بهینه‌سازی استخراج ترکیبات زیست‌فعال کلروفیل و پلی‌ساکارید از جلبک انترومورفا اینتستینالیس دریای خزر
محورهای موضوعی : زیست فناوری میکروبیسمیه رهایی 1 * , رشید علیجانی اردشیر 2 , فاطمه رزاقی شانی 3
1 - گروه زيست فناوري ميكروبي، دانشكده زيست فناوري، دانشگاه تخصصي فناوري‌هاي نوين آمل، آمل، ايران.
2 - استادیار، گروه زیست شناسی دریا، واحد آمل، دانشگاه فن آوری و نوین آمل، آمل، ایران.
3 - گروه زيست فناوري ميكروبي، دانشكده زيست فناوري، دانشگاه تخصصي فناوري‌هاي نوين آمل، آمل، ايران.
کلید واژه: جلبک, پلی ساکاریدها, طرح مرکب مرکزی, کلروفیل, حلال ها.,
چکیده مقاله :
سابقه و هدف: جلبک‌ها‌‌‌‌‌‌ی سبز به عنوان منبع غنی از رنگدانه‌ها و پلی‌ساکارید‌ها‌‌‌‌‌‌ی زیست‌فعال با اهمیت اقتصادی و کاربردهای درمانی شناخته می‌‌شوند. نظر به فراوانی جلبک سبز انترومورفا اینتستینالیس (Enteromorpha intestinalis) در سواحل دریای خزر، هدف از این پژوهش بررسی بازده استخراج پلی‌ساکارید و شرایط بهینه استخراج کلروفیل می باشد.
مواد و روش‌ها: : بعد از جمع‌آوری جلبک از سواحل دریا در فصل پاییز و شستشوی آن، نمونه‌ها در آون خشک گردید و سپس از اتانول به عنوان حلال به منظور استخراج کلروفیل استفاده شد و شرايط بهينه استخراج كلروفيل به روش سطح-پاسخ (CCD) با استفاده از نرم افزار Design-Expert v 12 و متغيرهاي غلظت حلال (96-70%)، زمان (120-60دقیقه) و دماي استخراج (70-30 درجه سلسیوس) تعیین شد. به منظور استخراج پلی‌ساکارید، بعد از خشک کردن نمونه و غوطه‌ورسازي آن در اتانول، از حلال‌های آب، هیدروکسید سدیم و اسید کلریدریک استفاده شد.
یافته‌ها: روش سطح-پاسخ نشان داد که مقدار بهینه برای حداكثر ميزان استخراج كلروفيل به ترتیب غلظت حلال اتانول 96%، دماي استخراج 61 درجه سلسیوس و مدت زمان استخراج 84 دقيقه بوده است. بیشترین میزان بازده استخراج پلی‌ساکارید (82%) از این جلبک سبز با استفاده از حلال اسید کلریدریک و بعد از گذشت 24 ساعت بدست آمد.
نتیجه‌گیری: این مطالعه به طور کلی نشان داد که جلبک سبز انترومورفا اینتستینالیس از پتانسیل مناسبی جهت استحصال رنگدانه كلروفيل و پلی‌ساکارید برخوردار مي‌باشد.
Background & Objectives: Green algae pigments and polysaccharides have economic importance and therapeutic applications. Considering the abundance of green algae Enteromorpha intestinalis on the shores of the Caspian Sea, this study tried to investigate the efficiency of polysaccharide extraction and the optimal conditions of chlorophyll extraction.
Materials and methods: After sampling the algae from the seashores in the autumn season and washing it, the samples were dried in an oven, and then ethanol was used as a solvent to extract chlorophyll. The surface-response method (RSM-CCD, Design Expert v 12 software) (factors including the solvent concentration (70-96%), extraction time (60-120 min), and temperature (30-70 ℃) was used to determine the optimal conditions for chlorophyll extraction. The sample was first dried and suspended in ethanol to extract polysaccharides, and then solvents, including water, sodium hydroxide, and hydrochloric acid solvents were used.
Results: The surface-response method's results showed that the optimal conditions for maximum chlorop,hyll extraction were a solvent concentration of 96%, an extraction temperature of 61°C, and an extraction time of 84 min. After 24 h, the highest rate of polysaccharide extraction (82%) from green algae was obtained using a hydrochloric acid solvent.
Conclusion: This study's results generally showed that Enteromorpha green algae have a good potential for extracting chlorophyll pigment and polysaccharides.
1. Adzitey F, Ekli R, Aduah M. Incidence and antibiotic susceptibility of Staphylococcus aureus isolated from ready-to-eat meats in the environs of Bolgatanga Municipality of Ghana. Cogent Environmental Science. 2020;6(1):1791463.
2. Alhumaid S, Al Mutair A, Al Alawi Z, Alzahrani AJ, Tobaiqy M, Alresasi AM, Bu-Shehab I, Al-Hadary I, Alhmeed N, Alismail M. Antimicrobial susceptibility of gram-positive and gram-negative bacteria: a 5-year retrospective analysis at a multi-hospital healthcare system in Saudi Arabia. Annals of clinical microbiology and antimicrobials. 2021;20(1):43.
