1955. Assay of catalase and peroxidases. Methods Enzymology, 2: 764-775.


10. Chang, C., Yang, M. Wen, H. and J, Chern. 2002. Estimation of total flavonoid content in propolbytwocomplementarycolorimetermethods. Journal of Food Drug analysis, 10: 178-182.


11. Du, Z. and W.J, Bramlage. Modified thiobarbituric acid assay for measuring lipid oxidation in sugar-rich plant tissue extracts. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 40: 1566-1570.


12. Ghiazdowska, A., Krasuska, U. and R, Bogatek. 2010. Dormancy removal in apple embryos by nitric oxide or cyanide involves modifications in ethylene biosynthetic pathway. Plant, 232: 1397-1407.


13. Gill, S.S. and A, Tuteja. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry, 48: 909-930.


14. Hoekstra, F.A., Golovina, E.A. and J, Buitink. 2018. Mechanisms of plant desiccation tolerance. Trends in Plant Scence, 6: 431–438.


15. Hosseini, S. J., Tahmasebi, Z. and H, Pirdashti. 2012. Screening of rice (Oryza sativa ) genotypes for NaCl tolerance at early seedling stage. International Journal of Agronomy and Plant Production, 3(8): 274-283.


16. Ismail, A. M. and T, Horie. 2017. Genomics, Physiology, and Molecular Breeding Approaches for Improving Salt Tolerance. Annual Review of Plant Biology, 68: 405-434.


17. Jovanka, M.D., Nemanja, S., Svetlana, R., Zivko, J., Aleksandar, M. and M, Vesna. 2013. Differential response of three contrasting pea (Pisum arvense, sativum and P. fulvum) species to salt stress: assessment of variation in antioxidative defence and miRNA expression. Australian Journal of Crop Science, 7: 13. 2145-2153.


18. Kaur, N., Dhawan, M., Sharma, I. and P, K. Pati. 2016. Interdependency of Reactive Oxygen Species generating and scavenging system in salt sensitive and salt tolerant cultivars of rice. BMC plant biology, 16(1): 131.


19. Kibria, M. G., Hossain, M., Murata, Y. and M. A, Hoque. 2017. Antioxidant Defense Mechanisms of Salinity Tolerance in Rice Genotypes. Rice Science, 24(3): 155-162.


20. Mishra, P., Bhoomika, K. and R. S, Dubey. 2013. Differential responses of antioxidative defense system to prolonged salinity stress in salt-tolerant and salt-sensitive Indica rice (Oryza sativa ) seedlings. Protoplasma, 250(1): 3-19.


21. Moller, I.M., Jensen, P.E. and A, Hansson. 2017. Oxidative modifications to cellular components in plants. Annual Review in Plant Biology, 58: 459–481.


22. Nabiollahi, K., Taghizadeh-Mehrjardi, R., Kerry, R. and S, Moradian. 2017. Assessment of soil quality indices for salt-affected agricultural land in Kurdistan Province, Iran. Ecological Indicators, 83: 482-494.


23. Noctor, C. and C.H, Foyer. 1998. Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen under control. Annual Review in Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 49, 249-279.


24. Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins-Miranda, A.S., Soares, A.A., Gondim, M.F. and J.H, Araujo. 2012. Differential expression of antioxidant enzymes and PR-proteins in compatible and incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) and the root-knot nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiology and Biochemistry, 51: 145–152.


25. Rachoski, M., Gazquez, A., Calzadilla, P., Bezus, R., Rodriguez, A., Ruiz, O. and S, Maiale. 2015. Chlorophyll fluorescence and lipid peroxidation changes in rice somaclonal lines subjected to salt stress. Acta Physiologiae Plantarum, 37(6): 117-128.


26. Roshani, G.h. and Mir J, Ghasemi. 2014. Study on effect of salinity on some morphological responses of 31 cotton genotypes. Plant Environmental Physiology Journal, 9(36): 47-57.


27. Sarani, S., Mostafa, M., Galoi, M. and B.A, Syahsar. 2012. The effects of salinity and iron on the growth, photosynthetic pigments and electrophoretic bands of German chamomile (Marticaria chamomilla ) and Roman chamomile (Anthemis nobilis L.). Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 29(4): 732-746.


28. Sgherri, C.L.M., Liggini, S. Puliga, F. and F, Navari-Izzo. .Antioxidant system in Sporoblus stapfianus. Changes in response to desiccation and rehydration. Phytochemistry, 35: 561-565.


29. Zhang, M., Zhuo, J. J., Wang, X., Wu, S. and X. F, Wang. 2010. Optimizing seed water content: relevance to storage stability and molecular mobility. Journal of Integrated Plant Boiogy, 52: 324–33.


30. Zhu, X.C., Song, F.B. and S.Q, Liu. 2011. Arbuscular mycorrhiza impacts on drought stress of maize plants by lipid peroxidation, proline content and activity of antioxidant system. Journal of Food Agriculture and Environment, 9: 583-587.

Full-Text:



گیاه و زیست فناوری ایران Iranian Journal of Plant & Biotechnology (IJPB)

مقاله پژوهشی

 

 مطالعه اثر شوری آب آبیاری بر سیستم آنتی‏اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی ژنوتیپ‏های موتانت پنبه (Gossypium hirsutum L.)

مجید جعفرآقایی (نویسنده مسئول)*

* استادیار، بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان اصفهان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، اصفهان، ایران، [e-mail]

تاریخ دریافت: اسفند 1401 تاریخ پذیرش: آبان 1402

 

Studying the effect of irrigation water salinity on the enzymatic and non-enzymatic antioxidant system of cotton mutant genotypes

Majid Jafar Aghaee (Corresponding author)*

* Assistant Professor, Horticulture Crop Research Department, Isfahan Agricultural and Natural Resources Research and Education Center, AREEO, Isfehan, Iran, [e-mail]

Received: March 2023 Accepted: October 2023

 

