تخفیف سمیت نانواکسید روی در گیاه دارویی گل راعی Hypericum perforatum L. با استفاده از پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم
محورهای موضوعی : تنش
الهام قاسمی فر
1
*
,
قادر حبیبی
2
1 - گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران،
2 - گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران،
کلید واژه: آنتی اکسیدان‌ها, سالیسیلیک اسید, سمیت, گل راعی, نانوذرات اکسید روی, نیتریکاکسید,
چکیده مقاله :
این تحقیق با هدف طراحی روش‌های جدید برای کاهش اثر منفی نانوذرات اکسید روی و سولفات بر روی بر محصولات گیاهی انجام شد. در مطالعه حاضر میزان سمیت نانوذرات اکسید روی (ZnONPs) و سولفات روی (ZnSO4) در گل راعی Hypericum perforatum L. پیشتیمار شده با اسیدسالیسیلیک و نیتروپروسایدسدیم در غلظت 1/0 میلیمولار، در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار به صورت کشت گلدانی در بستر پرلیت بررسی شد. پس از 21 روز تیمار، گیاهان برداشت شد. نتایج حاصل از تجزیه واریانس دادهها در آزمایشگاه نشان داد که اعمال 1000 میلیگرم در لیتر نانوذرات اکسیدروی یا سولفاتروی سمیت بیشتری ایجاد کرد. بیشترین تاثیر در کاهش اثرات سمی نانوذرات اکسید روی مربوط به پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بود که مقدار شاخص تنش اکسیداتیو (مالون دی آلدهید) را کاهش داد و در نتیجه تأثیر نامطلوب روی بر دانهرستهای گل راعی را بهبود بخشید. ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتریک اکسید، مقدار پرولین در تیمار نانوذرات اکسید روی را افزایش داد و آنتیاکسیدانهای فنل تحت تاثیر اعمال این نانو ذرات و سولفات روی، افزایش معنیدار داشت که با افزایش فعالیت آنزیم فنیلآلانین آمونیالیاز همراه بود. مقدار روی در ریشه نیز با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتریک اکسید، تحت تنش نانوذرات اکسیدروی افزایش یافت.
This study was aimed at designing of new methods to reduce the negative effect of zinc oxide nanoparticles and zinc sulfate on plant products. In the current study, the toxicity of zinc oxide nanoparticles (ZnONPs) and zinc sulfate (ZnSO4) in Hypericum perforatum L. pre-treated with salicylic acid and nitric oxide (sodium nitroprusside) at a concentration of 0.1 mM was investigated in a completely randomized design with three replicates as pot culture in perlite. After 21 days of treatment, the plants were harvested. The results of the variance analysis of the data in the laboratory showed that the application of 1000 mgL-1 of zinc oxide or zinc sulfate nanoparticles caused more toxicity. However, the greatest effect is related to the pretreatment of salicylic acid and nitric oxide (sodium nitroprusside), which successfully reduced the value of the oxidative stress index (malondialdehyde) and as a result, the adverse effect of zinc on the seed germination of gerbera. The combination of salicylic acid and nitric oxide increased the amount of proline in the treatment of zinc oxide nanoparticles and phenol antioxidants had a significant increase under the effect of zinc oxide nanoparticles and zinc sulfate, which was associated with an increase in the activity of the phenylalanine ammoni alyase enzyme. The amount of zinc in the roots also increased with the combination of salicylic acid and nitric oxide under the stress of zinc oxide nanoparticles.
Arif, Y., Sami, F., Siddiqui, H., Bajguz, A., & Hayat, S. (2020). Salicylic acid in relation to other phytohormones in plant: A study towards physiology and signal transduction under challenging environment. Environmental and Experimental Botany. 175: 104040.
Bandyopadhyay, S., Plascencia-Villa, G., Mukherjee, A., Rico, C.M., Jose-Yacaman, M., Peralta-Videa, J.R. and Gardea-Torresdey, J.L. (2015). Comparative phytotoxicity of ZnO NPs, bulk ZnO, and ionic zinc onto the alfalfa plants symbiotically associated with Sinorhizobium meliloti in soil. Science Total Environent. 515-516:60–69.
Bates, L. S., Waldren, R. P., and Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil, 39(1): 205-207.
