تأثیر باکتری محرک رشد و قارچ میکوریزا بر صفات مورفوفیزیولوژیکی گیاه بادرنجبویه (Melissa officinalis L.) تحت شرایط تنش خشکی
الموضوعات :اولیا اسحاقی گرجی 1 , هرمز فلاح 2 , یوسف نیک نژاد 3 , داوود براری تاری 4
1 - گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران.
2 - گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران.
3 - گروه زراعت، واحد آیت‌اله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران، مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، واحد آیت‌اله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران.
4 - گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران.
الکلمات المفتاحية: Glomus mosseae, کلروفیل, محتوای نسبی آب برگ, آنزیمهای آنتی اکسیدانی, سرعت فتوسنتز, Azospirillum brasilense,
ملخص المقالة :
بهرهگیری از رابطه همزیستی گیاهان با قارچهای آربوسکولار میکوریز و باکتریهای محرک رشد، یکی از راهکارهای کاهش تنش خشکی در گیاهان است. به همین منظور، مطالعه حاضر با هدف ارزیابی اثرات کاربرد باکتری محرک رشد و قارچ میکوریزا بر خصوصیات کمی و کیفی گیاه بادرنجبویه (Mellisa officinalis) تحت تنش خشکی اجرا گردید. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملاً تصادفی با پنج تکرار در گلخانه دانشگاه آزاد اسلامی واحد آیت الله آملی در سال 1399 اجرا شد. تنش خشکی در دو سطح (شاهد یا 100 درصد ظرفیت زراعی و 50 درصد ظرفیت زراعی) به عنوان فاکتور اول و تلقیح بذر با میکروارگانیسمهای همزیست در چهار سطح (بدون تلقیح، تلقیح با باکتری Azospirillum brasilense سویه Sp245 (CFU/mL 108)، تلقیح با قارچ Glomus mosseae (100 گرم در هر گلدان) و تلقیح با A. brasilense+ G. mosseae) به عنوان فاکتور دوم در نظر گرفته شدند. نتایج تحقیق حاضر نشان دادند که تنش خشکی با کاهش محتوای آب نسبی باعث کاهش نسبت تعرق ، هدایت روزنهای ،غلظت دیاکسید کربن زیر روزنهای و میزان فتوسنتز گیاه نسبت به شاهد شد. تنش خشکی همچنین با افزایش تجمع پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال باعث القای تنش اکسیداتیو و در نتیجه، آسیب به غشاءهای زیستی و دستگاه فتوسنتزی گیاه بادرنجبویه نسبت به شاهد شد. با این حال، تلقیح با قارچ و باکتری، به ویژه تلقیح توأم قارچ و باکتری، با افزایش محتوای پرولین و محتوای آب نسبی برگ، باعث بهبود نسبت تعرق، هدایت روزنهای، غلظت دیاکسید کربن زیر روزنهای و فتوسنتز تحت تنش خشکی شدند. تلقیح گیاه با قارچ و باکتری سبب افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدانی و سیستم گلی اکسالاز، و درنتیجه، تقلیل تنش اکسیداتیو در شرایط تنش خشکی شدند که با محافظت از غشاهای زیستی و رنگیزه های فتوسنتزی، باعث بهبود رشد گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی شدند. بنابراینبا توجه به نتایج تحقیق حاضر ثابت شد که کاربرد قارچ G. mosseae و باکتری محرک رشد A. brasilense سبب تعدیل اثرات منفی تنش خشکی بر گیاه بادرنجبویه گردید.
Abbaszadeh, B., Layeghhaghighi, M., Azimi, R. and Hadi, N. (2020). Improving water use efficiency through drought stress and using salicylic acid for proper production of Rosmarinus officinalis L. Industrial Crops and Products, 144: 111893.
Abdullaev, F.I. and Espinosa-Aguirre, J.J. (2004). Biomedical properties of saffron and its potential use in cancer therapy and chemoprevention trials. Cancer Detection and Prevention, 28(6): 426-432.
Abedi, T. and Pakniyat, H. (2010). Antioxidant enzyme changes in response to drought stress in ten cultivars of oilseed rape (Brassica napus L.). Czech Journal of Genetics and Plant Breeding, 46: 27-34.
Allen, R.G., Pereira, L.S., Raes, D. and Smith, M. (2000). Crop evapotranspiration. FAO irrigation and drainage paper, no. 56. FAO, Roma, 1–300
Argyropoulos, D. and Müller, J. (2014). Changes of essential oil content and composition during convective drying of lemon balm (Melissa officinalis L.). Industrial Crops and Products, 52: 118-124.
Arshad, M., Shaharoona, B. and Mahmood, T. (2008). Inoculation with Pseudomonas spp. containing ACC-Deaminase partially eliminates the effects of drought stress on growth, yield and ripening of pea (Pisum sativum L.). Pedosphere, 18: 611-620.
Artursson, V. and Jansson, J.K. (2003). Use of bromodeoxyuridine immunocapture to identify active bacteria associated with arbuscular mycorrhizal hyphae. Applied and Environmental Microbiology, 69(10): 6028-6215.
Auge, R.M. (2001). Water relations, drought and vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhizae, 11: 3-42.
Auge, R.M., Toler, H.D. and Saxton, A.M. (2015). Arbuscular mycorrhizal symbiosis alters stomatal conductance of host plants more under drought than under amply watered conditions: a meta-analysis. Mycorrhiza, 25(1): 13-24.
Bacelar, E.A., Moutinho-Pereira, J.M., Goncalves, B.C., Ferreira, H.F. and Correia, C.M. (2007). Changes in growth, gas exchange, xylem hydraulic properties and water use efficiency of three olive cultivars under contrasting water availability regimes. Environmental and Experimental Botany, 60(2): 183–192.
Bates, L.S., Waldren, R.P. and Teare, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205–207.
Batool, T., Ali, S., Seleiman, M.F. Naveed, N.H., Ali, A., Ahmed, K., Abid, M., Rizwan, M., Shahid, M.R., Alotaibi, M., Al-Ashkar, I. and Mubushar, M. (2020). Plant growth promoting rhizobacteria alleviates drought stress in potato in response to suppressive oxidative stress and antioxidant enzymes activities. Scientific Reports, 10: 16975
Begum, N., Ahanger, M.A., Su, Y., Lei, Y., Mustafa, N.S.A., Ahmad, P. and Zhang, L. (2019). Improved drought tolerance by AMF inoculation in maize (Zea mays) involves physiological and biochemical implications. Plants (Basel), 8(12): 579.
Begum, N., Wang, L., Ahmad, H., Akhtar, K., Roy, R., Khan, M.I. and Zhao, T. (2021). Co-inoculation of arbuscular mycorrhizal fungi and the plant growth-promoting rhizobacteria improve growth and photosynthesis in tobacco under drought stress by up-regulating antioxidant and mineral nutrition metabolism. Microbial Ecology. doi: 10.1007/s00248-021-01815-7.
Grichko, V.P. and Glick, B.R. (2001). Amelioration of flooding stress by ACC deaminase-containing plant growth promoting bacteria. Plant Physiology and Biochemistry, 39: 11-17.
Ghasemi-Omran, V.O., Ghorbani, A. and Sajjadi-Otaghsara, S.A. (2021). Melatonin alleviates NaCl-induced damage by regulating ionic homeostasis, antioxidant system, redox homeostasis, and expression of steviol glycosides-related biosynthetic genes in in vitro cultured Stevia rebaudiana Bertoni. In Vitro Cellular and Developmental Biology. 57: 319–331.
Ghorbani, A., Pishkar, L., Roodbari, N., Pehlivan, N. and Wu, C. (2021). Nitric oxide could allay arsenic phytotoxicity in tomato (Solanum lycopersicum L.) by modulating photosynthetic pigments, phytochelatin metabolism, molecular redox status and arsenic sequestration. Plant Physiology and Biochemistry. 167: 337–348.
Ghorbani, A., Tafteh, M., Roudbari, N., Pishkar, L., Zhang, W. and Wu, C. (2020). Piriformospora indica augments arsenic tolerance in rice (Oryza sativa) by immobilizing arsenic in roots and improving iron translocation to shoots. Ecotoxicology and Environmental Safety. 209: 111793.
Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2009). The effect of cold stress on the morphologic and physiologic characters of tow rice varieties in seedling stage. Journal of Crop Breeding. 1: 50–66.
Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2011). Effect of cold stress on the anatomy and morphology of the tolerant and sensitive cultivars of rice during germination. Journal of Cell and Tissue. 2(3): 235–244.
Hasanuzzaman, M., Hossain, M.A. and Fujita, M. (2011). Nitric oxide modulates antioxidant defense and methylglyoxal detoxification system and reduces salinity induced damage in wheat seedling. Plant Biotechnology Reports, 5: 353–365.
Heath, R.L. and Packer, L. (1968). Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125: 189–198.
Idrees, M., Khan, M.M.A., Aftab, T., Naeem, M. and Hashmi, N. (2010). Salicylic acid-induced physiological and biochemical changes in lemongrass varieties under water stress. Journal of Plant Interactions, 5(4): 293–303.
Kader, M.A., Main, M.H. and Hogue, M.S. (2002). Effects of Azotobacter inoculants on the yield and nitrogen uptake by wheat. Journal of Biological Sciences, 2: 259-261.
Khandan-Mirkohi, A., Taheri, M.R., Zafar-Farrokhi, F. and Rejali, F. (2016). Effects of arbuscular mycorrhizal fungus and plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) under drought stress on growth of ornamental osteospermum (Osteospermum hybrida ‘Passion Mix’). Iranian Journal of Horticultural Science, 47(2): 177-192.
Kohler, J., Herna´ndez, J.A., Caravaca, F. and Rolda´n, A. (2008). Plant-growth-promoting rhizobacteria and arbuscular mycorrhizal fungi modify alleviation biochemical mechanisms in water-stressed plants. Functional Plant Biology, 35: 141–151
La, V.H., Lee, B.R., Zhang, Q., Park, S.H., Islam, M.T., and Kim, T.H. (2018). Salicylic acid improves drought-stress tolerance by regulating the redox status and proline metabolism in Brassica rapa. Horticulture, Environment, and Biotechnology, 60: 31–40.
Li, J., Meng, B., Chai, H., Yang, X., Song, W., Li, S. and Lu, A., Zhang, T. and Sun, W. (2019). Arbuscular mycorrhizal fungi alleviate drought stress in C3 (Leymus chinensis) and C4 (Hemarthria altissima) grasses via altering antioxidant enzyme activities and photosynthesis. Frontiers in Plant Science. 10:499.
Liao, X., Chen, J., Guan, R., Liu, J. and Sun, Q. (2021). Two arbuscular mycorrhizal fungi alleviates drought stress and improves plant growth in cinnamomum migao seedlings. Mycobiology, 49(4): 396–405
Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophyll and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembrane. Methods in Enzymology, 148: 350-381.
Marulanda, A., Barea, J.M. and Azcon, R. (2009). Stimulation of plant growth and drought tolerance by native microorganisms (AM fungi and bacteria) from dry environments: mechanisms related to bacterial effectiveness. Journal of Plant Growth Regulation, 28(2): 115-124.
Moghadasan, S., Safipour Afshar, A. and Saeid Nematpour, F. (2016). The role of mycorrhiza in drought tolerance of marigold (Calendula officinalis L.). Journal of Crop Ecophysiology, 9(4): 521-532.