چکیده این مطالعه به منظور بررسی کارایی سیستم‌های آنتی اکسیدانی ژنوتیپ‌های موتانت پنبه تحت شرایط شوری آب آبیاری به صورت کرت‏های خرد شده بر پایه‏ی طرح بلوک‏های کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. تیمارها شامل آبیاری با شوری‏های 4 (شاهد)، 8 و 12 دسی‌زیمنس بر متر به عنوان کرت‏های اصلی و دو سه ژنوتیپ شایان، موتانت ال-ام-1673 و ال-ام-1303 به عنوان کرت‏های فرعی بودند. نتایج نشان داد شوری میزان پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید را در ارقام پنبه افزایش داد و به دنبال آن میزان آنتی‏اکسیدانت‏های آنزیمی و غیرآنزیمی نیز افزایش یافت. افزایش تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید در شوری 12 دسی‌زیمنس بر متر شاخص کلروفیل را به خصوص در ارقام حساس کاهش داد. همچنین نتایج نشان داد در شرایط آبیاری با آب شور با شوری 12 دسی‌زیمنس بر ‏متر بیشترین میزان آنتی اکسیدانت‌های غیرآنزیمی از قبیل پرولین، اسید آسکوربیک، فنل، فلاونوئید و آنتوسیانین حاصل گردید. بالاترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در رقم ال-ام-1303 و در سطح شوری 12 دسی‌زیمنس بر متر بود. بالاترین میزان فعالیت آنزیم‌های سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز در تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر حاصل گردید. بر اساس نتایج مشخص شد رقم ال-ام-1303 بیشترین حساسیت را به تنش شوری داشته و در شرایط شوری آب آبیاری به دلیل افزایش پراکسیداسیون لیپیدی ناشی از تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید میزان آنتی اکسیدانت‌های غیرآنزیمی و مقدار فعالیت آنتی‏اکسیدانت‌های آنزیمی برای غلبه بر تنش اکسیداتیو افزایش می‏یابد. کلمات کلیدی: آنتی‏اکسیدانت، پرولین، شوری، کاتالاز، کلرفیل   فصلنامه گیاه و زیست فناوری ایران سال 1402، دوره 18، شماره 3، صص40-27

Abstract     This study was conducted in order to investigate the efficiency of antioxidant systems of cotton mutant genotypes under irrigation water salinity conditions in the form of split plots based on a randomized complete block design with three replications. The treatments included irrigation with salinities of 4 (control), 8 and 12 ds.m-1 as main plots and two or three Shayan genotypes, mutant LM-1673 and LM-1303 as sub-plots. The results showed that salinity increased the amount of hydrogen peroxide and malondialdehyde in cotton cultivars, and then the amount of enzymatic and non-enzymatic antioxidants also increased. The increase in the production of hydrogen peroxide and malondialdehyde in salinity of 12 decisiemens/m decreased the chlorophyll index, especially in sensitive cultivars. Also, the results showed that the highest amount of non-enzymatic antioxidants such as proline, ascorbic acid, phenol, flavonoid and anthocyanin was obtained in the irrigation conditions with salt water with a salinity of 12 ds.m-1. The highest level of catalase enzyme activity was in LM-1303 cultivar and at the salinity level of 12 ds.m-1. The highest level of activity of superoxide dismutase and glutathione reductase enzymes was obtained in the salinity treatment of 8 ds.m-1. Based on the results, it was found that the variety LM-1303 has the most sensitivity to salinity stress, and in irrigation water salinity, due to the increase in lipid peroxidation caused by the production of hydrogen peroxide and malondialdehyde, the amount of non-enzymatic antioxidants and the amount of activity of enzymatic antioxidants for overcoming oxidative stress increases. Keywords: Antioxidant, Catalase, Chlorophyll, Proline, Salinity     Iranian Journal of Plant & Biotechnology autumn2023, Vol 18, No 3, Pp 27-40

 

 

 

 

مقدمه و کلیات

شوري یکی از عوامل تنش‏زاي محیطی است که نه تنها رشد و نمو گیاهان را تهدید می‏کند بلکه محدوده توزیع و پراکندگی گیاهان را در اکوسیستم‏هاي مختلف تعیین می‏نماید (Ismail and Horie, 2017). در حال حاضر نیمی از اراضی قابل کشت ایران (5/9 میلیون هکتار) متاثر از شوري است که اثر عمده‏اي در کاهش سطح زیر کشت و عملکرد محصولات زراعی دارند (Nabiollahi et al., 2017). تنش اکسیداتیو به عنوان تنش ثانویه ناشی از تنش‏های محیطی از قبیل شوری یک پدیده فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی پیچیده است که حاصل تولید بیش از اندازه و تجمع انواع فعال اکسیژن می‏باشد و در گیاهان عالی، تحت تنش‏هاي زیستی و غیرزیستی رخ می‏دهد (Ismail and Horie, 2017). افزایش پراکسیداسیون لیپید کاهش سياليت غشا، افزايش نشت مواد از غشا، آسیب به پروتئين‏هاي غشا و در نهایت غيرفعال شدن گیرنده‏ها، آنزيم‏ها و کانال‏هاي يوني می‏باشد (Gill and Tuteja, 2010). شوری با افزایش میزان گونه های فعال اکسیژن محتوای رنگیزه‏های گیاهی را نیز کاهش داده و در نتیجه میزان فتوسنتز و تولید در گیاه را کاهش می دهد (Sarani et al., 2012). Roshani و Mirghasemi (2014) نیز با مطالعه واکنش 12 ژنوتیپ مختلف پنبه گزارش نمودند که پاسخ این ژنوتیپ‏ها به تنش شوری متفاوت بوده به طوری که از نظر میزان کلروفیل برگ نیز دارای اختلاف بودند و همچنین آنها بیان نمودند که رقم گلستان دارای بالاترین میزان کلروفیل نسبت به سایر ارقام بود. گیاه برای جبران خسارات ناشی از افزایش تولید گونه‏های فعال اکسیژن از سامانه‏های آنتی‏اکسیدانی برخوردار بوده که پالایش این گونه‏های فعال اکسیژن را بر عهده دارند. سامانه آنتی‏اکسیدانی گیاهان شامل آنتی‏اکسیدان‏های غیرآنزیمی از قبیل پرولین، آسکوربیک اسید، آلفا توکوفرول، آنتوسیانین، فنول و فلاونوئید و برخی از آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانت شامل کاتالاز، پراکسیداز، سوپراکسیددیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز هستند که وظیفه پالایش گونه‏های فعال اکسیژن را در شرایط مختلف بر عهده دارند (Moller et al., 2017). در اثر وقوع تنش در گیاهان تولید برخی متابولیت‏های با وزن مولکولی کم که نقش اسمولیتی حفاظتی بر عهده دارند از قبیل پرولین افزایش می‏یابد (Hoekstra et al., 2018). به عقیده‏ی Oliveira و همکاران (2012) آنتی‏اکسیدانت‏های غیرآنزیمی سبب کاهش میزان گونه‏های فعال اکسیژن می‏شوند. گیاهان با سطح بالاي آنتی‏اکسیدان‏ها داراي مقاومت بالایی به آسیب اکسیداتیو می‏باشند (Kibria et al., 2017). هدف از اجرای این مطالعه بررسی سامانه‏های آنزیمی و غیرآنزیمی دفاع آنتی اکسیدانی ژنوتیپ‏های پنبه تحت شرایط آبیاری با آب شور می‏باشد.