Bhat, U. H., Sami, F., Siddiqui, H., Faizan, M., Faraz, A., and S. Hayat, S. (2021). Nitric Oxide Alleviates Zinc Oxide Nanoparticles-Induced Phytotoxicity in Brassica juncea. Russian Journal of Plant Physiology. 68(3):559–568.
Boominathan, R.and Doran, P.M. (2002). Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist. 156(2): 202-205.
Chen, J., Dou, R., Yang, Z., You, T., Gao, X., and Wang, L. (2018). Phytotoxicity and bioaccumulation of zinc oxide nanoparticles in rice (Oryza sativa L.). Plant Physiology and Biochemistry. 130: 604-612.
Cheng, Y. J., Yang, S. H., and Hsu, C. S. (2009). Synthesis of conjugated polymers for organic solar cell applications. Chemical reviews. 109(11):5868-5923.
Chikkanna, M.M., Neelagund, S.E. and Rajashekarappa, K. (2019). Green synthesis of zinc oxide nanoparticles (ZnO NPs) and their biological activity. Springer Nature Applied Sciences. 1: 1–10.
Ende, W. V. D., and Peshev, D. (2013). Sugars as antioxidants in plants. In Crop improvement under adverse conditions, pp. 285-307. Springer, New York, NY.
Faizan, M., Faraz, A., Yusuf, M., Khan, S.T.and Hayat, S. (2017). Zinc oxide nanoparticle-mediated changes in photosynthetic efficiency and antioxidant system of tomato plants. Photosynthetica. 56: 678–686.
Filippou, P., Antoniou, C., and Fotopoulos, V. (2013). The nitric oxide donor sodium nitroprusside regulates polyamine and proline metabolism in leaves of Medicago truncatula plants. Free Radical Biology and Medicine. 56: 172-183.
García-Gómez, C., Obrador, A., González, D., Babín, M., and Fernández, M. D. (2017). Comparative effect of ZnO NPs, ZnO bulk and ZnSO4 in the antioxidant defences of two plant species growing in two agricultural soils under greenhouse conditions. Science of the Total Environment. 589: 11-24.
Giannopolitis, C.N. and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase: I. Occurrence in higher plants. Plant Physiology. 59(2): 309-314.
Gaschler, M.M.and Stockwell, B.R. (2017). Lipid peroxidation in cell death. Biochemical Biophysical Research. 482: 419–425.
Gomes, M. P., Duarte, D. M., Carneiro, M. M. L. C., Barreto, L. C., Carvalho, M., Soares, A. M. ... and Garcia, Q. S. (2013). Zinc tolerance modulation in Myracrodruon urundeuva plants. Plant Physiology and Biochemistry. 67:1-6.
Ghosh, M., Jana, A., Sinha, S., Jothiramajayam, M., Nag, A., Chakraborty, A., Mukherjee, A.and Mukherjee, A. (2016). Effects of ZnO nanoparticles in plants: cytotoxicity, genotoxicity, deregulation of antioxidant defenses, and cell-cycle arrest. Mutation Research: Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis. 807:25–32.
Habibi, G. (2019). Role of exogenous hydrogen peroxide and nitric oxide on improvement of abiotic stress tolerance in plants. In: Hasanuzzaman M, Fujita M, Oku H, Islam MT (eds) Plant tolerance to environmental stress: role of phytoprotectants, 1rd edn. CRC Press.pp. 159-174.
Habibi, G. and Hajiboland, R. (2012). Comparison of photosynthesis and antioxidative protection in Sedum album and Sedum stoloniferum (Crassulaceae) under water stress. Photosynthetica 50(4): 508-518.
Hasan, M. K., Cheng, Y., Kanwar, M. K., Chu, X. Y., Ahammed, G. J., and Qi, Z. Y. (2017). Responses of plant proteins to heavy metal stress—a review. Frontiers in Plant Science, 8:1492.
Ismail, G. S. M. (2012). Protective role of nitric oxide against arsenic-induced damages in germinating mung bean seeds. Acta Physiologiae Plantarum. 34(4): 1303-1311.
Kalal, P.R.and Jajoo, A. (2021). Priming with zinc oxide nanoparticles improve germination and photosynthetic performance in wheat. Plant Physiology Biochemistry. 160: 341–351.