Mona, S.A., Hashem, A., Abd Allah, E.F., Alqarawi, A.A., Soliman, D.W.K., Wirth, S. and Egamberdieva, D. (2017). Increased resistance of drought by Trichoderma harzianum fungal treatment correlates with increased secondary metabolites and proline content. Journal of Integrative Agriculture, 16: 1751–1757.
Mukerji, K.G. and Chamola, B.P. (2003). Compendium of mycorrhizal research. A. P. H. Poblisher, New Delhi. 310 pp.
Munoz, I.E., Garcia de Salamone, R., Aroca, J.M., Ruiz Lozano, R. and Azcón, R. (2011). Azospirillum and arbuscular mycorrhizal colonization enhance rice growth and physiological traits under well-watered and drought conditions. Journal of Plant Physiology, 168: 1031-1037.
Nakano, Y. and Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22: 867–880.
Pirzad, A., Shakiba, M.R., Zehtab-Salmasi, S., Mohammadi, S.A., Darvishzadeh, R. and Samadi, A. (2011). Effect of water stress on leaf relative water content, chlorophyll, proline and soluble carbohydrates in Matricaria chamomilla L. Journal of Medicinal Plants Research, 5(12): 2483-2488.
Pourghasemian, N., Moradi, R., Naghizadeh, M. and Landberg, T. (2020). Mitigating drought stress in sesame by foliar application of salicylic acid, beeswax waste and licorice extract. Agricultural Water Management, 231: 105997.
Principato, G.B., Rosi, G., Talesa, V., Govannini, E. and Uolila, L. (1987). Purification and characterization of two forms of glyoxalase II from rat liver and brain of Wistar rats. Biochimica et Biophysica Acta, 911: 349–355
Ratti, N., Kumar, S., Verma, H.N. and Gautams, S.P. (2001). Improvement in bioavailability of tricalcium phosphate to Cymbopogon martini var. Motia by Rhizobacteria, AMF and Azospirillum inoculation. Microbiology Research, 156: 145-149.
Ruíz-Sánchez, M., Armada, E., Muñoz, Y., García de Salamone, I.E., Aroca, R., Ruíz-Lozano, J.M. and Azcón R. (2011). Azospirillum and arbuscular mycorrhizal colonization enhance rice growth and physiological traits under well-watered and drought conditions. Journal of Plant Physiology, 168(10): 1031-7.
Saheri, F., Barzin, G., Pishkar, L. Mashhadi Akbar Boojar, M. and Babaeekhou, L. (2020). Foliar spray of salicylic acid induces physiological and biochemical changes in purslane (Portulaca oleracea L.) under drought stress. Biologia, 75: 2189–2200.
Schonfeld, M.A., Johnson, R.C., Carwer, B.F. and Mornhinweg, D.W. (1988). Water relations in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Science, 28: 526–531.
Shaalan, M.N. (2005). Influence of biofertilizers and chicken manure on growth, yield and seeds quality (Nigella sativa L.) plants. Egyptian Journal Agriculture Research, 83: 18–28.
Smaiel Pour, B., Jalilvand, P. and Hadian, J. (2013). The effect of drought stress and mycorrhizal fungi on some morphophysiological traits and yield of Satureja hortensis L. Journal of Agroecology, 5(2): 169-177.
Stajkovic, O., Delic, D., Josic, D., Kuzmanovic, D., Rasulic, N. and Knezevic Vukcevic, J. (2011). Improvement of common bean growth-promoting bacteria. Romanian Biotechnological Letters, 16: 5919-5926. Tiwari, S., Lata, C., Chauhan, P.S. and Nautiyal, C.S. (2016). Pseudomonas putida attunes morphophysiological, biochemical and molecular responses in Cicer arietinum L. during drought stress and recovery. Plant Physiology and Biochemistry, 99: 108-17.
Verma, R.S., Rajendra, C.P. and Chauhan, A. (2015). Evaluation of essential oil quality of lemon balm (Melissa officinalis L.) grown in two locations of northern India. Journal of Essential Oil Research, 27(5): 412-416.
Vessey, J.K. (2003). Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizer. Plant and Soil, 255: 571-586.
Vivas, A., Marulanda, A., Ruiz-Lozano, J.M., Barea, J.M. and Azcon, R. (2003). Influence of a Bacillus sp. On physiological activities of two arbuscular mycorrhizal fungi and plant responses two PEG induced drought stress. Mycorrhizae, 13: 249-256.
Wild, R., Ooi, L., Srikanth, V. and Mu¨nch, G. (2012). A quick, convenient and economical method for the reliable determination of methylglyoxal in millimolar concentrations: the N-acetyl-L-cysteine assay. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 403(9): 2577–2581.
Younesi, O. and Moradi, A. (2015). Effect on different priming methods on germination and seedling establishment of two medicinal plants under salt stress conditions. Cercetari Agronomice in Moldova, 48(3): 43-51.
Yu, C.W., Murphy, T.M. and Lin, C.H. (2003). Hydrogen peroxide-induces chilling tolerance in mung beans mediated through ABA-independent glutathione accumulation. Functional Plant Biology, 30: 955–963.
Zhang, M., Yang, L., Hao, R., Wang Y. and Yu X. (2020). Drought-tolerant plant growth-promoting rhizobacteria isolated from jujube (Ziziphus jujuba) and their potential to enhance drought tolerance. Plant and Soil, 452: 423–440.
The Effects of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) and arbuscular mycorrhizal fungi inoculation on lemon balm (Melissa
officinalis L.) under drought stress
Olia Eshaghi Gorji1
, Hormoz Fallah2*, Yosoof Niknejad3,
Davood Berari Tari4
1 Department of Agriculture, Ayatollah Amoli Branch, Islamic Azad University, Amol, Iran. Email: eshaghi-g33@gmail.com
2 Department of Agriculture, Ayatollah Amoli Branch, Islamic Azad University, Amol, Iran. Email: hormozfalah@gmail.com
3 Department of Agriculture, Ayatollah Amoli Branch, Islamic Azad University, Amol, Iran - Medicinal Plant Research Center, Ayatollah Amoli Branch, Islamic Azad University, Amol, Iran. Email: yousofniknejad@gmail.com
4 Department of Agriculture, Ayatollah Amoli Branch, Islamic Azad University, Amol, Iran. Email: david_brr@gmail.com
Article type: | Abstract | |
Research article
Article history Received: 01.02.2022 Revised: 09.04.2022 Accepted: 15.04.2022 Published:21.06.2024
Keywords Relative water content Chlorophyll Transpiration rate Antioxidant enzymes Glomus mosseae Azospirillum brasilense
| The use of plant symbiosis with arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) and Plant-growth-promoting rhizobacteria (PGPR) is one of the ways to reduce drought stress that has recently been used in agriculture. For this purpose, the present study was conducted was conducted to evaluate the effects of the application of PGPR and AMF on the quantitative and qualitative characteristics of lemon balm (Melissa officinalis L.) under drought stress. The experiment was carried out as a factorial in a completely randomized design with five replications in the greenhouse of Islamic Azad University, Ayatollah Amoli Branch, Amol, Iran, in 2020. Drought stress at two levels (control or 100% field capacity and 50% field capacity) as the first factor and seed inoculation with symbiosis microorganisms at four levels (no inoculation, inoculation with Azospirillum brasilense strain Sp245 (108 CFU/mL), inoculation with Glomus mosseae (100 g per pot) and inoculation with A. brasilense + G. mosseae) were considered as the second factor. The results of the present study showed that drought stress by reducing the relative water content (RWC, 17.8%), declined transpiration rate (E, 62.2%), stomatal conductance (gs, 36.8%), intercellular CO2 concentration (Ci, 22.5%), and net photosynthesis (Pn, 48.5%) of the plant compared to control plants. Drought stress also induced oxidative stress by increasing the accumulation of hydrogen peroxide (2.1-fold) and methylglyoxal (2-fold), resulting in damage to bio-membranes and photosynthetic apparatus and reduced growth of lemon balm. However, microbial inoculation, especially co-inoculation of PGPR and AMF, by improving the proline content and RWC, restored Ci, E, gs and Pn under drought stress. Microbial treatments by increasing the activity of antioxidant enzymes and the glyoxalase system reduced the level of hydrogen peroxide and methylglyoxal and alleviated drought stress-induced oxidative stress, which increased the growth of lemon balm under drought stress by protecting bio-membranes and photosynthetic pigments. The results showed that the application of G. mosseae and A. brasilense alleviated the negative effects of drought stress on lemon balm.
| |
Cite this article as: Eshaghi Gorji, O., Fallah, H., Niknejad, Y., Berari Tari, D. (2023). The Effects of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) and arbuscular mycorrhizal fungi inoculation on lemon balm (Melissa officinalis L.) under drought stress. Journal of Plant Environmental Physiology, 19(2): 45-64.
| ||
| ©The author(s) Publisher: Islamic Azad University, Gorgan branch Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984260 | |
تأثیر باکتری محرک رشد و قارچ میکوریزا بر صفات مورفوفیزیولوژیکی گیاه
بادرنجبویه (Melissa officinalis L.) تحت شرایط تنش خشکی
اولیا اسحاقی گرجی1، هرمز فلاح2*، یوسف نیکنژاد3، داوود براری تاری4
1 گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران. رایانامه: eshaghi-g33@gmail.com
2 گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران. رایانامه: hormozfalah@gmail.com
3 گروه زراعت، واحد آیت‌اله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران، مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، واحد آیت‌اله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران.
رایانامه: yousofniknejad@gmail.com
4 گروه زراعت، واحد آیت الله آملی، دانشگاه آزاد اسلامی، آمل، ایران. رایانامه: david_brr@gmail.com
نوع مقاله: مقاله پژوهشی
تاریخ دریافت: 12/11/1400 تاریخ بازنگری: 20/01/1401 تاریخ پذیرش: 26/01/1401 تــاریخ چاپ:01/04/1403
واژه‌های کلیدی: محتوای نسبی آب برگ کلروفیل سرعت فتوسنتز آنزیمهای آنتی اکسیدانی Glomus mosseae Azospirillum brasilense.