فرآیند پژوهش

تحقیق حاضر به منظور بررسی خصوصیات آنتی اکسیدانی ژنوتیپ‏های موتانت پنبه از قبیل سیتم‏های آنتی اکسیدانی آنزییمی و غیرآنزیمی تحت شرایط آبیاری با آب شور در ایستگاه تحقیقات شوری و اصلاح اراضی رودشت در مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان اصفهان صورت گرفت. این آزمایش در قالب کرت های خرد شده و بر پایه‏ی طرح بلوکهای کامل تصادفی در سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایش شامل سه سطح آب آبیاری با شوری‏های 4 (شاهد)، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر به عنوان کرت‏های اصلی و سه ژنوتیپ موتانت (ال-ام-1673، ال ام-1303) و شایان (شاهد ) به عنوان کرت‏های فرعی در نظر گرفته شدند. نمونه برداری در زمان ابتدای غوزه‏دهی، انجام و ویژگی‏ها بیوشیمیایی مربوطه اندازه‏گیری شدند. اندازه‏گیری پراکسیداسیون لیپید به روش Du  و Bramlage (1992) همراه با تغیراتی انجام شد. در این روش میزان پراکسیداسیون لیپید براساس مقدار مالون دی آلدهید (MDA) موجود در هر عصاره طبق رابطه زیر محاسبه گردید:

      LP=[[(A532-A600)-[(A440 -A600) (MA)]]/157000] * 106

LP مقدار مالون دی‏آلدئید بر حسب نانومول بر میلی لیتر و MA نسبت جذب مولی ساکارز در غلظت‌های 10-1 میلی‌مولار در 532 و 440 نانومتر است که به‌ترتیب 4/8 و147 محاسبه شد که نسبتی معادل 0571/0 می‌باشد. برای اندازه‏گیری پراکسید هیدروژن از هر نمونه 3/0 گرم با 5/1 میلی لیتر تری‏کلرواستیک اسید 1/0 درصد در هاون چینی هموژنیزه و به مدت 15 دقیقه در 15000 دور در دمای 4 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ و سپس از طول موج 390 نانومتر استفاده گردید (Ghiazdowska et al., 2010). برای اندازه‏گیری پرولین 5/0 گرم از نمونه‏ با 10 میلی لیتر اسید سولفوسالیسیلیک 3/3 درصد به مدت 15 دقیقه در 12000 دور سانتریفیوژ و اندازه گیری در طول موج 520 نانومتر صورت گرفت (Bates et al., 1973). برای اندازه‏گیری اسیدآسکوربیک 2/0 گرم نمونه با 2 میلی لیتر اسیدپرکلریک 5/0 میلی مولار مخلوط پس از سانتریفیوژ جذب نوری نمونه ها در طول موج 735 نانومتر قرائت شد (Zhang et al., 2010). برای سنجش فنل و فلاونوئیدها هر کدام از عصاره‏هاي متانولی با 5/1 میلی لیتر متانول، 1/0میلی لیتر کلرید آلومینیوم، 1/0میلی لیتر استات پتاسیم و 8/2 میلی لیتر آب مقطر مخلوط و جذب هر ترکیب واکنشی در طول موج 415 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتراندازه گیري شد (Chang et al., 2002). برای ارزيابي پروتئين محلول به کمک سرم آلبومن گاوی، مقدار 20 ميكرو ليتر عصاره هر نمونه با سه ميلي‏ليتر معرف برادفورد مخلوط و سپس ميزان جذب نور در طول موج 595 نانومتر قرائت گرديد (Bradford, 1976). برای اندازه‏گیری فعالیت آنزیم کاتالاز یک گرم نمونه با 3 میلی لیتر بافر استخراج مخلوط و پس سانتریفیوژ جذب در طول موج 240 نانومتر به مدت دو دقیقه اندازه گیری و از یک دقیقه اول آن با ضریب خاموشی 0394/0 بر میلی‏مول بر سانتی‏متر برای محاسبه فعالیت کاتالاز استفاده گردید (Chance and Maehly, 1955). برای اندازه‏گیری فعالیت آنزیم پراکسیداز 2 گرم نمونه با 4 میلی لیتر بافر استخراج مخلوط و پس از سانتریفیوژ جذب در طول موج 470 نانومتر به مدت 4 دقیقه اندازه‏گیری و از یک دقیقه اول آن با ضریب خاموشی 47/2 بر میلی‏مول بر سانتی‎متر برای محاسبه فعالیت پراکسیداز استفاده گردید (Chance and Maehly, 1955). واکنش سنجش فعالیت گلوتاتیون ردوکتاز روی نمونه حاوی 100 میلی مول فسفات پتاسیم، 1 میلی مول EDTA و 2/0 پلی وینیل فسفات، 2 میلی‏مول EDTA ، یک و نیم میلی مول کلرور منیزیم، 5/0 میلی‏مول اکسید گلوتاتیون، 50 میکرو مول NADH بود که جذب در 340 نانومتر قرائت گردید (Sgherri et al., 1994). آنالیز داده‏ها با استفاده از نرم افزارهای آماری SAS  انجام شد. برای مقایسه میانگین‏ها از آزمون  LSD در سطح 5 درصد استفاده شد.

