ریزازدیادی توسط IBA و Kin و القای تتراپلویید توسط کلشی‌سین در ارکید فالانوپسیس
محورهای موضوعی : فیزیولوژی گیاهی
محسن محمدی
1
,
بهزاد کاویانی
2
,
شهرام صداقت حور
3
1 - دانشجوی دکتری، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران
2 - دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران
3 - دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت، ایران
کلید واژه: عامل ضدمیتوز, تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی, گیاهان زینتی, پلی‌پلوییدی, تکثیر درون‌شیشه‌ای,
چکیده مقاله :
یکی از مهم‌ترین ارکیدهای جهان، فالانوپسیس (Phalaenopsis amabilis) است که حدود 70 درصد از بازار جهانی ارکیدها را به خود اختصاص داده است. این ارکید به صورت گیاه شاخه بریده یا گلدانی مورد استفاده قرار می گیرد. برای ریزازدیادی این ارکید از ریزنمونه‌‌ی اجسام شبه‌پروتوکورم (PLBs)، محیط کشت موراشیگ و اسکوگ (MS) و تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی؛ ایندول-3-بوتیریک اسید (IBA) در غلظت‌های صفر، 1/0، 2/0، 5/0 و 1 میلی‌گرم بر لیتر و کینتین (Kin) در غلظت‌های صفر، 5/0، 1، 2 و 3 میلی‌گرم بر لیتر استفاده شد. نتایج نشان داد که بالاترین طول برگ (10/4 سانتی‌متر) در تیمار 1 میلی‌گرم بر لیتر IBA همراه با 2 میلی‌گرم بر لیتر Kin، بیشترین تعداد برگ (25/5) در تیمار 2/0 میلی‌گرم بر لیتر IBA همراه با 5/1 میلی‌گرم بر لیتر Kin، و بالاترین طول ریشه (85/6 سانتی‌متر) در تیمار 2/0 میلی‌گرم بر لیتر IBA همراه با 1 میلی‌گرم بر لیتر Kin، به‌دست آمد. برای القای پلی‌پلوئیدی، از PLBs به عنوان ریزنمونه و از کلشی‌سین در 4 سطح (0، 05/0، 1/0، 15/0 درصد) به مدت 72 ساعت به عنوان عامل ضدمیتوز استفاده شد. نتیجه‌ی آنالیز فلوسایتومتری و صفات مورفولوژیکی و آناتومیکی نشان داد که استفاده از غلظت 15/0 درصد کلشی‌سین باعث القای گیاهان تتراپلویید شد.
منابع
1) Alan, A.R., W. Lim, M.A. Mutschler and E.D. Earle. 2007. Complementary strategies for ploidy manipulations in gynogenic onion (Allium cepa L.). Plant Sci. 173: 25–31.
2) Amoo, S.O., A.O. Aremu, M. Moyo, L. Szucova, K. Dolezal and J. van Staden. 2014. Physiological effects of a novel aromatic cytokinin analogue in micropropagated Abe arborescens and Harpagophytum procumbens. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 116: 17–26.
3) Atichart, P. and S. Bunnag. 2007. Polyploid induction in Dendrobium Secundum (Bl.) Lindl. By in vitro techniques. Thai J. Agric. Sci. 40: 91–95.
4) Baker, A., B. Kaviani, Gh. Nematzadeh and N. Negahdar. 2014. Micropropagation of Orchis catasetum - A rare and endangered orchid. Acta Sci. Polo. Hort. Cult. 73 (2): 197–205.
5) Bektas, E. and A. Sokmen. 2016. In vitro seed germination, plantlet growth, tuberization and synthetic seed production of Serapias vomeraceae (Burm.f.) Briq. Turk. J. Bot. 40: 584–594.
6) Bhattacharyya, P., S. Kumaria and P. Tandon. 2016. High frequency regeneration protocol for Dendrobium nobile: A model tissue culture approach for propagation of medicinally important orchid species. South Afr. J. Bot. 104: 232–243.