| چکيده | |||
بهرهگیری از رابطه همزیستی گیاهان با قارچهای آربوسکولار میکوریز و باکتریهای محرک رشد، یکی از راهکارهای کاهش تنش خشکی در گیاهان است. به همین منظور، مطالعه حاضر با هدف ارزیابی اثرات کاربرد باکتری محرک رشد و قارچ میکوریزا بر خصوصیات کمی و کیفی گیاه بادرنجبویه (Mellisa officinalis) تحت تنش خشکی اجرا گردید. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملاً تصادفی با پنج تکرار در گلخانه دانشگاه آزاد اسلامی واحد آیت الله آملی در سال 1399 اجرا شد. تنش خشکی در دو سطح (شاهد یا 100 درصد ظرفیت زراعی و 50 درصد ظرفیت زراعی) به عنوان فاکتور اول و تلقیح بذر با میکروارگانیسمهای همزیست در چهار سطح (بدون تلقیح، تلقیح با باکتری Azospirillum brasilense سویه Sp245 (CFU/mL 108)، تلقیح با قارچ Glomus mosseae (100 گرم در هر گلدان) و تلقیح با A. brasilense+ G. mosseae) به عنوان فاکتور دوم در نظر گرفته شدند. نتایج تحقیق حاضر نشان دادند که تنش خشکی با کاهش محتوای آب نسبی باعث کاهش نسبت تعرق ، هدایت روزنهای ،غلظت دیاکسید کربن زیر روزنهای و میزان فتوسنتز گیاه نسبت به شاهد شد. تنش خشکی همچنین با افزایش تجمع پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال باعث القای تنش اکسیداتیو و در نتیجه، آسیب به غشاءهای زیستی و دستگاه فتوسنتزی گیاه بادرنجبویه نسبت به شاهد شد. با این حال، تلقیح با قارچ و باکتری، به ویژه تلقیح توأم قارچ و باکتری، با افزایش محتوای پرولین و محتوای آب نسبی برگ، باعث بهبود نسبت تعرق، هدایت روزنهای، غلظت دیاکسید کربن زیر روزنهای و فتوسنتز تحت تنش خشکی شدند. تلقیح گیاه با قارچ و باکتری سبب افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدانی و سیستم گلی اکسالاز، و درنتیجه، تقلیل تنش اکسیداتیو در شرایط تنش خشکی شدند که با محافظت از غشاهای زیستی و رنگیزه های فتوسنتزی، باعث بهبود رشد گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی شدند. بنابراینبا توجه به نتایج تحقیق حاضر ثابت شد که کاربرد قارچ G. mosseae و باکتری محرک رشد A. brasilense سبب تعدیل اثرات منفی تنش خشکی بر گیاه بادرنجبویه گردید.
| ||||
استناد: اسحاقی گرجی، اولیا؛ فلاح، هرمز؛ نیکنژاد، یوسف؛ براری تاری، داوود. (۱۴۰۳). تأثیر باکتری محرک رشد و قارچ میکوریزا بر صفات مورفوفیزیولوژیکی گیاه بادرنجبویه (Melissa officinalis L.) تحت شرایط تنش خشکی. فیزیولوژی محیطی گیاهی، ۱۹(۲)، ۶۴-۴۵. | ||||
| ناشر: دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان © نویسندگان. | Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984260 | ||
مقدمه
تنش خشکی یکی از مهمترین عوامل محدود کننده رشد و عملکرد گیاهان در سراسر جهان و شایعترین تنش محیطی است که تقریباً تولید 25 درصد از اراضی جهان را محدود ساخته است (Abedi and Pakniyat, 2010). گاهی یک تنش ملایم خشکی یا کمآبی با تأثیر بر فرآیندهای حساس گیاه، رشد و عملکرد برخی گیاهان را بهطور قابل ملاحظه‌ای کاهش میدهد. تأمین آب کافی برای رشد گیاه قبل از حادث شدن تنش آبی بر فرآیندهای فیزیولوژیکی گیاه بسیار مهم است (Begum et al., 2019). تنظیم اسمزی بهعنوان جزئی مهم از مکانیسم تحمل به تنش خشکی گیاهان در نظر گرفته میشود (Pirzad et al., 2011).
جهت کاهش اثرات نامطلوب تنش خشکی در گیاهان، راهکارهای گوناگونی پیشنهاد شده است که استفاده از میکروارگانیسمهای مفید خاکزی یکی از مهمترین آنها میباشد. قارچهای میکوریزا از مهمترین میکروارگانیسمهای موجود در خاکهای زراعی بوده ، بهطوری که طبق آمار حدود 70 درصد از توده زنده جامعه میکروبی خاکها را میسیلیوم این قارچها تشکیل میدهند (Mukerji and Chamola, 2003). عقیده بر این است که همزیستی با قارچهای آربوسکولار میکوریز گیاهان را در برابر خسارت ناشی از تنش خشکی محافظت میکند (Auge et al., 2015). یکی دیگر از میکروارگانیسم، باکتریهای ریزوسفری محرک رشد گیاه نیز از دیگر میکروارگانیسمهای مفید خاک بوده که بهطور مستقیم (تولید مواد تنظیمکننده رشد گیاه، تثبیت نیتروژن، افزایش قابلیت جذب عناصر غذایی مختلف توسط گیاه، تولید ویتامینها و دیگر مواد محرک رشد گیاه) و غیرمستقیم (افزایش مقاومت گیاه به تنشهای غیر زنده از طریق تولید آنزیمهای هضم کننده دیواره سلولی قارچهای بیماریزای گیاهی و ایجاد مقاوت سیستمیک در گیاه و) موجب بهبود رشد گیاهان میشوند (Vessey, 2003). ممکن است بین قارچهای و باکتریهای محرک رشد اثر متقابل نیز مشاهده شود. این اثر متقابل میتواند بهطور غیر مستقیم با تأثیر بر جذب عناصر غذایی، مهار قارچهای بیماریزا گیاهی و افزایش انشعاب ریشههای گیاهان، رشد گیاه را تحت تأثیر قرار دهد (Marulanda et al., 2009). علاوه بر این، گزارشهایی نیز در رابطه با کلونسازی ریشههای آربوسکولار میکوریز با باکتریهای محرک رشد گیاه وجود دارد. گزارش شده است که گونههایی از ریزوبیوم و سودوموناس در شرایط سترون به اسپورهای جوانهزده و ریسههای قارچ آربوسکولار متصل میشوند و درصد اتصال آنها بسته به نوع سویه باکتری متفاوت است. باکتریهای محرک رشد گیاه مختلف، توانایی اتصال به نواحی فیزیولوژیک متفاوت ریشه را دارند (Artursson and Jansson, 2003). تیمارهایی که با هر دو قارچ میکوریزا و باکتری تلقیح شدند، زیست توده گیاه و تجمع نیتروژن و فسفر در بافتهای گیاهی را در مقایسه یا گیاهان شاهد افزایش دادند (Khandan-Mirkohi et al., 2016). در گزارش دیگری، Begum و همکاران (2021) نشان دادند که همزیستی همزمان قارچ میکوریز و باکتری محرک رشد باعث بهبود رنگیزههای فتوسنتزی و کاهش سطح پراکسید هیدروژن و مالون دیآلدئید در گیاه تنباکو تحت تنش خشکی شدند. Kader و همکاران (2002) اثر تلقیح ازتوباکتر بر وزن خشک و بیومس ریشه گیاهان گندم را در یک اثر مثبت و معنیدار گزارش کردند و آن را به تولید هورمونهای محرک رشد توسط ازتوباکتر نسبت دادند. در آزمایش انجام شده توسط Liao و همکاران (2021) نشان داده شد که همزیستی قارچهای مایکوریز با افزایش فعالیت آنزیمهای کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و پراکسیداز، باعث کاهش سطح مالون دیآلدئید و بهبود عملکرد گیاه تحت تنش خشکی شدند. Khandan-Mirkohi و همکاران (2016) نیز تاثیر تلقیح مشترک باکتریهای محرک رشد و قارچ میکوریزا (Glomus mosseae) بر شاخصهای رشدی گیاه استئوسپرموم را معنیدار گزارش کرده و اعلام داشتند که همه شاخصهای رشد مورد ارزیابی در تیمارهای همزیست مخلوط باکتریهای محرک رشد و میکوریزا، در سطوح آبیاری 70 و 100 درصد ظرفیت زراعی بیشتر از گیاهان شاهد بود. Li و همکاران (2019) گزارش دادند که تلقیح قارچ مایکوریز از طریق بهبود پارامترهای تبادلات گازی و کارایی مصرف آب و همچنین افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان، باعث بهبود تحمل گیاه به تنش خشکی شد. همچنین Ratti و همکاران (2001) گزارش کردند که ترکیب قارچ میکوریزا با باکتریهای محرک رشد منجر به افزایش بیومس و میزان فسفر در گیاه دارویی علف لیمو شد.در تحقیق Zhang و همکاران (2020) نیز ثابت شد تلقیح گیاه عناب با باکتری محرک رشد باعث تعدیل هورمونهای گیاهی و افزایش سطح فعالیت آنزیمهای پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز تحت تنش خشکی شد که با افزایش رشد و زیست توده گیاه همراه بود.
گیاه بادرنجبویه (Melissa officinalis L.) یکی از گیاهان دارویی با ارزش خانواده نعناعیان است که در بسیاری از کشورها از جمله ایران کشت میشود (Younesi and Moradi, 2015). اسانس بادرنجبویه بهطور گستردهای در تولید محصولاتی مانند حشره‌کشهای طبیعی، مواد طعمدهنده و چاشنیها استفاده میشود (Verma et al., 2015). هسپریدین، فلاونوئیدها، تاننها، سیترونلال، بتا-کاروفیلن، آپیژنین، لینالول، ایزوکوئرستین، کافئیک اسید، نرال، ژرانیول و رزمارینیک اسید مهمترین متابولیتهای ثانویهای هستند که در برگهای گیاه بادرنجبویه شناسایی شده است (Argyropoulos and Müller, 2014).
افزايش جمعيت و نياز صنايع داروسازي به گياهان دارويي بهعنوان مواد اوليه توليد دارو و اهميت مواد مؤثره آنها در صنايع مختلف، سبب كشت و توليد گياهان دارويي شده است (Abdullaev and Espinosa, 2004). با توجه به نياز صنايع دارويي، غذايي، آرايشي و بهداشتي به گياهان دارويي بهعنوان مواد اوليه توليدات صنايع مذكور، كشت گياهان دارويي در كشور ايران نيز در حال گسترش است.
اگرچه مطالعات زيادي براي ارزيابي تحمل به تنش خشكي در گونههاي دارويي مختلف انجام شده است، تاكنون براي ارزيابي اثر برهمكنش خشكي و تأثير میکروارگانیسمهای مفید و نحوه اعمال آن بر گياه دارويي بادرنجبویه مطالعات اندكي صورت گرفته است. بنابراین، هدف از تحقیق حاضر بررسی تاثیر همزیستی میکروارگانیسمهای مفید (باکتری محرک رشد و قارچ مایکوریز به صورت مجزا و ترکیبی) بر برخی صفتهای رشدی، رنگیزههای فتوسنتزی، سطح پرولین و سیستمهای دفاعی آنتی اکسیدانی و سیستم گلی اکسالاز در گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی در شرایط گلخانهای بود.
مواد و روشها
کشت و تیمار گیاه: این پژوهش در سال 1399 در گلخانه دانشگاه آزاد اسلامی-واحد آیت اله آملی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با پنج تکرار انجام شد. فاکتور اول شامل تنش خشکی در دو سطح (100 (شاهد) و 50 درصد ظرفیت زراعی) و فاکتور دوم تلقیح بذر با میکروارگانیسمهای همزیست در چهار سطح (بدون تلقیح، تلقیح با باکتری Azospirillum brasilense، تلقیح با قارچ Glomus mosseae و تلقیح با باکتری + قارچ ذکر شده)) بود. باکتری محرک رشد استفاده شده در این تحقیق، Azospirillum brasilense سویه Sp245 به صورت خالص و جمعیت CFU/mL 108 بود. مایه تلقیح قارچ آربوسکولار میکوریز مورد استفاده
(G. mosseae) از مؤسسه تحقيقات خاك و آب، بخش تحقيقات بيولوژي خاك تهران تهيه و برای هر گلدان 100 گرم مورد استفاده قرار گرفت.