نتایج و بحث

براساس نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده‏های آزمایش مشخص شد که اثر تیمار شوری آب آبیاری بر صفات اندازه‏گیری شده از قبیل شاخص کلروفیل SPAD، پراکسید هیدروژن، مالون دی آلدئید، محتوای پرولین، اسید آسکوربیک، فنول، فلاونوئید، آنتوسیانین، پروتئین محلول و فعالیت آنزیم های کاتالاز، پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز معنی‏دار گردید. این در حالی بود که اثر تیمار ژنوتیپ بر صفات شاخص کلروفیل SPAD، پراکسید هیدروژن، مالون دی آلدئید، اسید آسکوربیک، فنول و فعالیت آنزیم های کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و گلوتاتیون ردوکتاز اثر معنی‏دار داشت. همچنین نتایج نشان داد اثر متقابل شوری آب آبیاری و ژنوتیپ بر صفات شاخص کلروفیل SPAD، مالون دی آلدئید، اسید آسکوربیک و فعالیت آنزیم کاتالاز معنی‏دار شد، ولی بر سایر صفات اثر معنی‏داری نداشت. پراکسید هیدروژن با افزایش میزان شوری آب آبیاری افزایش یافت و نتایج نشان داد در شوری 4، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر میزان پراکسید هیدروژن به ترتیب برابر با 157، 271 و 313 نانومول بر گرم بود. همچنین با توجه به اختلاف بین ژنوتیپها، نتایج شنان داد بیشترین و کمترین میزان پراکسید هیدروژن به ترتیب به میزان 22/363 و 88/230 نانومول بر گرم در رقم شایان و ژنوتیپ ال ام 1303 حاصل گردید (جدول 1). پراکسید هیدروژن یکی از گونه‏های فعال اکسیژن بوده که در شرایط تنشی از قبیل شوری تولید آن افزایش می‏یابد و در این مطالعه مشاهده شد که میزان آن با افزایش شوری آب آبیاری افزایش یافته و ژنوتیپ ال ام 1303 نیز به دلیل حساسیت بیشتر به شوری آب آبیاری میزان بیشتری از پراکسید هیدروژن را تولید نمود. ژنوتیپ ال ام 1303 میزان پراکسید هیدروژن بیشتری تولید نمود که بیانگر حساسیت بیشتر این ژنوتیپ به شرایط تنش شوری بوده و همچنین افزایش میزان شوری از 4 تا 12 دسی زیمنس بر متر سبب شد که میزان تولید پراکسید هیدروژن حدود 50 درصد افزایش یابد که رقم قابل توجهی در شرایط افزایش شوری آب آبیاری بود که منجر به خسارات اکسیداتیو بعدی و افزایش پراکسیداسیون لیپید می‏گردد. محتوای مالون دی آلدئید در ژنوتیپ‏های مختلف پنبه و در سطوح مختلف شوری با هم متفاوت بود به طوری که افزایش میزان شوری آب آبیاری منجر به افزایش میزان مالون دی آلدئید شد و در هر سطح از تیمار شوری نیز بیشترین میزان مالون دی آلدئید در رقم شایان حاصل گردید. براساس این نتایج مشخص شد که بالاترین میزان مالون دی آلدئید به مقدار 33/95 نانومول بر گرم در رقم شایان و در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر حاصل گردید و این تیمار با سایر تیمارهای آزمایش دارای اختلاف معنی دار بود. در سطوح مختلف شوری نیز کمترین میزان مالون دی آلدئید متعلق به ژنوتیپ ال ام 1303 بود و در بین همه تیمارها کمترین میزان مالون دی آلدئید به مقدار 33/23 نانومول بر گرم متعلق به رقم ال ام 1303 و شوری 4 دسی زیمنس بر متر بود (شکل 1). افزایش میزان تولید مالون دی آلدئید ناشی از افزایش تولید گونه‏های فعال اکسیژن بوده که میتواند ناشی از ضعف سامانه آنتی‏اکسیدانت باشد (Bailly, 2004). خسارت به غشا در شرایط شوری ناشی از رادیکالهاي اکسیژن فعال تولیدشده است که بر لیپیدهاي موجود در غشاي سلول و اندامک‏هاي درونسلولی تأثیر گذاشته و  موجب اختلال در کارکرد و ساختار غشاهاي سلولی شده و در نتیجه آن میزان مالون دی آلدئید نیز افزایش می‏یابد (Zhu et al., 2011). بر طبق این نتایج مشخص شد که میزان تولید مالون دی آلدئید در شرایط شوری 12 دسی زیمنس بر متر نسبت به سوری 4 دسی زیمنس بر متر در رقم شایان، ال ام 1303 و ال ام 1673 به ترتیب 60، 55 و 60 درصد افزایش یافت که بیانگر اهمیت و اثر تنش شوری در افزایش تولید مالون دی آلدئید و در نتیجه پراکسیداسیون لیپیدی غشای سلولی می باشد. افزایش میزان تولید پراکسید هیدروژن در شرایط شوری بیشتر آب آبیاری نیز گویای این واقعیت می‏باشد.

 

 

جدول 1- مقایسات میانگین خصوصیات آنتی اکسیدانی ژنوتیپ‏های موتانت پنبه تحت شرایط آبیاری با آب شور

Table 4- Mean comparison for antioxidant traits of cotton genotypes under irrigation with saline water

گلوتاتیون ریداکتاز(میکرومول بر گرم در دقیقه)

سوپراکسید دیسموتاز (میکرومول بر گرم در دقیقه)

پراکسیداز (میکرومول بر گرم در دقیقه)

کاتالاز (نانومول بر گرم در دقیقه)

پروتئین (میلی‌گرم بر گرم)

آنتوسیانین (میکرومول بر گرم)

فلاونوئید (میلی‌گرم بر گرم)

فنل (میلی‌گرم بر گرم)

آسکوربیک اسید (میلی‌گرم بر گرم)

پرولین (میلی‌گرم بر گرم)

مالون دی آلدئید (نانومول بر گرم)

پراکسید هیدروژن (نانومول بر گرم)

کلروفیل (SPAD)

تیمارها

شوری(dS.m-1)

35/0c

61/0b

39a

700c

7/3b

301b

36/1c

11/48c

4b

5/49b

33/35c

157c

56a

4

61/1a

75/1a

31b

2013b

5b

328b

42/2b

22/59b

77/4b

2/55b

33/61b

271b

55/47b

8

84/0b

73/0b

43a

3459a

7a

396a

57/3a

11/76a

38/8a

4/89a

44/84a

313a

41c

12

ژنوتیپ

92/0b

02/1b

5/37ab

2093a

5/5a

330a

47/2a

66/62a

48/5b

65a

77/61b

77/247b

44/48b

ال ام 1673

02/1a

1/1a

43a

2174a

3/5a

348a

58/2a

33/63a

41/6a

65a

77/51c

88/230c

33/51a

ال ام 1303

87/0b

96/0b

8/33b

1906b

8/4a

347a

3/2a

44/57b

25/5b

63a

55/67a

22/263a

77/44c

شایان

مقادیر فاقد حرف مشترک، دارای تفاوت معنی‏دار آماری در سطح پنج‌درصد می‏باشند.

Means with at least one same letters had no significant difference in 5% level.

 

شکل 1- اثرآبیاری با آب شور بر میزان مالون دی آلدئید ژنوتیپ‏های موتانت پنبه (در هر ستون، مقادیر فاقد یک حرف مشترک، دارای تفاوت معنی‏دار آماری در سطح پنج‌درصد می‏باشند)

Fig 1- Effect of irrigation with saline water on MDA of mutant cotton genotypes (In each column means with at least one same letter had no significant difference in 5%)

 

 

 

 