Kaur, R., Yadav, P., Sharma, A., Thukral, A.K., Kumar, V., Kohli, S.K. and Bhardwaj, R. (2017). Castasterone and citric acid treatment restores photosynthetic attributes in Brassica juncea L. under Cd (II) toxicity. Ecotoxicology and Environmental Safety. 145:466–475.
Kohli, S. K., Handa, N., Bali, S., Arora, S., Sharma, A., Kaur, R., and Bhardwaj, R. (2018). Modulation of antioxidative defense expression and osmolyte content by co-application of 24-epibrassinolide and salicylic acid in Pb exposed Indian mustard plants. Ecotoxicology and Environmental Safety.147:382-393.
Kolbert, Z., Barroso, J.B., Brouquisse, R., Corpas, F.J., Gupta, K.J., Lindermayr, C., Loake, G.J., Palma, J.M., Petrivalsky, M., Wendehenne, D. and Hancock J.T. (2019). A forty-year journey: the generation and roles of NO in plants. Nitric Oxide. 93:53–70.
Li, S.; Liu, J.;Wang, Y.; Gao, Y.; Zhang, Z.; Xu, J.and Xing, G.(2020). Comparative physiological and metabolomic analyses reveale d that foliar spraying with zinc oxide and silica nanoparticles modulates metabolite profiles in cucumber (Cucumis sativus L.). Food and Energy Security. 10: 269.
Lichtenthaler, H.K.and Wellburn, A.R. (1983). Determinations of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transacions. 11: 591-592.
Magne, C., Saladin, G.and Clement, C. (2006). Transient effect of the herbicide flazasulfuron on carbohydrate physiology in Vitis vinifera. Chemosphere. 62(4):650-657.
Molnár, Á., Papp, M., Kovács, D.Z., Bélteky, P., Oláh, D., Feigl, G., Szőllősi, R., Rázga, Z., Ördög, A., Erdei, L., Rónavári, A., Kónya, Z. and Kolbert, Z. (2020). Nitro-oxidative signaling induced by chemically synthesized zinc oxide nanoparticles (ZnONPs) in Brassica species. Chemosphere. 251:126419.
Prakash. V., Singh. V.P., Tripathi. D.K., Sharma. S.and Corpas, F.J. (2021). Nitric oxide (NO) and salicylic acid (SA): A framework for their relationship in plant development under abiotic stress. Plant Biology 23:39-49.
Pullagurala, V. L. R., Adisa, I.O., Rawat, S., Kim, B., Barrios, A.C.,Medina- Velo, I.A., Hernandez
Viezcas, J.A., Peralta-Videa, J.R. and Gardea-Torresdey, J. (2018). Finding the conditions for the beneficial use of ZnO nanoparticles towards plant, s - A review. Environmental Pollution. 241: 1175-1181.
Rizwan, M., Ali, S., Ali, B., Adrees, M., Arshad, M., Hussain, A. and Waris, A. A. (2019). Zinc and iron oxide nanoparticles improved the plant growth and reduced the oxidative stress and cadmium concentration in wheat. Chemosphere. 214:269-277.
Ruiz-Torres, N., Flores-Naveda, A., Barriga-Castro E.D., Camposeco-Montejo, N., Sonia Ramírez-Barrón, S., Borrego-Escalante, F., Niño-Medina, G., Hernández-Juárez, A., Garza-Alonso, C., Rodríguez-Salinas, P. and García-López J.I. (2021). Zinc Oxide Nanoparticles and Zinc Sulfate Impact Physiological Parameters and Boosts Lipid Peroxidation in Soil Grown Coriander Plants (Coriandrum sativum). Molecules. 26:1998.
Quentin, A.G., Pinkard, E.A., Ryan, M.G., Tissue, D.T., Baggett, L.S., Adams, H.D., Maillard, P., Marchand, J., Landhäusser, S.M., Lacointe. A. and Gibon, Y. (2015). Non-structural carbohydrates in woody plants compared among laboratories.Tree Physiology. 35(11):1146-65.
Samart, S., Chutipaijit, S., and Phakamas, N. (2017). Evaluating the effect of zinc oxide nanoparticles on the physiological responses of nine non-photoperiod sensitive rice cultivars. Materials Today: Proceedings. 4(5): 6430-6435.