گلدانهای پلاستیکی با ارتفاع 17 سانتیمتر و قطر دهانه 20 سانتیمتر تهیه گردید. سپس مقدار مساوی از ترکیب خاک رس، ماسه و هوموس به نسب (2:3:1) اتوکلاو شده تهیه شد. بذرهای گیاه بادرنجبویه بعد از ضدعفونی و شست و شو با آب مقطر تحت تیمارهای مختلف تلقیح میکروبی قرار گرفتند که این تیمارها شامل: 1) تیمار شاهد، بذرها به مدت 30 دقیقه در آب مقطر قرار گرفتند و مایع تلقیح قارچ میکوریز اتوکلاو شده به خاک آنها اضافه شد، 2) تیمار باکتری محرک رشد، بذرها 30 دقیقه در مایه تلقیح باکتری محرک رشد قرار گرفتند و مایع تلقیح قارچ مایکوریز اتوکلاو شده به خاک آنها اضافه شد، 3) تیمار قارچ میکوریز، بذرها به مدت 30 دقیقه در آب مقطر قرار گرفتند و مایع تلقیح قارچ میکوریز به خاک آنها اضافه شد، 4) تیمار ترکیبی باکتری محرک رشد و قارچ میکوریز، بذرها به‌مدت 30 دقیقه در مایه تلقیح باکتری محرک رشد قرار گرفتند و مایع تلقیح قارچ میکوریز به خاک آنها اضافه شد. پس از کاشت بذر، گلدانها به مدت 30 روز در شرایط کنترل شده با دمای روز 25 و شب 22 درجه سانتیگراد و رطوبت نسبی 65 درصد نگهداری شدند. در این مدت، آبیاری بر حسب معمول و نیاز گلدانها و هفتهای یک بار با محلول هوگلند و غلظت 2/1 عناصر تغذیه شدند. بعد از 30 روز، نصف گلدانهای هر تیمار (تیمارهای حاصل از تلقیح میکروبی) تحت تیمار خشکی 50 درصد ظرفیت زراعی با روش وزنی قرار گرفتند (Allen et al., 2000). در طول اعمال تنش وزن گلدانها با توزين روزانه و بسته به تيمار ظرفیت زراعی ثابت نگهداشته شد. 30 روز بعد از اعمال تنش خشکی، نمونه برداری انجام شدند. بعد از شمارش تعداد برگها و اندازهگیری ارتفاع گیاه (تعداد برگ و ارتفاع گیاه شامل پنج تکرار (بوته) که هر تکرار میانگین سه بوته بودند)، نمونهها در فریزر 70- درجه سانتیگراد برای اندازهگیری صفات بیوشیمیایی نگهداری شدند (Ghorbani et al., 2011). وزن خشک نمونهها (وزن خشک گیاه شامل پنج تکرار (بوته) بودند) بعد از خشک کردن در آون اندازهگیری شد.
رنگیزههای فتوسنتزی، فلورسانس کلروفیل و تبادلات گازی: مقدار 5/0 گرم برگ تازه وزن و در هاون با پنج میلیلیتر استون 80 درصد به خوبی ساییده و سپس در 10000 دور به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شدند. جذب محلول رویی در طول موج‌های 470، 645 و 663 نانومتر اندازهگیری شد و محتوای رنگیزههای کلروفیل a، b و کاروتنوئیدها مطابق روش Lichtenthaler (1987) محاسبه گردید. 30 روز بعد از اعمال تیمارها و قبل از نمونهبرداری، عملکرد فلورسانس کلروفیل (Fv/Fm) با استفاده از دستگاه فلورومتر (PAM 2500, Walz, Germany) و بعد از 20 دقیقه قرار گرفتن برگ در تاریکی با استفاده از گیرههای مخصوص برگ (2030-B, Walz) اندازهگیری شدند. صفتهای نسبت فتوسنتز خالص (Pn)، هدایت روزنهای (gs)، غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه (Ci) و نسبت تعرق (E) با دستگاه قابل حمل سنجش فلورسانس و تبادل گازی GFS-3000-FL (WALZ, Germany) اندازهگیری شد.
پرولین: جهت اندازهگیری پرولین آزاد از عصاره الکلی برگ استفاده شد. پرولین با قرائت جذب واکنش نینهیدرین در طول موج 515 نانومتر محاسبه شد (Bates et al., 1973).
محتوای نسبی آب برگ: برای تعیین محتوای نسبی آب برگ (30 روز بعد از اعمال تیمارها) از جوانترین برگ بالغ در هر گیاه تعداد پنج دیسک برگی تهیه و برای تعیین وزن تر نمونهها، بلافاصله وزن شدند (FW)، سپس تمامی نمونهها به مدت 24 ساعت در دمای اتاق و در تاریکی در آب مقطر غوطهور گردیده و وزن اشباع آنها اندازهگیری شد (TM). بعد از آن نمونهها به مدت 48 ساعت در دمای 80 درجه سانتیگراد در آون خشک شدند و وزن خشک آنها تعیین گردید (DW). با استفاده از رابطه زیر، میزان RWC محاسبه شد (Schonfeld et al., 1988).
RWC (%) =
محتوای پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال: پراکسید هیدروژن با هموژنیزه شدن 5/0 گرم برگ تازه گیاه با 3 میلیلیتر بافر پتاسیم-فسفات 50 میلیمولار در دمای 4 درجه و سانتریفیوژ شدن در 11500 دور به مدت 15 دقیقه عصاره‌گیری شد. سپس 3 میلیلیتر از محلول رویی با یک میلیلیتر از محلول TiCl4 یک درصد مخلوط و به مدت 10 دقیقه در دمای اتاق انکوبه شد. بعد از سانتریفیوژ در 15000 دور به مدت 15 دقیقه، میزان جذب محلول رویی در طول موج 410 نانومتر خوانده شد (Yu et al., 2003).
برای سنجش متیل گلی اگسال، برگهای تازه گیاه با اسید پرکلریک (5 درصد) هموژن شد و به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شد. بعد از خنثیسازی با کربنات سدیم اشباع شده، محلول رویی با N-استیل سیستئین و فسفات دی هیدروژن سدیم مخلوط شد و در طول موج 288 نانومتر قرائت شد. محتوای متیل گلی اکسال مطابق روش Wild و همکاران (2012) تعیین گردید.
محتوای مالون دیآلدئید و درصد نشت یونی: با تعیین محتوای مالون دیآلدئید (MDA) با استفاده از روش اسید تیوباربیتوریک و ضریب خاموشی 155 mM-1cm-1، میزان پراکسیداسیون لیپید غشا اندازهگیری شد (Heath and Packer, 1968). برای اندازهگیری نشت یونی، 5/0 گرم برگ از هر تیمار جداگانه وزن و در داخل ویالهای شیشهای قرار داده شدند و 25 میلیلیتر آب مقطر به آنها اضافه شد. نمونهها به مدت 24 ساعت بر روی شیکر با دمای 24 درجه سانتیگراد و با سرعت 120 دور در دقیقه قرار داده شدند. پس از 24 ساعت، میزان هدایت الکتریکی اولیه (EC1) به وسیله دستگاه EC متر دیجیتالی اندازهگیری شدند. سپس، نمونهها به مدت یک ساعت در حمام بنماری در دمای 120 درجه سانتیگراد قرار داده شدند میزان هدایت الکتریکی نهایی (EC2) اندازهگیری شدند. درصد نشت یونی مطابق فرمول زیر محاسبه شدند:
نشت یونی: (EC1/EC2) × 100
استخراج و سنجش فعالیت آنزیمها: بافت تازه برگ (5/0 گرم) در یک میلیلیتر از بافر پتاسیم-فسفات 50 میلیمولار (pH 7) شامل KCl 100 میلیمولار، آسکوربات 1 میلیمولار، بتا-مرکاپتواتانول 5 میلیمولار و گلیسرول 10 درصد هموژن شد. از محلول رویی بعد از سانتریفیوژ در 12000 دور به مدت 10 دقیقه برای تعیین فعالیت آنزیمهای آنتی‌اکسیدان و چرخه گلی اکسالاز استفاده شد.
محلول واکنش شامل بافر پتاسیم-فسفات 50 میلیمولار، آسکوربات 5/0 میلیمولار، پراکسید هیدروژن 1/0 میلیمولار، EDTA 1/0 میلیمولار و عصاره آنزیمی در حجم نهایی 700 میکرولیتر میباشد. فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز براساس میزان کاهش در جذب در طول موج 290 نانومتر به مدت یک دقیقه محاسبه شد (Nakano and Asada, 1981).
با استفاده از محلول واکنش شامل بافر پتاسیم-فسفات 50 میلیمولار (pH 7)، EDTA 1 میلیمولار، گلوتاتیون اکسید شده 1 میلیمولار، NADPH 2/0 میلیمولار و عصاره آنزیمی در حجم نهایی 1 میلیمولار، فعالیت آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز اندازهگیری شد. با خواندن میزان کاهش در جذب طول موج 340 نانومتر به مدت 1 دقیقه، فعالیت آنزیم محاسبه شد (Hasanuzzaman et al., 2011).
فعالیت سوپراکسید دیسموتاز با قرائت جذب محلول واکنش شامل عصاره آنزیمی، متیونین 13 میلیمولار، ریبوفلاوین 13 میکرومولار و نیتروبلو تترازولیوم 63 میکرومولار در طول موج 560 نانومتر محاسبه گردید (Hasanuzzaman et al., 2011).
فعالیت آنزیم کاتالاز براساس میزان کاهش در جذب 240 نانومتر در یک دقیقه از تجزیه پراکسید هیدروژن محاسبه شد. محلول واکنش شامل بافر پتاسیم-فسفات 50 میلیمولار (pH 7)، پراکسید هیدروژن 15 میلیمولار و عصاره آنزیمی در حجم نهایی 700 میکرولیتر میباشد (Hasanuzzaman et al., 2011).
فعالیت آنزیم گلی اکسالاز I با قرائت میزان افزایش در جذب طول موج 240 نانومتر و محلول واکنش شامل بافر پتاسیم فسفات 100 میلیمولار (pH 7)، سولفات منیزیم 15 میلیمولار، گلوتاتیون 7/1 میلیمولار، متیل گلی‌اکسال 5/3 میلیمولار در حجم نهایی 700 میکرولیتر محاسبه گردید (Hasanuzzaman et al., 2011).
فعالیت گلی اکسالاز II با استفاده از محلول واکنش شامل بافر Tris-HCl 100 میلیمولار
(pH 7.2)، 5،´5-دیتیو بیس (2-نیتروبنزوئیک اسید) 2/0 میلیمولار و S-D-لاکتوگلوتاتیون اندازهگیری شد (Principato et al., 1987).
آنالیز دادهها
تجزیه واریانس با استفاده از نرم افزار 9.2 SASو مقایسه میانگین دادهها توسط آزمون حداقل تفاوت معنیداری (LSD) در سطح پنج درصد انجام شد و رسم نمودار با برنامه Excel انجام شد (Ghorbani et al., 2009).