شاخص کلروفیل تحت تأثیر متقابل شوری آب آبیاری و ژنوتیپ قرار گرفت و نتایج نشان داد در هر سه ژنوتیپ، افزایش شوری آب آبیاری منجر به کاهش شاخص کلروفیل گردید و در سطح شوری 4 دسی زیمنس بر متر بین ژنوتیپ‏های مورد مطالعه اختلاف معنی‏داری مشاهده نشد. این در حالی بود که در دو سطح شوری 8 و 12 دسی زیمنس بر متر بین ژنوتیپ‏ها اختلاف وجود داشت و در هر سه سطح از شوری آب آبیاری ژنوتیپهای شایان و ال او 1303 به ترتیب دارای بیشترین و کمترین میزان شاخص کلروفیل بودند. کمترین میزان شاخص کلروفیل به مقدار 66/37 در ژنوتیپ ال ام 1303 و در سطح شوری آب 12 دسی زیمنس بر متر حاصل گردید (شکل 2). در این مطالعه شوری منجر به کاهش میزان شاخص کلروفیل گردید و مشاهده شد که شاخص کلروفیل در سطوح مختلف شوری در رقم ال ام 1303 کمتر از سایر ژنوتیپها بود که نشانه حساسیت بیشتر این رقم به شرایط شوری آب آبیاری می باشد. سعیدزاده و همکاران (1396) نیز بیان داشتند که ارقام حساس در شرایط شوری مقدار کلروفیل کمتری نسبت به ارقام متحمل داشتند که تأیید کننده نتایج حاصل از این مطالعه بود. کاهش شاخص کلروفیل برگ در شرایط تنش شوری توسط برخی دیگر از محققین نیز گزارش شده است (Rachoski et al., 2015). کاهش شاخص کلروفیل تحـت تنش شوري ممکن است به علت اختلال در غشاي تیلاکوئیدها، تخریب مولکول هاي کلروفیل در اثر فعالیت آنزیم کلروفیلاز و عدم ثبات کمپلکس پروتئین-رنگدانه و در نتیجه تخریب کلروپلاست ها در اثر افزایش غلظت یـون هـاي سـمی سـدیم، کلـر و افزایش سطح گونه‏هاي اکسیژن فعال ناشی از باشد (Hosseini et al., 2012). رنگيزه‏هاي فتوسنتزي يك سري مولكول زيستي هستند كه در فرآيند فتوسنتز نقش دارند و ميزان آنها در گياهان زنده به عنوان يكي از فاكتورهاي مهم حفظ ظرفيت فتوسنتزی است و تنش شوری باعث کاهش ميزان اين مولكولها در سلولهاي گياهي مي‏شود. در مطالعه نورمحمدی و همکاران (1400) نیز کاهش میزان کلروفیل برگ گیاه استویا در اثر افزایش میزان شوری معنی‏دار بود که تأیید کننده نتایج حاصل از این مطالعه بود. این محققین در بیان دلیل این امر عنوان داشتند که دلیل اصلی کاهش میزان کلروفیل در شرایط شوری افزایش میزان فعالیت آنزیم کلروفیلاز می باشد.

 

 

شکل 2- اثرآبیاری با آب شور بر شاخص کلروفیل ژنوتیپ‏های موتانت پنبه (در هر ستون، مقادیر فاقد حرف مشترک، دارای تفاوت معنی‏دار آماری در سطح پنج‌درصد می‏باشند)

Fig 2- Effect of irrigation with saline water on SPAD of mutant cotton genotypes (In each column means with at least one same letter had no significant difference in 5%)

 

در شرایط آبیاری با آب شور با شوری 12 دسی زیمنس بر ‏متر بیشترین میزان پرولین به میزان 89 میلی‏گرم برگرم حاصل شد و با کاهش شدت شوری آب آبیاری میزان تولید پرولین نیز کاهش یافت به طوری که در شرایط آبیاری با آب با شوری 4 دسی زیمنس بر ‏متر این میزان به 49 میلی‏گرم بر گرم (حدود 50 درصد) کاهش یافت (جدول 1). نتایج برخی دیگر از مطالعات نیز بیانگر افزایش میزان تولید پرولین در شرایط تنش شوری می‏باشد (دیانت مهارلویی و پوستینی، 1397)، که با یافته‏های حاصل از این مطالعه مطابقت داشت. تولید پرولین منجر به تنظیم اسمزی در گیاه شده و تنظیم اسمزی به عنوان یك سازگاری مهم اجتناب از تنشهای اسمزی می‏باشد، زیرا به حفظ فشار تورمی و حجم سلول کمك می‏کند (رهنمون و همکاران، 1392). در این مطالعه افزایش میزان پرولین در شرایط شوری 12 دسی زمینس بر متر نسبت به شوری 4 دسی زیمنس بر متر حدود 45 درصد بود که رقم قابل توجهی بوده و بیانگر افزایش میزان این آنتی اکسیدانت غیرآنزیمی در شرایط ایجاد استرس اکسیداتیو به عنوان استرس ثانویه در گیاه در شرایط شوری آب آبیاری می باشد. میزان پرولین گیاهان در سطوح مختلف تنش شوری بطور معنی‏دار افزایش یافت. نورمحمدی و همکاران (1400) نیز در مطالعه خود عنوان داشتند که افزایش میزان شوری منجر به افزایش میزان پرولین در گیاه استویا گردید. آسکوربیک اسید نیز از صفاتی بود که تحت تأثیر متقابل شوری و ژنوتیپ قرار گرفت و افزایش میزان شوری آب آبیاری منجر به افزایش میزان تولید آن گردید و در هر سه سطح شوری نیز رقم ال ام 1303 دارای بالاترین میزان آسکوربیک اسید بود. ژنوتیپ ال ام 1303 و در سطح شوری 12 دسی ریمنس دارای بالاترین میزان آسکوربیک اسید به مقدار 58/9 میلی گرم بر گرم بود، در حالی که رقم شایان و در سطح شوری 4 دسی زیمنس بر متر دارای کمترین میزان آسکوربیک اسید به مقدار 7/3 میلی گرم بر گرم بود (شکل 3). در مطالعه حاضر مشخص شد که در سطوح مختلف شوری میزان اسید آسکوربیک در ژنوتیپ ال ام 1303 بالات از دو ژنوتیپ دیگر پنبه بود و افزایش میزان شوری نیز منجر به افزایش سطح آسکوربیک اسید شد به طوری که در این رقم میزان اسید آسکوربیک در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر حدود 55 درصد بالاتر از میزان آن در سطح شوری 4 دسی زمین بر متر بود. آسکوربیک اسید از ماود آنتی اکسیدانی نابودگر گونه های فعال اکسیژن بوده که موجب پالایش یون سوپراکسید شده و از ایجاد پراکسید هیدروژن درون سلولی جلوگیری می نماید و منجر به کاهش خسارت به اسیدهای چرب و پروتئین‏ها می‏گردد (Ismail and Horie, 2017). به هر حال افزایش میزان آسکوربیک اسید به عنوان یک آنتی‏اکسیدانت غیرآنزیمی در پالایش گونه‏های فعال اکسیژن در شرایط تنش شوری در رقم شایان کمتر از دو ژنوتیپ دیگر بوده و مقدار کاهش آن نسبت به ژنوتی ال ام 1303 حدود 5 درصد بود، که می‏تواند به دلیل حساسیت کمتر این رقم به شرایط شوری باشد.

 

 

 

 

شکل 3- اثرآبیاری با آب شور بر میزان آسکوربیک اسید ژنوتیپ‏های موتانت پنبه (در هر ستون، مقادیر فاقد حرف مشترک، دارای تفاوت معنی‏دار آماری در سطح پنج‌درصد می‏باشند)

Fig 3- Effect of irrigation with saline water on ascorbic acid of mutant cotton genotypes (In each column means with at least one same letter had no significant difference in 5%)

 

 