3. Patel AK, Vadrale AP, Singhania RR, Michaud P, Pandey A, Chen S-J, Chen C-W, Dong C-D. Algal polysaccharides: current status and future prospects. Phytochemistry Reviews. 2023;22(4):1167-96.
4. García-Vaquero M, Rajauria G, O'Doherty JV, Sweeney T. Polysaccharides from macroalgae: Recent advances, innovative technologies and challenges in extraction and purification. Food research international. 2017;99:1011-20.
5. Zarrin V, Taherizadeh M, Tanideh N, Talaei-Khozani T. The effetct of Sargassum muticum hot water and ethanolic extracts on intestinal microbiota in obese male rats. Journal of microbial world. 2022; 15(2): 134-146.
6. Alijani Ardeshir R, Owrang M. The synergistic effect of sulfated polysaccharides of green algae with antibiotics on quorum sensing and biofilm formation in Pseudomonas aeruginosa. Journal of Microbial Biology. 2024;13(50):27-40.
7. Jafari M, Babaie SH, Motamedi A, Anvar SAA, Nowruzi B, Sprirulina: A healthy green sun woth bioactive properties. Journal of microbial world. 2021; 13(4): 322-348.
8. Khazaei M, Ardeshir RA. Protective effects of sulfated polysaccharides from Enteromorpha intestinalis on oxidative stress, liver iron overload and Ferroptosis in Zebra fish exposed to ethanol. Biomedicine & Pharmacotherapy. 2024;181:117715.
79. Carpena M, Caleja C, Pereira E, Pereira C, Ćirić A, Soković M, Soria-Lopez A, Fraga-Corral M, Simal-Gandara J, Ferreira IC. Red seaweeds as a source of nutrients and bioactive compounds: Optimization of the extraction. Chemosensors. 2021;9(6):132.
10. Toan TQ, Phong TD, Tien DD, Linh NM, Mai Anh NT, Hong Minh PT, Duy LX, Nghi DH, Pham Thi HH, Nhut PT. Optimization of microwave-assisted extraction of phlorotannin from Sargassum swartzii (Turn.) C. Ag. with ethanol/water. Natural Product Communications. 2021;16(2):1934578X21996184.
11. Zhu X, Healy L, Wanigasekara J, Zhao M, Padamati RB, Karuppusamy S, Curtin JF, Sivagnanam SP, Rai DK, Sun D-W. Characterisation of laminarin extracted from brown seaweed Laminaria digitata, using optimized ultrasound-and ultrafiltration-assisted extraction method. Algal Research. 2023;75:103277.
12. Eliuz E, Börekçi NS, Ayas D. The antimicrobial activity of Enteromorpha sp. methanolic extract and gelatin film solution against on some pathogens. Marine Science and Technology Bulletin. 2019;8(2):58-63.
13. Ghanbarzadeh M, Moazami N, Mirdamadi S, Shahavi MH, Moshaei MR, Kiadeh SGH. A study on some phytochemicals in Arthrospira platensis MGH-1 fortified with calcium and magnesium. Phycologia. 2024;63(4):390-8.
14. Gebreyohannes AY, Mazzei R, Poerio T, Aimar P, Vankelecom IF, Giorno L. Pectinases immobilization on magnetic nanoparticles and their anti-fouling performance in a biocatalytic membrane reactor. RSC Advances. 2016;6(101):98737-47.
15. Cvitković D, Dragović-Uzelac V, Dobrinčić A, Čož-Rakovac R, Balbino S. The effect of solvent and extraction method on the recovery of lipid fraction from Adriatic Sea macroalgae. Algal research. 2021;56:102291.
16. Varaprasad D, Raga Sudha N, Nazaneen Parveen S, Chandrasekhar T. Effect of various solvents on chlorophyll and carotenoid extraction in green algae: Chlamydomonas reinhardtii and Chlorella vulgaris. Annals of Plant and Soil Research. 2019;21(4):341-5.
17. Wasmund N, Topp I, Schories D. Optimising the storage and extraction of chlorophyll samples. Oceanologia. 2006;48(1).
18. Hethzerington S, Smillie R, Hallam N. In vivo Changes in Chloroplast ThylakoidMembrane Activity during Viable and Non-viable Dehydration of a Drought-tolerant Plant, Borya nitida. Functional Plant Biology. 1982;9(5):611-21.
19. Zulqarnain A, Durrani AI, Saleem H, Rubab S. Development of an ultrasonic-assisted extraction technique for the extraction of natural coloring substance chlorophyll from leaves of carica papaya. Journal of Oleo Science. 2021;70(10):1367-72.
20. Humphrey A. Chlorophyll as a color and functional ingredient. Journal of food science. 2004;69(5):C422-C5.
21. Jespersen A. Measurements of chlorophyll a from phytoplankton using ethanol as extraction solvent. Arch Hydrobiol. 1987;109:445-54.