نتایج
صفات مورفولوژی و رنگیزههای فتوسنتزی: با توجه به نتایج جدول 1، اثر ساده تیمار خشکی و تیمار تلقیح میکروبی بر ارتفاع، وزن خشک کل و تعداد برگ در سطح یک درصد معنیدار بود (جدول 1). نتایج مقایسه میانگین نشان دادند که هر سه تیمارهای تلقیح (باکتری محرک رشد، قارچ میکوریز و تلقیح همزمان) باعث افزایش معنیدار ارتفاع گیاه نسبت به تیمار شاهد شدند اما تفاوت معنیداری بین این تیمارها مشاهده نشد. تنش خشکی باعث کاهش ارتفاع گیاه به میزان 9/20 درصد نسبت به تیمار شاهد شد. با این حال، تحت تنش خشکی، تلقیح باکتری محرک رشد و قارچ میکوریز به تنهایی و توام باعث بهبود ارتفاع گیاه شدند، هرچند تفاوت معنیداری بین تیمارهای میکروبی مشاهده نشد (جدول 2). تیمارهای تلقیحی همچنین باعث افزایش معنیدار وزن خشک کل و تعداد برگها در بوته گیاه نسبت به گیاهان شاهد شدند که بیشترین افزایش تحت تیمار هم زمان ثبت گردید. تیمار خشکی باعث کاهش در وزن خشک کل و تعداد برگ بهترتیب به میزان 1/25 و 1/24 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد. با این حال، تیمارهای میکروبی باعث افزایش معنیدار هر دو صفت در گیاهان تیمار شده با تنش خشکی نسبت به تیمار خشکی به تنهایی شدند و بیشترین افزایش تحت تیمار همزمان میکروبی مشاهده شد (جدول 2).
نتایج آنالیز واریانس نشان دادند که اثر ساده تیمار تنش خشکی بر محتوای کلروفیل a، b و کاروتنوئیدها در سطح یک درصد، اثر ساده تلقیح میکروبی بر این صفات در سطح پنج درصد معنیدار بود (جدول 1). نتایج مقایسه میانگین بیان داشتند که کاربرد تلقیح میکروبی تفاوت معنیداری بر رنگیزههای فتوسنتزی در گیاهان شاهد ایجاد نکرد. تیمار خشکی باعث کاهش معنیدار رنگیزههای فتوسنتزی نسبت به گیاهان شاهد شد. با اینحال، تحت تنش خشکی، تلقیح باکتری محرک رشد، قارچ میکوریز و تلقیح همزمان باعث افزایش کلرفیل a به ترتیب به میزان 8/26، 8/22 و 3/42 درصد، کلروفیل b به میزان 9/31، 3/36 و 3/45 درصد و کاروتنوئیدها به میزان 1/35، 2/31 و 1/50 درصد نسبت به تیمار خشکی به تنهایی شدند (جدول 2). اثر ساده تیمارهای خشکی و تلقیح و اثر متقابل آنها بر فلورسانس کلروفیل در سطح یک درصد معنیدار بود (جدول 1). فلورسانس کلروفیل برگها کاهش معنیداری تحت خشکی در مقایسه با گیاهان شاهد نشان دادند. با این حال، کاربرد تیمارهای باکتری محرک رشد، قارچ میکوریز و تلقیح همزمان بهطور معنیدار باعث بهبود فلورسانس کلروفیل برگ تحت خشکی نسبت به گیاهان تیمار شده با تنش خشکی به تنهایی شدند که بیشترین افزایش در گیاهان تیمار شده با تلقیح توام مشاهده شد (جدول 2).
جدول 1: تجزیه واریانس صفات مورفولوژی و رنگیزههای فتوسنتزی گیاه بادرنجبویه تحت تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی
| df | ارتفاع | وزن خشک کل | تعداد برگ | کلروفیل a | کلروفیل b | کاروتنوئیدها | Fv/Fm |
تنش | 1 | **231 | **9 | **2204 | **6/1 | **28/0 | **2/0 | **05/0 |
تلقیح | 3 | **30 | **1 | **528 | *06/0 | *02/0 | *01/0 | **003/0 |
تنش × تلقیح | 3 | ns4/0 | ns03/0 | ns11 | **08/0 | ns01/0 | ns008/0 | **003/0 |
خطا | 16 | 04/1 | 019/0 | 49 | 02/0 | 005/0 | 003/0 | 0002/0 |
ضریب تغییرات |
| 7/3 | 9/3 | 7/7 | 7/6 | 9/8 | 5/9 | 2/2 |
* و ** بهترتیب معنیداری در سطح پنج و یک درصد، ns عدم اختلاف معنیدار
جدول 2: مقایسه میانگین صفات مورفولوژی و رنگیزههای فتوسنتزی گیاه بادرنجبویه تحت تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی
تیمارهای آبیاری | تیمارهای تلقیح | ارتفاع (سانتیمتر) | وزن خشک کل (گرم بر بوته) | تعداد برگ | کلروفیل a (میلیگرم بر گرم وزن تر) | کلروفیل b (میلیگرم بر گرم وزن تر) | کاروتنوئیدها (میلیگرم بر گرم وزن تر) | Fv/Fm |
100 درصد ظرفیت زراعی | شاهد | b15/1±40/28 | c04/0±71/4 | cd8/7±3/88 | a14/0±05/2 | ab065/0±873/0 | a055/0±637/0 | a012/0±674/0 |
باکتری محرک‌رشد | a15/1±33/32 | b15/0±29/5 | ab0/8±7/102 | a12/0±03/2 | ab090/0±867/0 | ab061/0±613/0 | a012/0 ±671/0 | |
قارچ مایکوریز | a99/0 ±30/33 | ab16/0±48/5 | abc5/8±0/100 | a16/0 ±05/2 | a083/0 ± 883/0 | a056/0 ± 620/0 | a013/0 ± 677/0 | |
تلقیح همزمان | a92/0±40/33 | a04/0 ±70/5 | a5/7 ±7/108 | a14/0±00/2 | a076/0 ±927/0 | a060/0±650/0 | a012/0±674/0 | |
50 درصد ظرفیت زراعی | شاهد | d25/1±47/22 | e08/0±53/3 | e6/5 ± 0/67 | d11/0±23/1 | d041/0 ±523/0 | d038/0 ±353/0 | d014/0±518/0 |
باکتری محرک‌رشد | c80/0±63/26 | d16/0±19/4 | d6/5 ± 0/81 | bc07/0±56/1 | c050/0 ±690/0 | c035/0±477/0 | bc015/0±608/0 | |
قارچ مایکوریز | c10/1 ±44/26 | d20/0 ±11/4 | d0/6 ± 0/83 | c09/0 ± 51/1 | c041/0 ± 713/0 | c055/0 ± 463/0 | c014/0 ± 593/0 | |
تلقیح همزمان | bc67/0±07/27 | c17/0 ± 61/4 | bcd3/6 ±0/92 | b09/0 ±75/1 | bc085/0±760/0 | bc046/0±530/0 | b014/0 ±624/0 |
- * و ** به ترتیب معنیداری در سطح پنج و یک درصد، ns عدم اختلاف معنیدار
- مقادیر با حروف کوچک یکسان در هر ستون، فاقد اختلاف معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد بر اساس آزمون LSD هستند.
پارامترهای تبادلات گازی، محتوای نسبی آب برگ و پرولین: نتایج آنالیز واریانس نشان دادند که اثر ساده تیمارهای خشکی و تلقیح و اثر متقابل آنها بر هدایت روزنهای، فتوسنتز خالص و نسبت تعرق در سطح یک درصد معنیدار بوده است (جدول 3). در گیاهان شاهد، تیمارهای تلقیح میکروبی تاثیر معنیداری بر پارامترهای هدایت روزنهای، فتوسنتز خالص و نسبت تعرق ایجاد نکرد. اعمال تنش خشکی باعث کاهش معنیدار پارامترهای هدایت روزنهای، فتوسنتز خالص و نسبت تعرق بهترتیب به میزان 8/36، 5/48 و 2/62 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد. با این حال، افزایش معنیداری تحت تیمارهای باکتری محرک رشد، قارچ میکوریز و تلقیح همزمان در پارامترهای هدایت روزنهای، فتوسنتز خالص و نسبت تعرق تحت تنش خشکی نسبت به تنش خشکی به تنهایی مشاهده شد (شکل 1A، B و C). تجزیه واریانس همچنین نشان داد که اثر تیمار خشکی در سطح یک درصد و اثر متقایل تیمارها در سطح پنج درصد بر میزان غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه معنیدار بود (جدول 3). مقایسه میانگین نشان داد که تنش خشکی باعث افزایش در غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه نسبت به گیاهان شاهد شد. با اینحال، تیمارهای تلقیح میکروبی باعث افزایش بیشتر در غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه در گیاهان بادرنجبویه تحت تنش خشکی شد و بیشترین غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه در گیاهان با تلقیح همزمان تحت تنش خشکی مشاهده شد (شکل 1D). مطابق جدول 3، اثر ساده تنش خشکی و تلقیح میکروبی و اثر متقابل آنها بر رطوبت آب نسبی و محتوای پرولین در سطح یک درصد معنیدار بود (جدول 3). کاهش 8/17 درصد در محتوای آب نسبی برگ گیاهان بادرنجبویه تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان شاهد ثبت شد. با اینحال، تلقیح گیاه بادرنجبویه با باکتری محرک رشد، قارچ مایکوریز و تلقیح همزمان باعث افزایش رطوبت آب نسبی برگ گیاهان تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان تیمار شده با خشکی به تنهایی شد و بیشترین افزایش تحت تلقیح همزمان میکروبی ثبت گردید (شکل 2A). در گیاهان شاهد، تلقیح میکروبی باعث افزایش محتوای پرولین برگ شدند که تفاوت معنیداری بین تیمارهای تلقیح مشاهده نشد. تنش خشکی نیز به طور معنیداری باعث افزایش تجمع پرولین در برگ گیاه نسبت به گیاهان شاهد شد. تیمارهای میکروبی باعث افزایش بیشتر در تجمع پرولین برگ گیاه بادرنجبویه در گیاهان تحت تنش خشکی شدند (شکل 2B).
جدول 3: تجزیه واریانس تبادلات گازی، رطوبت آب نسبی و پرولین گیاه بادرنجبویه تحت تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی
| df | هدایت روزنهای | فتوسنتز خالص | نسبت تعرق | غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه | رطوبت آب نسبی | پرولین |
تنش خشکی | 1 | **9253 | **42 | **8 | **1964 | **596 | **224 |
تلقیح | 3 | **608 | **3 | **7/0 | *30 | **25 | **4 |
اثر متقابل‌تیمارها | 3 | **385 | **3 | **7/0 | **59 | **18 | **2 |
خطا | 16 | 52 | 1/0 | 03/0 | 59/17 | 1/1 | 06/0 |
ضریب تغییرات |
| 7/4 | 8/3 | 7/5 | 1/5 | 3/2 | 4 |
- * و ** به ترتیب معنیداری در سطح پنج و یک درصد.
|
|
|
|
|
|
شکل 2: تاثیر تلقیح میکروبی باکتری محرک رشد (PGPR)، میکوریز (AMF) و تلقیح توام (PGPR+AMF) بر رطوبت آب نسبی (A) و پرولین (B) گیاه بادرنجبویه تحت شرایط بدون تنش (100 درصد ظرفیت زراعی) و تنش خشکی (50 درصد ظرفیت زراعی). میانگینهای دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنیداری با یکدیگر ندارند.
سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی و چرخه گلی اکسالاز: نتایج تجزیه واریانس نشان دادند که اثر ساده تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی و اثر متقابل آنها بر محتویات پراکسید هیدروژن، متیل گلی اکسال، مالون دیآلدئید و نشت یونی برگ گیاه بادرنجبویه در سطح یک درصد معنیدار بود (جدول 4). نتایج مقایسه میانگین نشان دادند که تنش خشکی باعث افزایش معنیدار سطح پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال برگ نسبت به گیاهان شاهد شد. با اینحال، تیمارهای باکتری محرک رشد، قارچ میکوریز و تلقیح همزمان باعث کاهش تجمع پراکسید هیدروژن به ترتیب به میزان 7/31، 1/32 و 9/42 درصد و متیل گلی اکسال به ترتیب به میزان 9/28، 8/31 و 7/38 درصد تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان تیمار شده با خشکی به تنهایی شدند (شکل 3A و B). افزایش 3 و 4/2 برابری به ترتیب در محتوای مالون دی آلدئید و نشت یونی در برگ گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. با اینحال، تیمارهای تلقیح میکروبی بهطور معنیداری باعث سطح مالون دیآلدئید و نشت یونی تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان تیمار شده با تنش خشکی به تنهایی شدند و بیشترین میزان کاهش در گیاهان تیمار شده با تلقیح همزمان ثبت گردید (شکل 3C و D).
نتایج تجزیه واریانس نشان دادند که اثر ساده تیمار خشکی و تلقیح میکروبی و اثر متقابل تیمارها بر فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز و گلوتاتیون ردوکتاز در سطح یک درصد معنیدار بود (جدول 5). نتایج مقایسه میانگین نشان دادند که تیمارهای تلقیح میکروبی تأثیر معنیداری بر فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان ایجاد نکردند. تیمار خشکی باعث افزایش معنیداری در فعالیت آنزیمهای کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز و گلوتاتیون ردوکتاز به ترتیب به میزان 8/74، 2/59، 6/35 و 5/42 درصد نسبت به گیاهان شاهد شد. با اینحال، تیمارهای تلقیح میکروبی باعث افزایش بیشتر فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدان در برگ گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان تحت تنش خشکی به تنهایی شدند و بیشترین افزایش تحت تلقیح همزمان بدست آمد (بجز فعالیت کاتالاز که بین تیمارهای تلقیح میکروبی تفاوت معنیداری مشاهده نشد) (شکل 4A، B، C و D). نتایج آنالیز واریانس نشان دادند که اثر ساده تیمار خشکی و تیمار تلقیح میکروبی و اثر متقابل آنها بر فعالیت آنزیمهای گلی اکسالاز I و II در سطح یک درصد معنیدار بودند (جدول 5). افزایش 8/53 درصدی در فعالیت گلی اکسالاز I تحت تنش خشکی نسبت به گیاهان شاهد ثبت گردید. تحت تنش خشکی، تلقیح میکروبی باعث افزایش بیشتر فعالیت گلی اکسالاز I شد (شکل 5A). تنش خشکی باعث کاهش فعالیت گلی اکسالاز II در برگ گیاه بادرنجبویه نسبت به گیاهان شاهد شد. با اینحال، تیمارهای باکتری محرک رشد، قارچ مایکوریز و تلقیح همزمان باعث افزایش فعالیت آنزیم گلی اکسالاز II تحت تنش خشکی شدند و بیشترین افزایش تحت تیمار تلقیح همزمان مشاهده شد (شکل 5B).
جدول 4: تجزیه واریانس محتوای پراکسید هیدروژن، متیل گلی اکسال، مالوندی آلدئید و نشت یونی گیاه بادرنجبویه تحت تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی
| df | پراکسید هیدروژن | متیل گلی اکسال | مالون دی آلدئید | نشت یونی |
تنش خشکی | 1 | **13 | **230 | **117 | **3741 |
تلقیح | 3 | **5/1 | **26 | **7 | **215 |
اثر متقابل تیمارها | 3 | **2/1 | **18 | **6 | **166 |
خطا | 16 | 03/0 | 4/0 | 2/0 | 6/12 |
ضریب تغییرات |
| 6 | 5/4 | 7/7 | 6/3 |
- ** معنیداری در سطح یک درصد.
جدول 5: تجزیه واریانس فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان و سیستم گلی اکسالاز گیاه بادرنجبویه تحت تیمارهای خشکی و تلقیح میکروبی
| df | کاتالاز | سوپراکسید دیسموتاز | آسکوربات پراکسیداز | گلوتاتیون ردوکتاز | گلی اکسالاز I | گلی اکسالاز II |
تنش خشکی | 1 | **47060 | **31808 | **380 | **127 | **43/0 | **050 |
تلقیح | 3 | **834 | **621 | **21 | **5/7 | *005/0 | **01/0 |
اثر متقابل تیمارها | 3 | **902 | **734 | **23 | **5/7 | *006/0 | **02/0 |
خطا | 16 | 38 | 42 | 3/0 | 23/0 | 0013/0 | 0009/0 |
ضریب تغییرات |
| 4/5 | 6 | 5 | 1/6 | 5/7 | 10 |
* و ** بهترتیب معنیداری در سطح پنج و یک درصد.
|
|
|
|
شکل 3: تاثیر تلقیح میکروبی باکتری محرک رشد (PGPR)، میکوریز (AMF) و تلقیح توام (PGPR+AMF) بر پراکسید هیدروژن (A)، متیل گلی اکسال (B)، مالون دی آلدئید (C) و نشت یونی (D) در گیاه بادرنجبویه تحت شرایط بدون تنش (100 درصد ظرفیت زراعی) و تنش خشکی (50 درصد ظرفیت زراعی). میانگینهای دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنیداری با یکدیگر ندارند.
شکل 4: تاثیر تلقیح میکروبی باکتری محرک رشد (PGPR)، میکوریز (AMF) و تلقیح توام (PGPR+AMF) بر فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان و سیستم گلی اکسالاز گیاه بادرنجبویه تحت شرایط بدون تنش (100 درصد ظرفیت زراعی) و تنش خشکی (50 درصد ظرفیت زراعی). میانگینهای دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنیداری با یکدیگر ندارند.
بحث
ريشه گياه بهعنوان اندام جذبکننده آب و عناصر غذايي از خاك و اندام توليدكننده تركيبات مختلف از جمله هورمونهاي رشد، براي رشد و نمو گياه اهميت ويژهاي دارد. بررسيهاي مختلف تأثير مثبت همزیستی باکتری و قارچهای مفید بر شاخصهاي رشد ريشه از جمله افزايش سطح كل ريشه، وزن خشك ريشه و اندام هوایی، طول ريشه و اندام هوایی و همچنين افزايش تقسيم ياختههاي مريستم ريشه و تحريك تراوشها از ريشه گياهان مختلف را در شرایط طبیعی و یا تنشهای مختلف نشان دادند (Ghorbani et al., 2020). نتایج نشان داد که تنش خشکی باعث کاهش رشد، بیومس و تعداد برگ گیاه بادرنجبویه شد که مطابق نتایج گزارش شده توسط Idrees و همکاران (2010) و Saheri و همکاران (2020) میباشد. بیان شده است که تنش خشکی باعث کاهش جذب آب، پتانسیل آب و فشار تورگر سلولهای گیاهی می شود که منجر به بسته شدن روزنه، پژمردگی گیاه و کاهش توسعه سلول و در نتیجه، کاهش رشد و عملکرد گیاه میشود (Idrees et al., 2010). نتایج مشابهی از اثرات منفی تنش خشکی بر رشد و بیومس گیاه دارویی رزماری توسط Abbaszadeh و همکاران (2020) گزارش شده است. با این حال، تلقیح باکتری محرک رشد و قارچ میکوریز و تلقیح همزمان آنها باعث بهبود رشد و تعداد برگ گیاه تحت تنش خشکی شد که نشان دهنده اثرات مثبت تلقیح میکروبی بر تحمل گیاه تحت تنش خشکی میباشد. نتایج مشابهی از اثرات مثبت کاربرد باکتریهای محرک رشد و قارچهای مایکوریزا بر رشد و تحمل گیاهان مختلف قبلا گزارش شده است (Tiwari et al., 2016; Auge et al., 2015; Ruíz-Sánchez et al., 2011). قارچ ميکوريز از طريق گسترش هيف و توسعه سيستم ريشه، سطح جذب آب بيشتري براي گياه فراهم كرده و به دنبال جذب آب بيشتر، جذب عناصر افزایش و در نتیجه توليد و تجمع ماده خشک گیاه نیز بیشتر میشود (Auge, 2001). در رابطه با تأثیر باكتريهاي محرك رشد نيز ميتوان بيان داشت كه این باکتریها از طريق سازوكارهاي مختلف، مانند توليد هورمونهاي گیاهی، توليد سيدروفورها، افزايش جذب فسفر توسط گياه، تثبيت نيتروژن و سنتز آنزيمهايي كه مقدار اتيلن را در گياه تنظيم ميكنند، سبب تحريک رشد گياه ميشوند (Stajkovic et al., 2011). در گزارشی، Shaalan (2015) نشان داد که افزايش حاصلخيزي خاك با كودهاي زیستی نظير ازتوباكتر و سودوموناس، باعث بهبود خصوصيات رشدي گياه دارويي سياه دانه شده است.
ميزان كلروفيل يک ويژگي مهم براي فهم چگونگي پاسخ گياه است به محيطي كه در آن به سر ميبرد (Ghorbani et al., 2021). در واقع دوام فتوسنتز و حفظ كلروفيل برگ تحت شرايط تنش از جمله شاخصهاي فيزيولوژيکي مقاومت به تنش است. کاهش محتوای رنگیزههای فتوسنتزی و Fv/Fm گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی نشان دهنده اثرات منفی تنش خشکی بر دستگاه فتوسنتزی میباشد و میتواند نقش مهمی در کاهش رشد و بیومس گیاه داشته باشد. Saheri و همکاران (2020) نشان دادند که تنش خشکی از طریق القای تنش اکسیداتیو، باعث آسیب به دستگاه فتوسنتزی و کاهش رنگیزههای فتوسنتزی شد. تلقیح میکروبی به ویژه تلقیح همزمان باکتری محرک رشد و قارچ مایکوریز باعث بهبود کلروفیل a، b، کاروتنوئیدها و Fv/Fm شد که نشاندهنده نقش محافظتی این میکروارگانیسمها از دستگاه فتوسنتزی تحت تنش خشکی است که با نتایج بدست آمده توسط Batool و همکاران (2020) و Begum و همکاران (2019) مطابقت دارد. قارچ ميکوريزا از طريق ايجاد روابط همزيستي با گياه، در جذب كارآمد برخي عناصر مانند فسفر كه بهعنوان عنصر كليدي در انتقال انرژي طي فرآيند فتوسنتز مطرح است، افزايش محتواي كلروفيل و به دنبال آن فتوسنتز را به دنبال دارد. همچنين، گزارش شده است كه مايکوريز با تسهيل روند جذب عناصري مانند نيتروژن و منيزيم (جزء اصلي ساختار مولکول كلروفيل) به افزايش محتواي كلروفيل كمک میکند (Munoz et al., 2011). در گزارشی Batool و همکاران (2020) بیان داشتند که همزیستی باکتری محرک رشد از طریق بهبود سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی و کاهش تنش اکسیداتیو، از رنگیزههای فتوسنتزی و دستگاه فتوسنتزی محافظت کردند. در كاهو گزارش شده است كه مصرف ميکوريزا و باكتري، هدايت روزنهاي و ميزان كل كلروفيل را افزايش داد (Vivas et al., 2003). بیان شده است که باكتريهاي ريزوسفري ميتوانند از افزايش غلظت اتيلن درگياهان در هنگام بروز تنش جلوگيري نموده و سبب كاهش اثرات منفي اين هورمون در رشد و توسعه اندامهاي گياه از طريق توليد آنزيم ACC-آمیناز شوند. اين آنزيم به صورت غير مستقيم و از طريق كاهش سطح اتيلن تنشي، در گياه باعث تداوم رشد گياه مي گردد (Grichko and Glick, 2001). بنابراین، همزیستی میکوریز و باکتری محرک رشد باعث حفظ رنگیزههای فتوسنتزی و محافظت از دستگاه فتوسنتزی تحت تنش خشکی شدند که میتواند نقش مهمی در بهبود تحمل گیاه به تنش کم آبی داشته باشد.
