ردیابی ملکولی ژن‌های pap GII, sfa , afa در جدایه های اشریشیا کلی‌ موارد کلی‌باسیلوز طیور و عفونت ادراری انسان

الموضوعات : پاتوبیولوژی مقایسه ای

خاطره کفشدوزان ¹ (گروه پاتوبیولوژی دانشکده دامپزشکی دانشگاه سمنان، سمنان، ایران)
تقی زهرایی صالحی ² (گروه میکروبیولوژی و ایمونولوژی دانشکده دامپزشکی دانشگاه تهران، تهران، ایران)
بهار نیری فسایی ³ (گروه میکروبیولوژی و ایمونولوژی دانشکده دامپزشکی دانشگاه تهران، تهران، ایران)

تاريخ الإرسال : 02 الإثنين , جمادى الثانية, 1444 تاريخ التأكيد : 19 الإثنين , رمضان, 1444 تاريخ الإصدار : 09 الثلاثاء , شوال, 1443

الکلمات المفتاحية: اشریشیاکلی, عوامل حدت, آدزین فیمبریه‌ای,

ملخص المقالة :

توصیف خصوصیات حدت اشریشیا کلیهای بیماریزای خارج از دستگاه گوارش ابزار مناسبی برای شرح چگونگی بیماریزایی و طراحی شیوه های نوین درمان و کنترل بیماری به شمار می رود. هدف از این مطالعه، بررسی فراوانی ژن هایpap G II، afa و sfa در اشریشیا کلیهای جدا شده از کلی باسیلوز طیور و عفونت ادراری انسان در مقایسه با اشرشیاکلی های جدا شده از پرندگان به ظاهر سالم بود. در مجموع 320 نمونه اشریشیا کلی شامل 247 نمونه جدا شده از کلی باسیلوز طیور، 53 نمونه از کلواک پرندگان به ظاهر سالم و 20 نمونه از عفونت ادراری انسان از مناطق مختلف استان سمنان، تهران و گیلان، جهت بررسی حضور ژن های pap GII, sfa , afaبه روش کلونی هیبریداسیون مورد ارزیابی قرار گرفتند. فراوانی pap G II در اشریشیا کلی های جدا شده از کلی باسیلوز طیور و عفونت ادراری انسان و پرندگان به ظاهر سالم به ترتیب 05/21 ،35 و 2/13 درصد بود. فراوانی ژن sfa در اشریشیا کلی های جدا شده از موارد عفونت ادراری انسان بیشتر از پرندگان بود و در هیچ یک از گروه ها، ژن afa مشاهده نشد. نتایج مطالعه حاضر نشان داد که ژن pap GII نسبت به سایر عوامل چسبندگی مورد مطالعه به میزان بیشتری در اشریشیا کلیهای جدا شده از موارد کلی باسیلوز طیور و عفونت ادراری انسان حضور داشته و احتمالا نقش موثری در بیماریزایی اشریشیا کلیهای خارج روده ای دارد. بنابراین pap GII می تواند به عنوان کاندید مناسب در روش های نوین درمان بر مبنای عوامل حدت و نیز طراحی واکسن در نظر گرفته شود.

المصادر:

1.Kafshdouzan K, Zahraei Salehi T, Nayeri B, Madadgar O, Yamasaki S, Hinenoya A, et al. Distribution of virulence associated genes in isolated Escherichia coli from avian colibacillosis. Iranian Journal of Veterinary Medicine. 2013;7(1):1-6.

2. Nazemi A, Naderi M, Jafarpour M, Mirinargesi M, Sharifi S. The Detection of Fimbrial Pathogenic Genes in E. coli Strains Isolated from Patients with Urinary Tract Infection. Medical Laboratory Journal. 2010;4(2):31-7.

3. La Ragione R, Woodward MJ. Virulence factors of Escherichia coli serotypes associated with avian colisepticaemia. Research in veterinary science. 2002;73(1):27-35.

4. Eslami M, Ghanbarpour R. Determination of P, S and Afa fimbria coding genes in Escherichia coli isolates from urinary tract infections. Journal of Isfahan Medical School. 2015;33(331):546-53.

5. Buberg ML, Mo SS, Sekse C, Sunde M, Wasteson Y, Witsø IL. Population structure and uropathogenic potential of extended-spectrum cephalosporin-resistant Escherichia coli from retail chicken meat. BMC microbiology. 2021;21(1):1-15.

6. Ewers C, Antão E-M, Diehl I, Philipp H-C, Wieler LH. Intestine and environment of the chicken as reservoirs for extraintestinal pathogenic Escherichia coli strains with zoonotic potential. Applied and environmental microbiology. 2009;75(1):184-92.

7. Mellata M, Johnson J, Curtiss III R. Escherichia coli isolates from commercial chicken meat and eggs cause sepsis, meningitis and urinary tract infection in rodent models of human infections. Zoonoses and public health. 2018;65(1):103-13.

