• صفحه اصلی
  • اثر عصاره‌های آبی و الکلی شاخسارهای رویشی و زایشی Ajuga Chamaecistus و Ajuga austro-iranica (Lamiaceae) بر رشد برخی باکتری‌ها و قارچ‌ها

اشتراک گذاری

آدرس مقاله


کد مقاله : SJOAPB-2007-1305 (R1) بازدید : 451 صفحه: 5 - 16

نوع مقاله: پژوهشی

اثر عصاره‌های آبی و الکلی شاخسارهای رویشی و زایشی Ajuga Chamaecistus و Ajuga austro-iranica (Lamiaceae) بر رشد برخی باکتری‌ها و قارچ‌ها

محورهای موضوعی : میکروب شناسی

فرخنده رضانژاد 1 , صدیقه مهرابیان 2

1 - استاد، گروه زیست‌شناسی، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران
2 - استاد، گروه زیست‌شناسی، دانشگاه تربیت معلم، تهران، ایران.

تاریخ دریافت : 1399/04/16 تاریخ پذیرش : 1399/07/16 تاریخ انتشار : 1399/07/01

کلید واژه: شاخسارهای رویشی و زایشی, قارچ‌ها, آژوگا, گرم منفی, باکتری‌ها, گرم مثبت,

چکیده مقاله :

هدف: هدف پژوهش حاضر مطالعه و مقایسه اثرات ضد میکروبی عصاره آبی و متانولی ساختارهای رویشی و زایشی دو گونهA. Chamaecistusو A. austro-iranica روی چندین گونۀ قارچ و باکتری است. مواد و روش‌ها:در این پژوهش عصاره‌های آبی و متانولی دو گونه آژوگا (Ajuga Chamaecistusو (A. austro-iranica از تیره نعناع در برابر باکتری گرم مثبت (Satphyloccocus aureou)، گرم منفی Pseudomonas aeroginosa) و (Proteus vulgarisو قارچ‌ها (Aspergillus nigerوFusarium solani) بررسی شد. نوشاخه‌های رویشی و زایشی گیاه مورد بررسی، پودر و استریل شدند و عصاره‌های آبی و متانولی آنها تهیه شد. برای بررسی اثرات ضد میکروبی و تعیین غلظت مهاری حداقل، غلظت‌های 50، 100 و 200 میلی‌گرم در میلی‌لیتر عصاره‌ها تهیه گردید. همه آزمایش‌ها سه بار تکرار شدند. مطالعه فعالیت ضد باکتریایی با روش چاهک (cup-plate) و فعالیت ضد قارچی با روش چاهک و pour plate انجام شد. یافته‌ها:بررسی اثر ضد باکتریایی عصاره‌های آبی روی میکروب‌های مورد مطالعه نشان داد که فقط عصاره برگی (نوشاخه رویشی) A. chamaecistus روی S. aureus مؤثر است. این نتایج بیانگر این است که در باکتری‌های گرم منفی، وجود دیوارۀ لیپوپلی ساکاریدی سبب مقاومت بیشتر می‌شود. عصاره‌های متانولی هر دو گونه نسبت به عصاره‌های آبی فعال‌تر بودند و روی همۀ باکتری‌های مورد آزمایش و نیز قارچ A. niger اثر میکروب‌کشی داشتند. در هر دو گونه، عصاره‌های بخش زایشی، اثر ضدقارچی قوی‌تری نشان دادند. در گونه‌های مختلف این سرده، وجود ترکیبات فنلی، تانن‌ها و ترپنوئیدها که دارای خواص ضد میکروبی هستند، خاصیت ضد میکروبی این گیاه را تائید می‌کند. به هرحال، میزان اثر، به گونه و سویه گیاه و میکروب، بخش مورد آزمایش (بخش زایشی یا رویشی (ساقه، ریشه و برگ)) غلظت عصاره‌ها، فصل نمونه‌برداری گیاه مورد آزمایش یا به عبارتی سن نمونه و نوع خاک بستگی دارد.