Sidhu, G. P. S., Singh, H. P., Batish, D. R., and Kohli, R. K. (2017). Tolerance and hyperaccumulation of cadmium by a wild, unpalatable herb Coronopus didymus (L.) Sm. (Brassicaceae). Ecotoxicology and environmental safety. 135:209-215.
Sinrod, A.J.G., Avena-Bustillos, R.J., Olson, D.A., Crawford, L.M., Wang, S.C.and McHugh, T.H. (2019). Phenolics and Antioxidant Capacity of Pitted Olive Pomace Affected by Three Drying Technologies. Journal Food Science 84: 412–420.
Sharma, A., Sidhu, G.P.S., Araniti, F., Bali, A.S., Shahzad, B., Tripathi, D.K., Brestic, M., Skalicky, M. and Landi, M. (2020). The role of salicylic acid in plants exposed to heavy metals. Molecules. 25(3): 540.
Tajik, S., Zarinkamar, F., Soltani, B. M., & Nazari, M. (2019). Induction of phenolic and flavonoid compounds in leaves of saffron (Crocus sativus L.) by salicylic acid. Scientia Horticulturae. 257:108751.
Tripathi, D.K., Mishra, R.K., Singh, S., Singh, S., Vishwakarma, K., Sharma, S., Singh, V.P., Singh, P.K., Prasad, S.M., Dubey, N.K., Pandey, A.C., Shivendra, S., and Chauhan, D.K. (2017). Nitric oxide ameliorates zinc oxide nanoparticles phytotoxicity in wheat seedlings: implication of the ascorbate-glutathione cycle, Frontiers Plant Science.8:1.
Velioglu, Y.S., Mazza, G., Gao, L. and Oomah, B.D. (1998). Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 46(10):4113-4117.
Wang, X., Yang, X., Chen, S., Li, Q., Wang, W. and Hou, C.(2016). Zinc oxide nanoparticles affect biomass accumulation and photosynthesis in Arabidopsis. Frontiers Plant Science. 6:1243.
Wang, X.P., Li, Q.Q., Pei, Z.M. and Wang, S.C. (2018). Effects of zinc oxide nanoparticles on the growth, photosynthetic traits and antioxidative enzymes in tomato plants. Biologia plantarum. 62(4):801-808.
Wu, Q., Su, N., Zhang, X., Liu, Y., Cui, J.and Liang, Y. (2016). Hydrogen peroxide, nitric oxide and UV Resistance Locus and interact to mediate UV-B-induced anthocyanin biosynthesis in radish sprouts. Scientific Reports 6(1):29164.
Wang, X.P., Li, Q.Q., Pei, Z.M. and Wang, S.C. (2018). Effects of zinc oxide nanoparticles on the growth, photosynthetic traits and antioxidative enzymes in tomato plants. Biologia plantarum. 62(4):801-808.
Yang, Y., Zhang, L., Huang, X., Zhou, Y., Quan, Q., Li, Y., and Zhu, X. (2020). Response of photosynthesis to different concentrations of heavy metals in Davidia involucrata. PLOS One. 15(3): e0228563.
Zouari, M., Ahmed, C. B., Elloumi, N., Bellassoued, K., Delmail, D., Labrousse, P., Abdallah, F.B. and Rouina, B. B. (2016). Impact of proline application on cadmium accumulation, mineral nutrition and enzymatic antioxidant defense system of Olea europaea L. Chemlali exposed to cadmium stress. Ecotoxicology and Environmental Safety. 128: 195-205.
Zoufan, P., Baroonian, M .and Zargar, B. (2020). ZnO nanoparticles-induced oxidative stress in Chenopodium murale L, Zn uptake, and accumulation under hydroponic culture. Environmental Science and Pollution Research .27(10): 11066–11078.
Zucker, M. (1965). Induction of phenylalanine deaminase by light and its relation to chlorogenic acid synthesis in potato tuber tissue. Plant Physiology. 40(5): 779-784.