7) Chen, W.H., C.Y. Tang and Y.L. Kao. 2009. Ploidy doubling by in vitro culture of excised protocorms or protocorm-like bodies in Phalaenopsis species. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 98: 229–238.
8) Dhooghe, E., K. Van Laere, T. Eeckhaut, L. Leus and J. Van Huylenbroeck. 2011. Mitotic chromosome doubling of plant tissues in vitro. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 104: 359–373.
9) Engelmann, F. 2011. Use of biotechnologies for the conservation of plant biodiversity. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 47: 5–16.
10) Firoz Alam, M., P. Sinha and M. Lokman Hakim. 2010. Micropropagation of Vanda teres (Roxb) Lindle. protocols for in vitro propagation of ornamental plants. Humana Press Springer Protocols, UK, pp. 400.
11) Giridhar, P., B. Obul Reddy and G.A. Ravishankar. 2001. Silver nitrate influences in vitro shoot multiplication and root formation in Vanilla planifolia. Current Sci. 81 (9): 1166–1170.
12) Goswami, K., S. Yasmin, K.M. Nasiruddin, F. Khatum and J. Akte. 2015. In vitro regeneration of Dendrobium sp. of orchid using leaf tip as explant. J. Environ. Sci. Nat. Res. 8 (2): 75–78.
13) Huy, N.P., D.T.T. Tam, V.O. Luan, H.T. Tung, V.T., Hien, H.T.M. Ngan, P.N. Duy and D.T. Nhut. 2019. In vitro polyploid induction of Paphiopedilum villosum using colchicine. Sci. Hort. 252: 283–290.
14) Kaviani, B., N. Negahdar, A. Baker and N. Mosafer. 2017. In vitro micropropagation of an endangered orchid species (Orchis catasetum) through protocorms: the effect of plant growth regulators and iron Nano-chelate. Plant Res. 30 (1): 215–225.
15) Kuo, H.I., J.T. Chen and W.C. Chang. 2005. Efficient plant regeneration through direct somatic embryogenesis from leaf explants of Phalaenopsis ‘Little Steeve’. In Vitro Cell. Dev. Biol.- Plant, 41: 453–456.
16) Luo, J.P., C. Wawrosch and B. Kopp, 2009. Enhanced micropropagation of Dendrobium huoshanense C.Z. Tang et S.J. Sheng through protocorm-like bodies: the effect of cytokinins, carbobydrate sources and cold pretreatment. Sci. Hort. 123: 258–262.
17) Mahendran, G. and V. Normatha. 2009. Mass propagation of Satyrium nepalense D. Don, A. medicinal orchid via seed culture. Sci. Hort. 119: 203–207.
18) Malabadi, R.B., G.S. Mulgund and N. Kallappa. 2005. Micropropagation of Dendrobium nobile from shoot tip sections. J. Plant Physiol. 162: 473–478.
19) Maridass, M., R. Mahesh, G. Raju, A. Benniamin and K. Muthuchelian. 2010. In vitro propagation of Dendrobium nanum through rhizome bud culture. Intl. J. Biol. Technol. 1 (2): 50–54.
20) Martin, K.P. and J. Madassery. 2006. Rapid in vitro propagation of Dendrobium hybrids through direct shoot formation from foliar explants, and protocorm-like bodies. Sci. Hort. 108: 95–99.
21) Miguel, T.P. and K.W. Leonhardt. 2011. In vitro polyploid induction of orchids using oryzalin. Sci. Hort. 130 (1): 314–319.
22) Murashige, T. and Skoog. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473–497.
23) Nayak, N.R., S. Sahoo, S. Patnaik and S.P. Rath. 2002. Establishment of thin cross section (TCS) culture method for rapid micropropagation of Cymbidium alofolium (L.) SW. and Dendrobium nobile Lindl. (Orchidaceas). Sci. Hort. 94: 107–116.