براساس نتایج مقایسه میانگین تیمارهای آزمایش مشخص شد که افزایش میزان شوری آب آبیاری منجر به افزایش میزان فنول گردید و در تیمار شوری 12 دسی زیمنس بر متر بالاترین میزان فنول به مقدار 11/76 میلی گرم بر گرم حاصل گردید حال آنکه کمترین میزان فنول به مقدار 11/48 میلی گرم بر گرم در تیمار شوری 4 دسی زیمنس بر متر به دست آمد. میزان فنول در ژنوتیپ های مختلف پنبه نیز با هم متفاوت بود به طوری که بیشترین میزان فنول به مقدار 33/63 و کمترین آن به میزان 44/57 میلی گرم بر گرم به ترتیب متعلق به ژنوتیپ ال ام 1303 و رقم شایان بود (جدول 1). شوری آب آبیاری میزان فنول را در ژنوتیپهای مختلف پنبه ا فزایش داد. فنولها از اجزاي مهم محافظ سلولهاي گیاهی هستند و ساختار شیمیایی مناسبی براي حذف رادیکالهاي آزاد فعال دارند. این ترکیبات فعالیت آنتی‏اکسیدانی مؤثرتري از آسکوربات و توکوفرول دارند که ناشی از فعالیت بالاي هیدروژن یا الکترون دهندگی آنها می‏باشد (Jovanka et al., 2013). نتایج حاصل از این مطالعه بیانگر اثر مثبت شوری آب آبیاری بر میزان فلاونوئید پنبه بود و نتایج نشان داد میزان فلاونوئید در تیمارهای شوری 4، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر به ترتیب برابر با 36/1، 42/2 و 57/3 میلی گرم بر گرم بود و اختلاف بین هر سه سطح از شوری با هم معنی‏دار بود (جدول 1). فلاونوئید به عنوان کی از متابولیتهای ثانویه و یک ترکیب آنتی اکسیدانت در شرایط شوری آب آبیاری افزایش یافته و این به پالایش گونه های فعال اکسیژن و کاهش میزان پراکسیداسیون لیپیدی کمک می نماید. گیاه پنبه به عنوان یک واکنش دفاعی مناسب نسبت به افزایش شوري آب آبیاری، مقدار فلاونوئید بیشتري را نسبت به شرایط آبیاری با آب دارای شوری کمتر تولید می‏کند. بیشترین میزان آنتوسیانین در تیمار آب (12 دسی زیمنس بر متر) به میزان 396 میکرومول بر گرم اندازه‏گیری شد و نسبت به سایر تیمارها اختلاف معنی‏داری داشت. گیاهان تحت تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر ‏متر دارای غلظت آنتوسیانین به میزان 328 میکرومول بر گرم بودند و گیاهان تحت تیمار شوری 4 دسی زیمنس بر ‏متر نیز دارای کمترین میزان آنتوسیانین به میزان 301 میکرومول برگرم بودند (جدول 1). در شرایط شوری شدید میزان رنگیزه آنتوسیانینی افزایش یافته که در واقع یک واکنش به شرایط اکسیداتیو ایجاد شده در شرایط شوری بوده و سبب محافظت از سلول‏های ژنوتیپ‏های پرتوتابی شده و ژنوتیپ شایان در برابر آسیب اکسیداتیو می‏گردد. نتایج نشان داد میزان پروتئین محلول نیز با افزایش شدت شوری افزایش یافت و بیشترین میزان پروتئین محلول به میزان 7 میلی‏گرم بر گرم در شرایط آبیاری با آب 12 دسی زیمنس بر ‏متر و کمترین میزان پروتئین محلول در شرایط آبیاری با آب 4 دسی زیمنس بر ‏متر به دست آمد که مقدار آن 50 درصد تولید پروتئین محلول در شرایط شوری 12 دسی زیمنس بر ‏متر بود. همچنین تولید پروتئین محلول در شرایط آبیاری با آب دارای شوری 8 دسی زیمنس بر ‏متر حدود 5 میلی‏گرم بر گرم بود که حالتی بینابین دو تیمار دارای شوری 4 و 12 دسی زیمنس بر ‏متر داشت (جدول 1). پنبه از گیاهان متحمل به شوری بوده که با افزایش شدت شوری می‏توان انتظار افزایش پروتئین محلول را در این گیاه داشت. در این تحقیق نیز مشاهده شد که با افزایش شدت شوری میزان پروتئین محلول در هر سه ژنوتیپ پنبه افزایش یافته ولی بین هر سه ژنوتیپ از این نظر اختلاف معنی‏داری مشاهده نشد. میزان فعالیت آنزیم کاتالاز با افزایش میزان شوری آب آبیاری افزایش یافت و در دو سطح شوری 4 و 8 دسی زیمنس بر متر بین ژنوتیپ‏های مختلف پنبه اختلاف معنی‏داری مشاهده نشد، ولی در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر بین ژنوتیپ‏ها اختلاف وجود داشت. هر چند در هر سه سطح از تیمار شوری آب آبیاری رقم شایان دارای کمترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز بود، بالاترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز به مقدار 3719 نانومول بر گرم در دقیقه متعلق به رقم ال ام 1303 و در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر بود (شکل 4). هر چند ژنوتیپ ال ام 1303 در هر سه سطح از شوری رقم برتر بود ولی نتایج نشان داد در همه ژنوتیپ‏های پنبه افزایش شوری منجر به افزایش میان فعالیت آنزیم کاتالاز گردید. در شوری 12 دسی زیمنس بر متر به دلیل افزایش پراکسیداسیون لیپید و تولید بیشتر پراکسید هیدروژن میزان فعالیت آنزیم کاتالاز نیز افزایش یافته است زیرا وظیفه اصلی این آنزیم تجزیه پراکسید هیدروژن می‏باشد که در شرایط شوری افزایش بیشتری یافته است (Kibria et al., 2017). افزایش میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در شرایط شوری در مطالعه نورمحمدی و همکاران (1400) نیز گزارش شده که تأیید کننده نتایج حل از این مطالعه بود. در این مطالعه در شرایط شوری شدیدی فعالیت آنزیم های کاتالاز و پراکسیداز در ژنوتیپ ال ام 1303 بیشتر از دو ژنوتیپ دیگر بود که این ممکن است به دلیل حساسیت بیشتر این رقم به شرایط شوری آب آبیاری باشد.

 

 

 

 

 

 

شکل 4- اثرآبیاری با آب شور بر میزان میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در ژنوتیپ‏‏های موتانت پنبه (در هر ستون، مقادیر فاقد یک حرف مشترک، دارای تفاوت معنی‏دار آماری در سطح پنج‌درصد می‏باشند)

Fig 4- Effect of irrigation with saline water on catalase activity of mutant cotton genotypes (In each column means with at least one same letter had no significant difference in 5%)

 

 

 