Reducing the toxicity of zinc nanoparticles and zinc sulfate in
Hypericum perforatum L. with salicylic acid and sodium nitroprusside pretreatment
Elham Ghasemifar1*
, Ghader Habibi2
1 Department of Biology, Payam Noor University (PNU), Tehran, Iran, Email: e_ghasemifar@pnu.ac.ir
2 Department of Biology, Payam Noor University (PNU), Tehran, Iran, Email: ghabibi@pnu.ac.ir
Article type: | Abstract | |
Research article
Article history Received: 30.01.2023 Revised: 21.04.2023 Accepted: 27.04.2023 Published: 21.06.2024
Keywords Antioxidants Salicylic acid Toxicity Hypericum Zinc oxide nanoparticles Nitric oxide | This study was aimed at designing of new methods to reduce the negative effect of zinc oxide nanoparticles and zinc sulfate on plant products. In the current study, the toxicity of zinc oxide nanoparticles (ZnONPs) and zinc sulfate (ZnSO4) in Hypericum perforatum L. pre-treated with salicylic acid and nitric oxide (sodium nitroprusside) at a concentration of 0.1 mM was investigated in a completely randomized design with three replicates as pot culture in perlite. After 21 days of treatment, the plants were harvested. The results of the variance analysis of the data in the laboratory showed that the application of 1000 mgL-1 of zinc oxide or zinc sulfate nanoparticles caused more toxicity. However, the greatest effect is related to the pretreatment of salicylic acid and nitric oxide (sodium nitroprusside), which successfully reduced the value of the oxidative stress index (malondialdehyde) and as a result, the adverse effect of zinc on the seed germination of gerbera. The combination of salicylic acid and nitric oxide increased the amount of proline in the treatment of zinc oxide nanoparticles and phenol antioxidants had a significant increase under the effect of zinc oxide nanoparticles and zinc sulfate, which was associated with an increase in the activity of the phenylalanine ammoni alyase enzyme. The amount of zinc in the roots also increased with the combination of salicylic acid and nitric oxide under the stress of zinc oxide nanoparticles.
| |
Cite this article as: Ghasemifar, E., Habibi, Gh. (2023). Reducing the toxicity of zinc nanoparticles and zinc sulfate in Hypericum perforatum L. with salicylic acid and sodium nitroprusside pretreatment. Journal of Plant Environmental Physiology, 19(2): 1-18.
| ||
| ©The author(s) Publisher: Islamic Azad University, Gorgan branch Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984473 | |
تخفیف سمیت نانواکسید روی و سولفات روی در گیاه دارویی گل راعی
Hypericum perforatum L.با استفاده از پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم
الهام قاسمی‌فر1 *، قادر حبیبی2
1 گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران، رایانامه: e_ghasemifar@pnu.ac.ir
2 گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران، رایانامه ghabibi@pnu.ac.ir:
نوع مقاله: مقاله پژوهشی
تاریخ دریافت: 10/11/1401 تاریخ بازنگری: 01/02/1402 تاریخ پذیرش: 07/02/1402 تـاریخ چاپ: 01/04/1403
واژه‌های کلیدی: آنتی اکسیدان‌ها سالیسیلیک اسید سمیت گل راعی نانوذرات اکسید روی نیتریکاکسید | چکيده | |||