چکیده انگلیسی:

Objectives: Study of antimicrobial effects of aqueous and methanolic extracts of vegetative and reproductive structures of A. Chamaecistus and A. austro-iranica on several fungi and bacteria Materials and Methods: Aquatic and methanolic extracts prepared from Ajuga Chamaecistus, A. austro-iranica were tested for antibacterial activity against gram positive (Satphyloccocus aureous and Streptococus pyogenes) and gram negative (Pseudomonas aeroginosa and Proteus vulgaris) bacteria and Aspergillus niger and fusarium solani. The vegetative and generative shoots of plants were powdered, sterilized, and extracted at 4°C with methanol and water. The concentrations of 50, 100 and 200 mgml-1 of methanolic and aquatic extracts were used to detect the minimum inhibitory concentration (MIC). All experiments were tested three times. The antibacterial effects were evaluated using the cup-plate and antifugal activity using cup-plate and pour plate Results: The antibacterial effect of aqueous extracts showed that only the leaf extract (vegetative extract) of A. chamaecistus is effective on S. aureus showing that in gram-negative bacteria, the presence of a lipopolysaccharide wall causes greater resistance. Methanolic extracts of both species were more active than aqueous extracts and had antimicrobial effects on all tested bacteria as well as A. niger. In both species, the extracts of the generative parts showed a stronger antifungal effect. In different species of this genus, the presence of phenolic compounds, tannins and terpenoids that have antimicrobial properties confirms the antimicrobial properties of this species. However, the amount of their effect depends on plant and microbe species, the tested parts (plant organs), the extracts concentration, the sampling season, the sample age and soil type.    

منابع و مأخذ:


  1. Camps F & Coll J. Insect allele chemicals from Ajuga plants. Phytochemistry. 1993; 32: 1361-1370.
    2.
  2. Masoudi S. Volatile constituents from different parts of three Lamiacea herbs from Iran. Iranian journal of pharmaceutical research: IJPR. 2018; 17(1): 365.
    3.
  3. Rechinger KH. Ajuga. In: Rechinger, KH (Ed.), Flora Iranica. Akademische Drucks Verlagsantalt, Graz; 1982, Vol. 150: 10–23.
    4.
  4. Toiu A, Mocan A, Vlase L, Pârvu AE, Vodnar DC, Gheldiu AM, Moldovan C & Oniga I. Comparative phytochemical profile, antioxidant, antimicrobial and in vivo anti-inflammatory activity of different extracts of traditionally used Romanian Ajuga genevensis L. and A. reptans L.(Lamiaceae). Molecules. 2019; 24(8): 1597.
    5.
  5. Takasaki M, Tokuda H, Nishino H & Konoshima T. Cancer chemopreventive agents (antitumor-promoters) from Ajuga decumbens. Journal of natural products. 1999; 62(7): 972-975.
    6.
  6. Adam K, Sivropoulou A, Kokkini S, Lanaras T & Arsenakis M. Antifungal activities of Origanum vulgare subsp. hirtum, Mentha spicata, Lavandula angustifolia, and Salvia fruticosa essential oils against human pathogenic fungi. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1998; 46(5): 1739-1745.
    7.
  7. Aguiar GP, Lima KA, Severiano ME, Groppo M & Ambrósio SR. 2018. Antifungal activity of the essential oils of Plectranthus neochilus (Lamiaceae) and Tagetes erecta (Asteraceae) cultivated in brazil. Int J Complement Alt Med. 2018; 11(1): 00343.
    8.
  8. Bremner PD, Simmonds MS, Blaney, WM & Veitch NC. Neo-clerodane diterpenoid insect antifeedants from Ajuga reptans cv catlins giant. Phytochemistry. 1998; 47(7): 1227-1232.
    9.
  9. Callebaut A, Terahara N, De Haan, M & Decleire M. Stability of anthocyanin composition in Ajuga reptans callus and cell suspension cultures. Plant cell, tissue and organ culture. 1997; 50(3): 195.
    10.
  10. Encarnacion Dimayuga R, Virgen M & Ochoa N. Antimicrobial activity of
    medicinal plants from Baja California Sur (Mexico). Pharmaceutical biology. 1998; 36(1): 33-43.
    11.
  11. Ganaie HA, Ali MN, Ganai BA, Meraj M & Ahmad M. Antibacterial activity of
    14, 15-dihydroajugapitin and 8-o-acetylharpagide isolated from Ajuga bracteosa
    Wall ex. Benth against human pathogenic bacteria. Microbial pathogenesis. 2017; 103: 114-118.
    12.
  12. Manena T & Muyima NYO. Comparative evaluation of the antimicrobial activities of essential oils of Artemisis afra, Pteronia and Rosmarinus officinalis on selected bacteria and yeast strains. Letters in Applied Microbioligy. 1999; 28: 291- 296.
    13.
  13. Terahara N, Callebaut A, Ohba R, Nagata T, Ohnishi-Kameyama M & Suzuki M. Triacylated anthocyanins from Ajugareptans flowers and cell cultures. Phytochemistry. 1996; 42(1):
    199-203.
    14.
  14. Tomás J, Camps F, Claveria E, Coll J, Melé E & Messeguer J. Composition and location of phytoecdysteroids in Ajuga reptans in vivo and in vitro cultures. Phytochemistry. 1992; 31(5): 1585-1591.
    15.
  15. Yagi T, Morisaki M, Kushiro T, Yoshida H & Fujimoto Y. Biosynthesis of 24β-alkyl-Δ25-sterols in hairy roots of Ajuga reptans var. atropurpurea. Phytochemistry. 1996; 41(4): 1057-1064.
    16.
  16. Yang D, Michel L, Chaumont JP & et al. Use of caryophyllene oxide as an antifungal agent in an in vitro experimental model of unychomycosis. Mycopathologia. 1999; 148(1):79–82.
    17.
  17. Zengin H & Baysal AH. Antibacterial and antioxidant activity of essential oil terpenes against pathogenic and spoilage-forming bacteria and cell structure-activity relationships evaluated by SEM microscopy. Molecules. 2014; 19(11): 17773-17798.
    18.
  18. Sahakyan N, Petrosyan M & Trchounian A. Comparative analysis of chemical composition and biological activities of Ajuga genevensis L. in vitro culture and intact plants. Int J Biol Biomol Agric Food Biotechnol Eng. 2016; 10: 322-326.
    19.
  19. Madhavi DL, Juthangkoon S, Lewen K, Berber-Jimenez MD & Smith MAL. Characterization of anthocyanins from Ajuga pyramidalis metallica crispa cell cultures. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1996; 44(4): 1170-1176.
    20.
  20. Mohammadhosseini M, Pazoki A, Zamani HA & Akhlaghi H. Chemical composition of the essential oil from aerial parts of Ajuga chamaecistus Ging. subsp. scopria in Brackish regions of Iran. Journal of Essential Oil Bearing Plants. 2011; 14(1): 101-105.
    21.
  21. Madhavi DL, Smith MAL, Linas AC & Mitiku G. Accumulation of ferulic acid in cell cultures of Ajuga pyramidalis metallica crispa. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1997; 45(4): 1506-1508.
    22.
  22. Movahhedin N, Zengin G, Bahadori MB, Sarikurkcu C, Bahadori S & Dinparast L. Ajuga chamaecistus subsp. scoparia (Boiss.) Rech. f.: A new source of phytochemicals for antidiabetic, skin-care, and neuroprotective uses. Industrial Crops and Products. 2016; 94: 89-96.
    23.
  23. Tafesse TB, Hymete A, Mekonnen Y & Tadesse M. Antidiabetic activity and phytochemical screening of extracts of the leaves of Ajuga remota Benth on
    alloxan-induced diabetic mice. BMC complementary and alternative medicine. 2017; 17(1): 1-9.
    24.
  24. Bhalodia NR, Shukla VJ. Antibacterial and antifungal activities from leaf extracts of Cassia fistula: An ethnomedicinal plant. Journal of advanced pharmaceutical technology and research. 2011; 2(2): 104-109.
    25.
  25. Abi-Ayad M, Abi-Ayad FZ, Lazzouni HA, Rebiahi SA & Ziani_Cherif C. Chemical composition and antifungal activity of Aleppo pine essential oil. Journal of Medicinal Plants Research. 2011; 5(22): 5433-5436.
    26.
_||_

مقالات مرتبط

حقوق این وب‌سایت متعلق به سامانه مدیریت نشریات دانشگاه آزاد اسلامی است.
حق نشر © 1403-1400

صفحه اصلی| عضویت/ ورود| درباره سند| تماس با ما|
[English] [العربية] [en] [ar]