24) Nongdam, P. and L. Tikendra. 2014. Establishment of an efficient in vitro regeneration protocol for rapid and mass propagation of Dendrobium chrysontoxum Lindl. using seed culture. The Sci. World J. 2: 48–55.
25) Nongdam, P., C. Nirmala and R. Tewari. 2006. In vitro multiplication of Cymbidium pendulum orchids via embryo culture. Plant Cell Biotechnol. Mol. Biol. 7: 145–150.
26) Panwar, D., K. Ram and H.N. Shekhawat. 2012. In vitro propagation of Eulophia nuda Lindl. an endangered orchid. Sci. Hort. 139: 46–52.
27) Park, S.Y., E.C. Yeung, D. Chakrabarty and K.Y. Peak. 2002. An efficient direct induction of protocorm-like bodies from leaf subepidermal cells of Doritaenopsis hybrida using thin-section culture. Plant Cell Rep. 21: 46–51.
28) Paromik, B., K. Suman and T. Pramod. 2016. High frequency regeneration protocol for Dendrobium nobile: A model tissue culture approach for propagation of medicinally important orchid species. South Afr. J. Bot. 104: 232–243.
29) Rahman, S.M., F.M. Hasan, R. Das, S.M. Hossain and M. Rahman. 2009. In vitro micropropagation of orchid (Vanda tessellatal L.) from shoot tip explant. J. Biol. Sci. 17: 139–144.
30) Roy, A.R., R.S. Patel, V.V. Patel, S. Sajeev and B.C. Deka. 2011. Asymbiotic seed germination, mass propagation and seedling development of Vanda coerulea Griff ex. Lindl. (Blue Vanda): An in vitro protocol for an endangered orchid. Sci. Hort. 128: 325–331.
31) Russell, G. 2004. Stomatal guard cell measurements using leaf prints. Certified Senior Advisor J. 4: 137–139.
32) Saiprasad, G.V.S., P. Raghveer, S. Khetarpal and R. Chandar. 2004. Effect of various polyamines on production of protocorm-like bodies in orchid, Dendrobium ‘Sonia’. Sci. Hort. 100: 161–168.
33) Sarathum, S., M. Hegele, S. Tantiviwat and M. Nanakorn. 2010. Effect of concentration and duration of colchicine treatment on polyploidy induction in Dendrobium scabrilingue L. Eur. J. Hortic. Sci. 75 (3): 123–127.
34) Shao, J. and C. Chen. 2003. In vitro induction of tetraploid in pomegranate (Punica granatum). Plant Cell Tiss. Org. Cult. 75 (3): 241–246.
35) Teixeira da silva, J.A., N. Singh and M. Tanaka. 2006. Priming biotic factors for optimal protocorm-like body and callus induction in hybrid Cymbidium (Orchidanceae), and assessment of cytogenetic stability in regenerated plants. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 84: 135–144.
36) Tuwo, M. and A. Indrianto. 2016. Improvement of orchid Cattleya hybrid (Cattleya intermedia var. Orlata) by colchicines treatment in vitro. Modern Appl. Sci. 10 (71): 83–89.
37) Vichiato, M.R., M. Pasqual, F.A. Rodrigues and D.M. Castro. 2014. Morphological effects of induced polyploidy in Dendrobium nobile Lindl. (Orchidaceae). Crop Breed. Appl. Biotechnol. 14 (3): 154–159.
38) Yenchon, S. and S. Te-chato. 2014. Polypolidy induction of Dendrobium formosum by colchicine treatment in vitro. Acta Hortic. 1025 (12): 81–88.
39) Zeng S., K. Wua, J.A. Teixeira da Silva, J. Zhanga, Z. Chena, N. Xiaa and J. Duan. 2012. Asymbiotic seed germination, seedling development and reintroduction of Paphiopedilum wardii Sumerh., an endangered terrestrial orchid. Sci. Hort. 138: 198–209.
40) Zhang, W. and H. Hao. 2010. Tetraploid Vanilla planifolia alters morphological characteristics and improves fruit quality. Sci. Hort. 125 (3): 396–400.