کاهش جذب آب و بسته شدن سریع روزنهها، پاسخهای اولیه گیاهان به تنش خشکی هستند که باعث کاهش تعرق و جذب دی اکسید کربن و در نتیجه، کاهش فتوسنتز میشود (Ghasemi-Omran et al., 2021). گیاهان برای مقابله کاهش پتانسیل آب و بسته شدن روزنهها هوایی، با افزایش تجمع ترکیبات اسمولیت مانند پرولین، باعث بهبود محتوای آب نسبی و تنظیم روزنههای هوایی تحت تنش خشکی میشوند که میتواند باعث بهبود تحمل و رشد گیاه شود (Bacelar et al., 2007). نتایج نشان دادند که تنش خشکی باعث کاهش محتوای آب نسبی برگها و کاهش پارامترهای تبادلات گازی شد که با افزایش تجمع پرولین همراه بود که با نتایج Saheri و همکاران (2020) و Begum و همکاران (2019) مطابقت دارد. بنابراین، کاهش هدایت روزنهای و غلظت دیاکسید کربن زیر روزنه باعث کاهش میزان فتوسنتز میشود که یکی از دلایل اصلی کاهش رشد و نمو گیاه تحت تنش خشکی میباشد. با اینحال، تلقیح میکروبی به ویژه تلقیح مشترک باعث افزایش بیشتر پرولین و بهبود رطوبت آب نسبی و پارامترهای تبادلات گازی شد که نشان میدهد تلقیح باکتری محرک رشد و میکوریز از طریق تجمع ترکیبات اسمولیت و تنظیم اسمزی سلولهای گیاهی، باعث بهبود رطوبت آب نسبی و عملکرد فتوسنتز میشوند. اثرات مثبت همزیستی میکوریز و باکتری محرک رشد بر رطوبت آب نسبی، پرولین و تبادلات گازی توسط Ruíz-Sánchez و همکاران (2011) و Begum و همکاران (2019) نیز گزارش شده است. گزارش شده است که احتمالاً باكتريهاي محرك رشد از طريق توسعه سيستم ريشهاي (بهواسطه توليد هورمون اکسین و ACC-دآمیناز) با تشکیل ریشههای طویلتر، سبب بهبود جذب آب از اعماق خاك شده و كارايي استفاده از آب را تحت تنش افزايش ميدهند (Arshad et al., 2008). Smaiel Pour و همکاران (2013) نشان دادند که تلقيح با قارچ ميكوريز شاخصهاي رشد رويشي، محتواي نسبي آب گياه و محتواي فسفر و پتاسيم برگ گياه مرزه را در شرايط تنش خشكي در مقايسه با گياهان تلقيح نشده بهطور معنيداري افزايش داد که با بهبود تبادلات گازی گیاه همراه بود. با توجه به كاهش مقدار نشت يوني با كاربرد ميكوريز توأم با باكتريهاي محرك رشد، Moghadasan و همكاران (2016) گزارش كردند در سطوح مختلف تنش خشكي، استفاده از کودهای زیستی سبب افزايش ميزان نسبي آب برگ و بهبود فتوسنتز شدند. به نظر ميرسد كه ميكوريز احتمالاً از طريق تغيير در مورفولوژي ريشه و طويل كردن سيستم ريشه گياه ميزبان و افزايش سطح جذب از طريق ريسههاي قارچ، ميزان آب بيشتري جذب كرده و باعث بهبود روابط آبي و هدایت روزنهای گیاه میگردد (Auge et al., 2015). همچنين تجمع يونها يا مواد آلي در واكوئل سلولهاي برگ تحت تنش خشكي، در گياهان تلقیح شده با میکوریز و باکتری محرک رشد بيشتر انجام ميشود و باعث تعدیل پتانسيل اسمزي سلولها و بهبود هدایت روزنهای برگ میشود (Wu et al., 2007).
تنش خشکی باعث افزایش تجمع پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال شد که نشان دهنده القای تنش اکسیداتیو در گیاه بادرنجبویه میباشد. تنش اکسیداتیو القا شده توسط تنش خشکی با آسیب به لیپیدهای غشایی (افزایش سطح مالون دی آلدئید)، باعث افزایش نشت یونی شد که نقش مهمی در کاهش رشد گیاه بادرنجبویه دارد. نتایج مشابهی از القای تنش اکسیداتیو و آسیب به غشاهای زیستی تحت تنش خشکی توسط Pourghasemian و همکاران (2020) و La و همکاران (2018) نیز گزارش شده است. افزایش تولید انواع اکسیژن فعال و القای تنش اکسیداتیو یکی از عوامل اصلی کاهش رشد گیاه تحت تنش خشکی میباشد. بنابراین، پایین نگهداشتن سطح انواع اکسیژن فعال و حفظ حالت ردوکس سلول تحت تنش خشکی میتواند نقش مهمی در بهبود تحمل گیاه داشته باشد. نتایج نشان دادند که تلقیح میکروبی باکتری محرک رشد و قارچ مایکوریز و تلقیح توام آنها باعث افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان و آنزیمهای سیستم گلی اکسالاز در گیاه تحت تنش خشکی شدند که نشان دهنده نقش مثبت همزیستی این میکروارگانیسمها بر سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی گیاه تحت تنش خشکی میباشد. نتایج مشابهی از بهبود سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی در گیاهان تلقیح شده توسط قارچ میکوریز و باکتری محرک رشد تحت تنش خشکی و دیگر تنشها گزارش شده است (Kohler et al., 2008; Begum et al., 2019). در گزارشی، Tiwari و همکاران (2016) بیان داشتند که باکتریهای محرک رشد گیاه از طریق افزایش بیان آنزیمهای آنتی اکسیدان (کاتالاز و سوپراکسیداز)، باعث تقویت سیستم دفاعی آنتی اکسیدان و در نتیجه، بهبود تحمل گیاه تحت تنش خشکی شدند. همچنین، Mona و همکاران (2017) اثبات کردند که همزیستی قارچ مایکوریز باعث تقویت فعالیت آنزیمهای اکسیدان شدند که با کاهش تنش اکسیداتیو، از رنگیزههای فتوسنتزی و دستگاه فتوسنتزی تحت تنش خشکی محافظت کردند. Batool و همکاران (2020) ثابت کردند که تلقیح باکتری محرک رشد با بهبود فعالیت آنزیمهای کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و پراکسیداز، باعث افزایش تحمل گیاه تحت تنش خشکی شد. تلقیح همزمان PGPR و قارچ میکوریز باعث تقویت بیشتر سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی و سیستم گلی اکسالاز در مقایسه با تلقیح جداگانه هر میکروارگانیسم تحت تنش خشکی شد که نشان دهنده اثرات همافزایی قارچ میکوریز و باکتری محرک رشد میباشد که با نتایج Kohler و همکاران (2008) مطابقت دارد. بنابراین، این نتایج تایید میکند که گیاه بادرنجبویه تا اندازهای به تنش خشکی (50 درصد ظرفیت زراعی) حساس میباشد و تلقیح میکروبی قارچ مایکوریز و باکتری محرک رشد به خصوص تلقیح همزمان، به طور موثری باعث تقویت سیستم دفاعی آنتی اکسیدانی و گلی اکسالاز، و در نتیجه، کاهش تنش اکسیداتیو و بهبود رشد گیاه تحت تنش خشکی میشود.
نتیجهگیری نهایی
نتایج کلی نشان داد که تنش خشکی باعث کاهش محتوای آب نسبی، هدایت روزنهای و فتوسنتز گیاه شد. همچنین تنش خشکی باعث افزایش تجمع ترکیبات سمی پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسال و در نتیجه، القای تنش اکسیداتیو در گیاه بادرنجبویه شد. تنش خشکی همچنین باعث افزایش نشت یونی، کاهش رنگیزههای فتوسنتزی و آسیب به دستگاه فتوسنتزی شد که با کاهش رشد و بیومس گیاه همراه شد. با اینحال، تلقیح میکروبی قارچ میکوریز و باکتری محرک رشد به صورت جدا و توام با افزایش تجمع اسمولیت، باعث بهبود محتوای آب نسبی و افزایش هدایت روزنهای و فتوسنتز گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی شدند. تیمارهای تلقیح میکروبی همچنین از طریق افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان و سیستم گلی اگسالاز، باعث کاهش سطح پراکسید هیدروژن و متیل گلی اکسالاز و در نتیجه، کاهش تنش اکسیداتیو القا شده توسط تنش خشکی شدند که باعث بهبود رشد و بیومس گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی شدند. بنابراین، نتایج ما بیان میکند کاربرد باکتری A. brasilense و قارچ میکوریز G. mosseae در خاک به تنهایی یا همزمان باهم می‌توانند به طور موثری باعث بهبود تحمل و رشد گیاه بادرنجبویه تحت تنش خشکی شوند.
References
Abbaszadeh, B., Layeghhaghighi, M., Azimi, R. and Hadi, N. (2020). Improving water use efficiency through drought stress and using salicylic acid for proper production of Rosmarinus officinalis L. Industrial Crops and Products, 144: 111893.
Abdullaev, F.I. and Espinosa-Aguirre, J.J. (2004). Biomedical properties of saffron and its potential use in cancer therapy and chemoprevention trials. Cancer Detection and Prevention, 28(6): 426-432.
Abedi, T. and Pakniyat, H. (2010). Antioxidant enzyme changes in response to drought stress in ten cultivars of oilseed rape (Brassica napus L.). Czech Journal of Genetics and Plant Breeding, 46: 27-34.
Allen, R.G., Pereira, L.S., Raes, D. and Smith, M. (2000). Crop evapotranspiration. FAO irrigation and drainage paper, no. 56. FAO, Roma, 1–300
Argyropoulos, D. and Müller, J. (2014). Changes of essential oil content and composition during convective drying of lemon balm (Melissa officinalis L.). Industrial Crops and Products, 52: 118-124.
Arshad, M., Shaharoona, B. and Mahmood, T. (2008). Inoculation with Pseudomonas spp. containing ACC-Deaminase partially eliminates the effects of drought stress on growth, yield and ripening of pea (Pisum sativum L.). Pedosphere, 18: 611-620.
Artursson, V. and Jansson, J.K. (2003). Use of bromodeoxyuridine immunocapture to identify active bacteria associated with arbuscular mycorrhizal hyphae. Applied and Environmental Microbiology, 69(10): 6028-6215.
Auge, R.M. (2001). Water relations, drought and vesicular-arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhizae, 11: 3-42.
Auge, R.M., Toler, H.D. and Saxton, A.M. (2015). Arbuscular mycorrhizal symbiosis alters stomatal conductance of host plants more under drought than under amply watered conditions: a meta-analysis. Mycorrhiza, 25(1): 13-24.