تاثیر تیمار شوری بر میزان فعالیت آنزیم پروکسیداز از نظر آماری در سطح پنج درصد معنی‏دار بود (جدول 3). فعالیت آنزیم آنتی‏اکسیدانتی پروکسیداز در شرایط آبیاری با آب دارای شوری 12 دسی زیمنس بر ‏متر نسبت به تیمارهای آبیاری با آب دارای غلظت نمک 4 و 8 دسی زیمنس بر ‏متر بیشتر بود (جدول 1). در بین ژنوتیپ‏ها نیز فعالیت این آنزیم در دو ژنوتیپ ال ام 1673 و ال ام 1303بیشترین میزان بوده و بین این دو ژنوتیپ از نظر فعالیت این آنزیم اختلاف معنی‏داری مشاهده نشد. افزایش میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز به عنوان یکی از آنزیمهای آنتی اکسیدانی جهت مقابله با گونه ها فعال اکسیژن در برخی دیگر از مطالعات گزارش شده است (نورمحمدی و همکاران، 1400). افزایش میزان فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدانت در شرایط تنش شوری و خشکی به دلیل افزایش تولید گونه های فعال اکسیژن بوده که بر این سیستم اثر گذاشته و منجر به افزایش تولید آنها می گردد (Arnao and Hernandez-Ruiz, 2014). افزایش میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز به منظور افزایش پالایش گونه‏های فعال اکسیژن از قبیل پراکسید هیدروژن انجام می‏گردد به طوری که در این مطالعه میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در ژنوتیپهای پنبه در تیمار شوری 12 دسی زیمنس بر متر حدود 10 درصد افزایش یافته است که با افزایش میزان تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید تحت این شرایط هماهنگی دارد. علاوه بر این در هر سه شرایط شوری آب آبیاری بین سه ژنوتیپ مورد مطالعه از نظر میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز تفاوت وجود داشت. کمترین میزان فعالیت آنزیم پروکسیداز نیز در ژنوتیپ شايان مشاهده گردید. میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز با افزایش میزان شوری آب آبیاری تا 8 دسی زیمنس بر متر افزایش یافته و از آن به بعد در شوری 12 دسی زیمنس بر متر میزان فعالیت این آنزیم کاهش یافت. بیشترین میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز به میزان 75/1 میکرومول بر گرم در دقیقه متعلق به تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر بود. همچنین نتایج نشان داد در بین ژنوتیپ‏های پنبه بیشترین میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز به میزان 1/1 میکرومول بر گرم در دقیقه متعلق به ژنوتیپ ال ام 1303 بود و بین دو ژنوتیپ ال ام 1673 (02/1 میکرومول بر گرم در دقیقه) و شایان (96/0 میکرومول بر گرم در دقیقه) اختلاف آماری معنی داری مشاهده نشد (جدول 1). در این مطالعه مشخص شد که فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز تا شوری 8 دسی زیمنس بر متر افزایش یافته و پس از آن کاهش یافته است و علت کاهش فعالیت آن در شرایط شوری 12 دسی زیمنس به دلیل افزایش بیش از حد تولید گونه های فعالی اکسیژن از قبل رادیکال سوپر اکسید بوده که منجر به غلبه بر فعالیت این آنزیم و افت فعالیت آنزیم شده است. نتایج مشابهی توسط سعیدزاده و همکاران (1396) در گیاه برنج گزارش شده است. افزایش میزان فعالیت آنزیم آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در شرایط شوری منجر به افزایش سمیت‏زدایی یون سوپراکسید و کاهش آسیب اکسیداتیو به سلول از طریق تبدیل یون سوپراکسید به پراکسید هیدروژن و اکسیژن مولکولی می‏گردد (Jovanka et al., 2013). افزایش بیشتر سطح شوری تا 12 دسی زیمنس بر متر منجر به کاهش فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز شد. کاهش میزان فعالیت این آنزیم در شوري 12 دسی زیمنس بر متر می‏تواند ناشی از ایجاد رادیکالهاي آزاد اکسیژن در شرایط تنش شوري و حمله آنها به آنزیمهاي آنتی‏اکسیدان و ایجاد آسیبهاي اکسیداتیو باشد. در این مطالعه به نظر می رسد رقم ال ام 1303 که دارای فعالیت سوپراکسیددیسموتاز بیشتری بود دارای حساسیت بیشتری نسبت به تنش شوری بود. در مطالعه سعیدزاده و همکاران (1396) نیز مشخص شد که بیشترین میزان فعالیت آنزیم های سوپراکسید دیسموتاز و پراکسیداز در ارقام حساس به تنش شوری به دست آمد که تأیید کننده نتایج حاصل از این مطالعه بود. در مطالعه کائور و همکاران (2016) نیز فعالیت این آنزیمها در برگهاي ارقام حساس به شوري افزایش یافت، که با نتایج حاصل از این مطالعه مطابقت داشت. روند تغییرات میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز نیز مشابه آنزیم سوپراکسید دیسموتاز بود و بیشترین میزان فعالیت آن به مقدار 61/1 میکرومول بر گرم در دقیقه در تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر حاصل شد و کمترین میزان فعالیت این آنزیم به مقدار 35/0 میکرومول بر گرم در دقیقه متعلق به تیممار شوری 4 دسی زیمنس بر متر بود. همچنین نتایج نشان داد بالاترین و کمترین میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز به ترتیب به مقادیر 02/1 و 87/0 میکرومول بر گرم در دقیقه در ژنوتیپ ال ام 1303 و رقم شایان به دست آمد (جدول 1). افزایش میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز همانند آنزیم سوپراکسید دیسموتاز بود و در شوری 8 دسی زیمنس بر متر بالاترین میزان فعالیت را داشت. حسااسیت بیشتر ژنوتیپ ال ام 1303 به شوری هم منجر به افزایش میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز در این ژنوتیپ شده است. Mishra و همکاران (2013) ضمن به دست آوردن نتایج مشابه گزارش کردند که ارقام متحمـل‏تـر بـه شـوري فعالیـت آنـزیم کاتـالاز، گلوتاتیون پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز کمتري نشان دادنـد. در این مطالعه نیز این وضعیت در رقم شایان مشاهده گردید.

نتیجه‌گیری کلی

در شرایط شوری آب آبیاری به دلیل القای تنش اکسیداتیو میزان گونه های فعال اکسیژن از قبیل پراکسید هیدروژن افزایش یافته و خسارت به غشای سلولی بیشتر می گردد. بر اساس نتایج این مطالعه مشخص شد که شرایط تنش شوری منجر به افزایش تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید در ژنوتیپهای موتانت پنبه شده و میزان پراکسیداسیون لیپید نیز افزایش یافته است. به دنبال آن میزان سیستمهای آنتی اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی فعالیت بیشتری پیدا میکنند.براساس نتایج حاصل از این مطالعه مشخص شد رقم ال ام 1303 بیشترین حساسیت را به تنش شوری داشته و در شرایط شوری آب آبیاری به دلیل افزایش پراکسیداسیون لیپیدی ناشی از تولید پراکسید هیدروژن و مالون دی آلدئید میزان پرولین، فنول، فلاونوئید، اسید آسکوربیک و آنتوسیانین افزایش یافته و همچنین و مقدار فعالیت آنزیمهای کاتالاز، پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز و گلئوتاتیون ردوکتاز نیز برای غلبه بر تنش اکسیداتیو افزایش می یابد.

