سلول زدایی بافت لیگامان کف پای شترمرغ بعنوان زنوگرافت

الموضوعات : پاتوبیولوژی مقایسه ای

روزبه مریدپور ¹ (دانش آموخته گروه آموزشی علوم درمانگاهی، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران)
حمیدرضا فتاحیان ² (گروه آموزشی علوم درمانگاهی، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران)
پژمان مرتضوی ³ (گروه پاتوبیولوژی، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران.)

تاريخ الإرسال : 05 السبت , ربيع الأول, 1444 تاريخ التأكيد : 20 السبت , رجب, 1444 تاريخ الإصدار : 20 السبت , رجب, 1444

الکلمات المفتاحية: سلول زدایی, لیگامان کف پایی, شترمرغ,

ملخص المقالة :

استفاده از بافت ها در طب در برگرداندن عملکرد ارگان به در درمان عمومیت یافته است. مهندسی بافت روش های جدید تهیه و فراوری بافت از این دسته از فناوری های امروزی در روند درمان جوامع می باشد. در تحقیق حاضر با استفاده از روش های شیمیایی و فیزیکی تلاش در تهیه بافت همبند از پای شترمرغ و ارائه ان جهت استفاده در درمان بیماران و دارد. پنج جفت پای شترمرغ ۱۱ ماهه از مفصل مچ پایی-قلمی (مفصل هاک) جدا شده و به ازمایشگاه ارسال گردید، پس از جداسازی لیگامان کف پایی مطالعه میکروسکوپی و ارزیابی بیومکانیکی انجام پذیرفت و فرایند سلول زدایی با ترکیب سدیم دودسیل سولفات و خلأ بر روی بافت انجام پذیرفت. مطالعه میکروسکوپی نوری و الکترونی و ارزیابی بیومکانیکی بر روی بافت فراوری شده انجام پذیرفت. لیگامان کف پایی شترمرغ متشکل از ساختار فیبری-غضروفی (فیبروکارتلاژی) بوده که تا ۹۵ درصد فاقد سلول گردید. نتایج حاصل مطالعه بیومکانیکی تحمل کشش و فشار بافت دسلولاریزه شده اختلاف معنی داری بین بافت غیرفراوری شده و فراوری شده نشان نداد. محلول SDS به همراه خلأ قابلیت برداشت سلول و محتویات ذخیره ژنتیکی را تا ۹۵ درصد با حفظ ساختار همبندی دارا می باشد که با کاهش سلول و DNA انتی ژنیسیته بافت زنوگرافت کاسته شد که با حفظ ساختار همبندی ان امکان استفاده در بیمار پس از استریلیزاسیون فراهم می نماید.

المصادر:

1. Banigo AT, Iwuji SC, Iheaturu NC. Application of biomaterials in tissue engineering: a review. Journal of Chemical and Pharmaceutical Research. 2019;11(4):1-16.


2. Kim TH, Yan J-J, Jang JY, Lee G-M, Lee S-K, Kim BS, et al. Tissue-engineered vascular microphysiological platform to study immune modulation of xenograft rejection. Science Advances. 2021;7(22):eabg2237.


3. Fabbriciani C, Lucania L, Milano G, Panni AS, Evangelisti M. Meniscal allografts: cryopreservation vs deep-frozen technique An experimental study in goats. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 1997;5(2):124-34.


4. Keane TJ, Swinehart IT, Badylak SF. Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance. Methods. 2015;84:25-34.


5. Hopf A, Al-Bayati L, Schaefer DJ, Kalbermatten DF, Guzman R, Madduri S. Optimized Decellularization Protocol for Large Peripheral Nerve Segments: Towards Personalized Nerve Bioengineering. Bioengineering. 2022;9(9):412.


6. Narita Y, Kagami H, Matsunuma H, Murase Y, Ueda M, Ueda Y. Decellularized ureter for tissue-engineered small-caliber vascular graft. Journal of Artificial Organs. 2008;11(2):91-9.


7. McInnes AD, Moser MA, Chen X. Preparation and Use of Decellularized Extracellular Matrix for Tissue Engineering. Journal of Functional Biomaterials. 2022;13(4):240.


8. Moridpour R, Fattahian H, Mortazavi P. Using Cell-free Matrix Derived from Ostrich Plantar Ligament for Repair of Articular Cartilage Defect of Rabbit. Kafkas Üniversitesi Veteriner Fakültesi Dergisi. 2017;23(5).


9. Tsuchiya T, Balestrini JL, Mendez J, Calle EA, Zhao L, Niklason LE. Influence of pH on extracellular matrix preservation during lung decellularization. Tissue Eng Part C Methods. 2014;20(12):1028-36.


10. Mendoza-Novelo B, Castellano L, Delgado J, Quintero-Ortega I, Vargas-Mancilla J, Vega-Gonzalez A. Decellularized laminate tissues and their derivatives as templates intended for abdominal wall regeneration. Materials Letters. 2016;164:659-64.


11. Dong X, Wei X, Yi W, Gu C, Kang X, Liu Y, et al. RGD-modified acellular bovine pericardium as a bioprosthetic scaffold for tissue engineering. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 2009;20(11):2327-36.


12. Grauss R, Hazekamp M, Van Vliet S, Gittenberger-de Groot A, DeRuiter M. Decellularization of rat aortic valve allografts reduces leaflet destruction and extracellular matrix remodeling. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 2003;126(6).


13. Liao J, Yang L, Grashow J, Sacks MS. The relation between collagen fibril kinematics and mechanical properties in the mitral valve anterior leaflet. 2007.


14. Gilbert TW, Sellaro TL, Badylak SF. Decellularization of tissues and organs. Biomaterials. 2006;27(19):3675-83.


15. Lumpkins SB, Pierre N, McFetridge PS. A mechanical evaluation of three decellularization methods in the design of a xenogeneic scaffold for tissue engineering the temporomandibular joint disc. Acta Biomater. 2008;4(4):808-16.

16. Horowitz B, Bonomo R, Prince AM, Chin SN, Brotman B, Shulman RW. Solvent/detergent-treated plasma: a virus-inactivated substitute for fresh frozen plasma. Blood. 1992;79(3):826-31.


17. Brown BN, Freund JM, Han L, Rubin JP, Reing JE, Jeffries EM, et al. Comparison of three methods for the derivation of a biologic scaffold composed of adipose tissue extracellular matrix. Tissue Eng Part C Methods. 2011;17(4):411-21.


18. Meyer SR, Chiu B, Churchill TA, Zhu L, Lakey JR, Ross DB. Comparison of aortic valve allograft decellularization techniques in the rat. J Biomed Mater Res A. 2006;79(2):254-62.


19. Prasertsung I, Kanokpanont S, Bunaprasert T, Thanakit V, Damrongsakkul S. Development of acellular dermis from porcine skin using periodic pressurized technique. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2008;85(1):210-9.


20. Vavken P, Joshi S, Murray MM. TRITON-X is most effective among three decellularization agents for ACL tissue engineering. J Orthop Res. 2009;27(12):1612-8.


21. Gillies AR, Smith LR, Lieber RL, Varghese S. Method for decellularizing skeletal muscle without detergents or proteolytic enzymes. Tissue Eng Part C Methods. 2011;17(4):383-9.