8. Mitchell NM, Johnson JR, Johnston B, Curtiss III R, Mellata M. Zoonotic potential of Escherichia coli isolates from retail chicken meat products and eggs. Applied and environmental microbiology. 2015;81(3):1177-87.

9. Gupta S, Kumar P, Rathi B, Verma V, Dhanda RS, Devi P, et al. Targeting of Uropathogenic Escherichia coli papG gene using CRISPR-dot nanocomplex reduced virulence of UPEC. Scientific reports. 2021;11(1):1-14.

10. Le Bouguenec C, Archambaud M, Labigne A. Rapid and specific detection of the pap, afa, and sfa adhesin-encoding operons in uropathogenic Escherichia coli strains by polymerase chain reaction. Journal of clinical microbiology. 1992;30(5):1189-93.

11. Wu Y, Hinenoya A, Taguchi T, Nagita A, Shima K, Tsukamoto T, et al. Distribution of virulence genes related to adhesins and toxins in shiga toxin-producing Escherichia coli strains isolated from healthy cattle and diarrheal patients in Japan. Journal of Veterinary Medical Science. 2010:1001200133-.

12. Sarowska J, Futoma-Koloch B, Jama-Kmiecik A, Frej-Madrzak M, Ksiazczyk M, Bugla-Ploskonska G, et al. Virulence factors, prevalence and potential transmission of extraintestinal pathogenic Escherichia coli isolated from different sources: recent reports. Gut pathogens. 2019;11(1):1-16.

13. Ewers C, Li G, Wilking H, Kieβling S, Alt K, Antáo E-M, et al. Avian pathogenic, uropathogenic, and newborn meningitis-causing Escherichia coli: how closely related are they? International journal of medical microbiology. 2007;297(3):163-76.

14. Johnson TJ, Wannemuehler Y, Johnson SJ, Stell AL, Doetkott C, Johnson JR, et al. Comparison of extraintestinal pathogenic Escherichia coli strains from human and avian sources reveals a mixed subset representing potential zoonotic pathogens. Applied and environmental microbiology. 2008;74(22):7043-50.

15. Vandemaele FJ, Mugasa JP, Vandekerchove D, Goddeeris BM. Predominance of the papGII allele with high sequence homology to that of human isolates among avian pathogenic Escherichia coli (APEC). Veterinary microbiology. 2003;97(3-4):245-57.

16. Roberts JA, Kaack MB, Baskin G, Chapman MR, Hunstad DA, Pinkner JS, et al. Antibody responses and protection from pyelonephritis following vaccination with purified Escherichia coli PapDG protein. The Journal of urology. 2004;171(4):1682-5.

17. Ashrafi F, Mehrabadi JF, Siadat SD, Aghasadeghi MR. Expression and purification of the uropathogenic Escherichia coli PapG protein and its surface absorption on Lactobacillus reuteri: implications for surface display system vaccines. Jundishapur Journal of Microbiology. 2015;8(9).

18. Knöbl T, Gomes TAT, Vieira MAM, Ferreira F, Bottino JA, Ferreira AJP. Some adhesins of avian pathogenic Escherichia coli (APEC) isolated from septicemic poultry in Brazil. Brazilian Journal of Microbiology. 2006;37:379-84.

19. Stordeur P, Marlier D, Blanco J, Oswald E, Biet F, Dho-Moulin M, et al. Examination of Escherichia coli from poultry for selected adhesin genes important in disease caused by mammalian pathogenic E. coli. Veterinary microbiology. 2002;84(3):231-41.

20. Delicato ER, de Brito BG, Gaziri LCJ, Vidotto MC. Virulence-associated genes in Escherichia coli isolates from poultry with colibacillosis. Veterinary microbiology. 2003;94(2):97-103.

21. Rodriguez-Siek KE, Giddings CW, Doetkott C, Johnson TJ, Nolan LK. Characterizing the APEC pathotype. Veterinary research. 2005;36(2):241-56.

22. Qin X, Hu F, Wu S, Ye X, Zhu D, Zhang Y, et al. Comparison of adhesin genes and antimicrobial susceptibilities between uropathogenic and intestinal commensal Escherichia coli strains. PLoS One. 2013;8(4):e61169.

23. Biggel M, Xavier BB, Johnson JR, Nielsen KL, Frimodt-Møller N, Matheeussen V, et al. Horizontally acquired papGII-containing pathogenicity islands underlie the emergence of invasive uropathogenic Escherichia coli lineages. Nature communications. 2020;11(1):1-15.

24. Farshad S, Emamghorashi F, Amin Shahidi M. Epidemiologic evaluation of virulence genes, pap، sfa، cnf-1، hlyin E. colistrains isolated from children withurinary tract infection. Iranian Journal of Medical Microbiology. 2009;2(3):31-7.