منابع

1)       سعیدزاده، ف.، تقی زاده، ر و. ا ف، قربان. 1396. بررسی اثر شوري بر صفات زراعی و بیوشیمیایی ارقام مختلف برنج تحت شرایط مزرعه. فصلنامه علمی پژوهشی فیزیولوژي گیاهان زراعی- دانشگاه آزاد اسلامی واحد اهواز، 9(36): 122-101.

2)       دیانت مهارلویی، ز و. ک، پوستینی. 1397. بررسی تأثیر تنش شوری بر برخی ويژگیهای فیزيولوژيك و بیوشیمیايی يونجه. علوم گیاهان زراعی ایران، 49(1): 10-1.

3)       رهنمون، ح.، قاسیم، ع.، نعمت، ف.، شکاری، ن و. ع، اصغرزاده. 1392. تاثیر تنش شوری روی برخی رفتارهای اکوفیزیولوژیکی نژادگان های گزینش شده بادامPrunus amygdalus B. علوم و فنون باغبانی، 10(2): 176-167.

4)       نورمحمدی، ز.، اسماعیل‌پور، ب.، آذرمی، ر.، شیخ علی‌پور، م.، چمنی، ا و. ر، شهبازی یاجلو. 1400. بررسی اثر ملاتونین بر خصوصیات رشد، فیزیولوژی و بیوشیمیایی گیاه استویا تحت شرایط تنش شوری. دوفصلنامه علوم سبزیها، 5(9): 17-1.

5)       Arnao, M. B. and J, Hernandez-Ruiz. 2014. Melatonin: plant growth regulator and/or biostimulator during stress? Trends in Plant Science, 19(12): 789-797.

6)       Bailly, C. 2004. Active oxygen species and antioxidants in seed biology. Seed Science Research, 14:93-107.

7)       Bates, L.S., Walden, R.P. and I.D, Teave. 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39:205-207.

8)       Bradford, M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72: 248-252.

9)       Chance. B. and A.C, Maehly. 1955. Assay of catalase and peroxidases. Methods Enzymology, 2: 764-775.

10)       Chang, C., Yang, M. Wen, H. and J, Chern. 2002. Estimation of total flavonoid content in propolbytwocomplementarycolorimetermethods. Journal of Food Drug analysis, 10: 178-182.

11)       Du, Z. and W.J, Bramlage. 1992. Modified thiobarbituric acid assay for measuring lipid oxidation in sugar-rich plant tissue extracts. Journal of Agriculture and Food Chemistry, 40: 1566-1570.

12)       Ghiazdowska, A., Krasuska, U. and R, Bogatek. 2010. Dormancy removal in apple embryos by nitric oxide or cyanide involves modifications in ethylene biosynthetic pathway. Plant, 232: 1397-1407.

13)       Gill, S.S. and A, Tuteja. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry, 48: 909-930.

14)       Hoekstra, F.A., Golovina, E.A. and J, Buitink. 2018. Mechanisms of plant desiccation tolerance. Trends in Plant Scence, 6: 431–438.

15)       Hosseini, S. J., Tahmasebi, Z. and H, Pirdashti. 2012. Screening of rice (Oryza sativa L.) genotypes for NaCl tolerance at early seedling stage. International Journal of Agronomy and Plant Production, 3(8): 274-283.

16)       Ismail, A. M. and T, Horie. 2017. Genomics, Physiology, and Molecular Breeding Approaches for Improving Salt Tolerance. Annual Review of Plant Biology, 68: 405-434.

17)       Jovanka, M.D., Nemanja, S., Svetlana, R., Zivko, J., Aleksandar, M. and M, Vesna. 2013. Differential response of three contrasting pea (Pisum arvense, P. sativum and P. fulvum) species to salt stress: assessment of variation in antioxidative defence and miRNA expression. Australian Journal of Crop Science, 7: 13. 2145-2153.

18)       Kaur, N., Dhawan, M., Sharma, I. and P, K. Pati. 2016. Interdependency of Reactive Oxygen Species generating and scavenging system in salt sensitive and salt tolerant cultivars of rice. BMC plant biology, 16(1): 131.

19)       Kibria, M. G., Hossain, M., Murata, Y. and M. A, Hoque. 2017. Antioxidant Defense Mechanisms of Salinity Tolerance in Rice Genotypes. Rice Science, 24(3): 155-162.

20)       Mishra, P., Bhoomika, K. and R. S, Dubey. 2013. Differential responses of antioxidative defense system to prolonged salinity stress in salt-tolerant and salt-sensitive Indica rice (Oryza sativa L.) seedlings. Protoplasma, 250(1): 3-19.

21)       Moller, I.M., Jensen, P.E. and A, Hansson. 2017. Oxidative modifications to cellular components in plants. Annual Review in Plant Biology, 58: 459–481.

22)       Nabiollahi, K., Taghizadeh-Mehrjardi, R., Kerry, R. and S, Moradian. 2017. Assessment of soil quality indices for salt-affected agricultural land in Kurdistan Province, Iran. Ecological Indicators, 83: 482-494.

23)       Noctor, C. and C.H, Foyer. 1998. Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen under control. Annual Review in Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 49, 249-279.

24)       Oliveira, J.T.A., Andrade, N.C., Martins-Miranda, A.S., Soares, A.A., Gondim, D.M.F. and J.H, Araujo. 2012. Differential expression of antioxidant enzymes and PR-proteins in compatible and incompatible interactions of cowpea (Vigna unguiculata) and the root-knot nematode Meloidogyne incognita. Plant Physiology and Biochemistry, 51: 145–152.

25)       Rachoski, M., Gazquez, A., Calzadilla, P., Bezus, R., Rodriguez, A., Ruiz, O. and S, Maiale. 2015. Chlorophyll fluorescence and lipid peroxidation changes in rice somaclonal lines subjected to salt stress. Acta Physiologiae Plantarum, 37(6): 117-128.

26)       Roshani, G.h. and Mir J, Ghasemi. 2014. Study on effect of salinity on some morphological responses of 31 cotton genotypes. Plant Environmental Physiology Journal, 9(36): 47-57.

27)       Sarani, S., Mostafa, M., Galoi, M. and B.A, Syahsar. 2012. The effects of salinity and iron on the growth, photosynthetic pigments and electrophoretic bands of German chamomile (Marticaria chamomilla L.) and Roman chamomile (Anthemis nobilis L.). Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 29(4): 732-746.

28)       Sgherri, C.L.M., Liggini, S. Puliga, F. and F, Navari-Izzo. 1994. .Antioxidant system in Sporoblus stapfianus. Changes in response to desiccation and rehydration. Phytochemistry, 35: 561-565.

29)       Zhang, M., Zhuo, J. J., Wang, X., Wu, S. and X. F, Wang. 2010. Optimizing seed water content: relevance to storage stability and molecular mobility. Journal of Integrated Plant Boiogy, 52: 324–33.

30)       Zhu, X.C., Song, F.B. and S.Q, Liu. 2011. Arbuscular mycorrhiza impacts on drought stress of maize plants by lipid peroxidation, proline content and activity of antioxidant system. Journal of Food Agriculture and Environment, 9: 583-587.