Bacelar, E.A., Moutinho-Pereira, J.M., Goncalves, B.C., Ferreira, H.F. and Correia, C.M. (2007). Changes in growth, gas exchange, xylem hydraulic properties and water use efficiency of three olive cultivars under contrasting water availability regimes. Environmental and Experimental Botany, 60(2): 183–192.
Bates, L.S., Waldren, R.P. and Teare, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205–207.
Batool, T., Ali, S., Seleiman, M.F. Naveed, N.H., Ali, A., Ahmed, K., Abid, M., Rizwan, M., Shahid, M.R., Alotaibi, M., Al-Ashkar, I. and Mubushar, M. (2020). Plant growth promoting rhizobacteria alleviates drought stress in potato in response to suppressive oxidative stress and antioxidant enzymes activities. Scientific Reports, 10: 16975
Begum, N., Ahanger, M.A., Su, Y., Lei, Y., Mustafa, N.S.A., Ahmad, P. and Zhang, L. (2019). Improved drought tolerance by AMF inoculation in maize (Zea mays) involves physiological and biochemical implications. Plants (Basel), 8(12): 579.
Begum, N., Wang, L., Ahmad, H., Akhtar, K., Roy, R., Khan, M.I. and Zhao, T. (2021). Co-inoculation of arbuscular mycorrhizal fungi and the plant growth-promoting rhizobacteria improve growth and photosynthesis in tobacco under drought stress by up-regulating antioxidant and mineral nutrition metabolism. Microbial Ecology. doi: 10.1007/s00248-021-01815-7.
Grichko, V.P. and Glick, B.R. (2001). Amelioration of flooding stress by ACC deaminase-containing plant growth promoting bacteria. Plant Physiology and Biochemistry, 39: 11-17.
Ghasemi-Omran, V.O., Ghorbani, A. and Sajjadi-Otaghsara, S.A. (2021). Melatonin alleviates NaCl-induced damage by regulating ionic homeostasis, antioxidant system, redox homeostasis, and expression of steviol glycosides-related biosynthetic genes in in vitro cultured Stevia rebaudiana Bertoni. In Vitro Cellular and Developmental Biology. 57: 319–331.
Ghorbani, A., Pishkar, L., Roodbari, N., Pehlivan, N. and Wu, C. (2021). Nitric oxide could allay arsenic phytotoxicity in tomato (Solanum lycopersicum L.) by modulating photosynthetic pigments, phytochelatin metabolism, molecular redox status and arsenic sequestration. Plant Physiology and Biochemistry. 167: 337–348.
Ghorbani, A., Tafteh, M., Roudbari, N., Pishkar, L., Zhang, W. and Wu, C. (2020). Piriformospora indica augments arsenic tolerance in rice (Oryza sativa) by immobilizing arsenic in roots and improving iron translocation to shoots. Ecotoxicology and Environmental Safety. 209: 111793.
Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2009). The effect of cold stress on the morphologic and physiologic characters of tow rice varieties in seedling stage. Journal of Crop Breeding. 1: 50–66.
Ghorbani, A., Zarinkamar, F. and Fallah, A. (2011). Effect of cold stress on the anatomy and morphology of the tolerant and sensitive cultivars of rice during germination. Journal of Cell and Tissue. 2(3): 235–244.
Hasanuzzaman, M., Hossain, M.A. and Fujita, M. (2011). Nitric oxide modulates antioxidant defense and methylglyoxal detoxification system and reduces salinity induced damage in wheat seedling. Plant Biotechnology Reports, 5: 353–365.
Heath, R.L. and Packer, L. (1968). Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125: 189–198.
Idrees, M., Khan, M.M.A., Aftab, T., Naeem, M. and Hashmi, N. (2010). Salicylic acid-induced physiological and biochemical changes in lemongrass varieties under water stress. Journal of Plant Interactions, 5(4): 293–303.
Kader, M.A., Main, M.H. and Hogue, M.S. (2002). Effects of Azotobacter inoculants on the yield and nitrogen uptake by wheat. Journal of Biological Sciences, 2: 259-261.
Khandan-Mirkohi, A., Taheri, M.R., Zafar-Farrokhi, F. and Rejali, F. (2016). Effects of arbuscular mycorrhizal fungus and plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) under drought stress on growth of ornamental osteospermum (Osteospermum hybrida ‘Passion Mix’). Iranian Journal of Horticultural Science, 47(2): 177-192.
Kohler, J., Herna´ndez, J.A., Caravaca, F. and Rolda´n, A. (2008). Plant-growth-promoting rhizobacteria and arbuscular mycorrhizal fungi modify alleviation biochemical mechanisms in water-stressed plants. Functional Plant Biology, 35: 141–151
La, V.H., Lee, B.R., Zhang, Q., Park, S.H., Islam, M.T., and Kim, T.H. (2018). Salicylic acid improves drought-stress tolerance by regulating the redox status and proline metabolism in Brassica rapa. Horticulture, Environment, and Biotechnology, 60: 31–40.
Li, J., Meng, B., Chai, H., Yang, X., Song, W., Li, S. and Lu, A., Zhang, T. and Sun, W. (2019). Arbuscular mycorrhizal fungi alleviate drought stress in C3 (Leymus chinensis) and C4 (Hemarthria altissima) grasses via altering antioxidant enzyme activities and photosynthesis. Frontiers in Plant Science. 10:499.
Liao, X., Chen, J., Guan, R., Liu, J. and Sun, Q. (2021). Two arbuscular mycorrhizal fungi alleviates drought stress and improves plant growth in cinnamomum migao seedlings. Mycobiology, 49(4): 396–405
Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophyll and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembrane. Methods in Enzymology, 148: 350-381.
Marulanda, A., Barea, J.M. and Azcon, R. (2009). Stimulation of plant growth and drought tolerance by native microorganisms (AM fungi and bacteria) from dry environments: mechanisms related to bacterial effectiveness. Journal of Plant Growth Regulation, 28(2): 115-124.
Moghadasan, S., Safipour Afshar, A. and Saeid Nematpour, F. (2016). The role of mycorrhiza in drought tolerance of marigold (Calendula officinalis L.). Journal of Crop Ecophysiology, 9(4): 521-532.
Mona, S.A., Hashem, A., Abd Allah, E.F., Alqarawi, A.A., Soliman, D.W.K., Wirth, S. and Egamberdieva, D. (2017). Increased resistance of drought by Trichoderma harzianum fungal treatment correlates with increased secondary metabolites and proline content. Journal of Integrative Agriculture, 16: 1751–1757.
Mukerji, K.G. and Chamola, B.P. (2003). Compendium of mycorrhizal research. A. P. H. Poblisher, New Delhi. 310 pp.
Munoz, I.E., Garcia de Salamone, R., Aroca, J.M., Ruiz Lozano, R. and Azcón, R. (2011). Azospirillum and arbuscular mycorrhizal colonization enhance rice growth and physiological traits under well-watered and drought conditions. Journal of Plant Physiology, 168: 1031-1037.
Nakano, Y. and Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22: 867–880.
Pirzad, A., Shakiba, M.R., Zehtab-Salmasi, S., Mohammadi, S.A., Darvishzadeh, R. and Samadi, A. (2011). Effect of water stress on leaf relative water content, chlorophyll, proline and soluble carbohydrates in Matricaria chamomilla L. Journal of Medicinal Plants Research, 5(12): 2483-2488.
Pourghasemian, N., Moradi, R., Naghizadeh, M. and Landberg, T. (2020). Mitigating drought stress in sesame by foliar application of salicylic acid, beeswax waste and licorice extract. Agricultural Water Management, 231: 105997.
Principato, G.B., Rosi, G., Talesa, V., Govannini, E. and Uolila, L. (1987). Purification and characterization of two forms of glyoxalase II from rat liver and brain of Wistar rats. Biochimica et Biophysica Acta, 911: 349–355
Ratti, N., Kumar, S., Verma, H.N. and Gautams, S.P. (2001). Improvement in bioavailability of tricalcium phosphate to Cymbopogon martini var. Motia by Rhizobacteria, AMF and Azospirillum inoculation. Microbiology Research, 156: 145-149.
Ruíz-Sánchez, M., Armada, E., Muñoz, Y., García de Salamone, I.E., Aroca, R., Ruíz-Lozano, J.M. and Azcón R. (2011). Azospirillum and arbuscular mycorrhizal colonization enhance rice growth and physiological traits under well-watered and drought conditions. Journal of Plant Physiology, 168(10): 1031-7.
Saheri, F., Barzin, G., Pishkar, L. Mashhadi Akbar Boojar, M. and Babaeekhou, L. (2020). Foliar spray of salicylic acid induces physiological and biochemical changes in purslane (Portulaca oleracea L.) under drought stress. Biologia, 75: 2189–2200.
Schonfeld, M.A., Johnson, R.C., Carwer, B.F. and Mornhinweg, D.W. (1988). Water relations in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Science, 28: 526–531.
Shaalan, M.N. (2005). Influence of biofertilizers and chicken manure on growth, yield and seeds quality (Nigella sativa L.) plants. Egyptian Journal Agriculture Research, 83: 18–28.
Smaiel Pour, B., Jalilvand, P. and Hadian, J. (2013). The effect of drought stress and mycorrhizal fungi on some morphophysiological traits and yield of Satureja hortensis L. Journal of Agroecology, 5(2): 169-177.
Stajkovic, O., Delic, D., Josic, D., Kuzmanovic, D., Rasulic, N. and Knezevic Vukcevic, J. (2011). Improvement of common bean growth-promoting bacteria. Romanian Biotechnological Letters, 16: 5919-5926.
Tiwari, S., Lata, C., Chauhan, P.S. and Nautiyal, C.S. (2016). Pseudomonas putida attunes morphophysiological, biochemical and molecular responses in Cicer arietinum L. during drought stress and recovery. Plant Physiology and Biochemistry, 99: 108-17.
Verma, R.S., Rajendra, C.P. and Chauhan, A. (2015). Evaluation of essential oil quality of lemon balm (Melissa officinalis L.) grown in two locations of northern India. Journal of Essential Oil Research, 27(5): 412-416.
Vessey, J.K. (2003). Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizer. Plant and Soil, 255: 571-586.
Vivas, A., Marulanda, A., Ruiz-Lozano, J.M., Barea, J.M. and Azcon, R. (2003). Influence of a Bacillus sp. On physiological activities of two arbuscular mycorrhizal fungi and plant responses two PEG induced drought stress. Mycorrhizae, 13: 249-256.
Wild, R., Ooi, L., Srikanth, V. and Mu¨nch, G. (2012). A quick, convenient and economical method for the reliable determination of methylglyoxal in millimolar concentrations: the N-acetyl-L-cysteine assay. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 403(9): 2577–2581.
Younesi, O. and Moradi, A. (2015). Effect on different priming methods on germination and seedling establishment of two medicinal plants under salt stress conditions. Cercetari Agronomice in Moldova, 48(3): 43-51.
Yu, C.W., Murphy, T.M. and Lin, C.H. (2003). Hydrogen peroxide-induces chilling tolerance in mung beans mediated through ABA-independent glutathione accumulation. Functional Plant Biology, 30: 955–963.
Zhang, M., Yang, L., Hao, R., Wang Y. and Yu X. (2020). Drought-tolerant plant growth-promoting rhizobacteria isolated from jujube (Ziziphus jujuba) and their potential to enhance drought tolerance. Plant and Soil, 452: 423–440.