این تحقیق با هدف طراحی روش‌های جدید برای کاهش اثر منفی نانوذرات اکسید روی و سولفات بر روی بر محصولات گیاهی انجام شد. در مطالعه حاضر میزان سمیت نانوذرات اکسید روی (ZnONPs) و سولفات روی (ZnSO4) در گل راعی Hypericum perforatum L. پیشتیمار شده با اسیدسالیسیلیک و نیتروپروسایدسدیم در غلظت 1/0 میلیمولار، در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار به صورت کشت گلدانی در بستر پرلیت بررسی شد. پس از 21 روز تیمار، گیاهان برداشت شد. نتایج حاصل از تجزیه واریانس دادهها در آزمایشگاه نشان داد که اعمال 1000 میلیگرم در لیتر نانوذرات اکسیدروی یا سولفاتروی سمیت بیشتری ایجاد کرد. بیشترین تاثیر در کاهش اثرات سمی نانوذرات اکسید روی مربوط به پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بود که مقدار شاخص تنش اکسیداتیو (مالون دی آلدهید) را کاهش داد و در نتیجه تأثیر نامطلوب روی بر دانهرستهای گل راعی را بهبود بخشید. ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتریک اکسید، مقدار پرولین در تیمار نانوذرات اکسید روی را افزایش داد و آنتیاکسیدانهای فنل تحت تاثیر اعمال این نانو ذرات و سولفات روی، افزایش معنیدار داشت که با افزایش فعالیت آنزیم فنیلآلانین آمونیالیاز همراه بود. مقدار روی در ریشه نیز با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتریک اکسید، تحت تنش نانوذرات اکسیدروی افزایش یافت. | ||||
استناد: قاسمی‌فر، الهام؛ حبیبی، قادر. (۱۴۰۳). تخفیف سمیت نانواکسید روی و سولفات روی در گیاه دارویی گل راعی Hypericum perforatum L. با استفاده از پیشتیمار سالیسیلیک اسید و نیتروپروسایدسدیم. فیزیولوژی محیطی گیاهی، ۱۹(۲)، ۱۸-1. | ||||
| ناشر: دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان © نویسندگان. | Doi: https://doi.org/10.71890/iper.2024.984473 | ||
مقدمه
نانوتکنولوژی کشاورزی با استفاده از نانوذرات فلزی در تغذیه گیاهی، سیستم‌های تولید محصول را بهبود بخشیده است (Faizan et al., 2017). در میان نانوذرات اکسید فلز، نانوذرات اکسیدروی
(ZnO NPs) به‌دلیل ظرفیت فوتوکاتالیستی و فتواکسیدانی خود در برابر سایر ترکیبات شیمیایی و زیستی، توجه محققان را به خود جلب کرده است (Chikkanna et al., 2019). با این حال، چندین مطالعه نشان داد که نانوذرات اکسیدروی اثرات مثبت و منفی بر تنظیم رشد محصول دارد (Pullagurala et al., 2018; Li et al., 2020). استفاده روزافزون از نانوذرات اکسیدروی در کشاورزی نیاز به بررسی تاثیر آنها بر محصولات را ایجاد میکند. به عنوان مثال، کاربرد نانوذرات اکسیدروی در دانه‌های گندم در غلظت کم (10 میلیگرم در لیتر) جذب آب را بهبود بخشید که منجر به بهبود فعالیت آلفا آمیلاز و محتوای رنگدانههای فتوسنتزی مانند کلروفیل aو کلروفیل bو محتوای کلروفیل کل گشت (Kalal et al., 2021). درArabidopsis thaliana، نانوذرات اکسیدروی بیوسنتز کلروفیل و کارایی فتوسنتز را با مهار بیان ژن‌های مرتبط با سنتز کلروفیل تحت تاثیر قرار داد (Wang et al., 2016).
غلظت بالای روی در بافتهای گیاهی میتواند بر تولید رادیکالهای آزاد و سطوح مالون دی آلدهید تأثیر بگذارد (Gaschler et al., 2017). گونههای فعال اکسیژن بسیار واکنشپذیر هستند و میتوانند باعث تنش اکسیداتیو در موجودات زنده شوند
(García-Gómez et al., 2017). در این راستا، پیشتیمار گیاه با رادیکال آزاد نیتروپروساید سدیم (NO) و فیتوهورمون فنولیک سالیسیلیکاسید (SA) میتواند اثرات منفی تنش غیرزیستی در گیاهان را کاهش دهد (Habibi, 2019; Sharma et al., 2020; Prakash et al., 2021). در تحقیقات نشان داده است نیتروپروسایدسدیم سمیت نانوذرات اکسیدروی را در گیاهان Oryza sativa و Triticum aestivum با ایجاد تغییراتی در آسیب اکسیداتیو و فعالیت آنزیم آنتیاکسیدانی محدود کرد (Chen et al., 2015; Tripathi et al., 2017). مطالعات پیشین نشان داد که استفاده از نیتروپروسایدسدیم خارجی باعث بهبود سمیت سلولی ناشی از نانوذرات اکسیدروی در گیاهان خردل Brassica juncea گشت (Bhat et al., 2021). در گیاهان تیمار شده با نانوذرات روی بدون اعمال سالیسیلیکاسید، مقدار مالون دی آلدهید و پراکسیدهیدروژن به صورت قابل توجهی افزایش یافت که نشان میدهد نانوذرات اکسیدروی باعث ایجاد تنش اکسیداتیو میشود (Ghosh et al., 2016; Molnár et al., 2020; Zoufan et al. 2020).
گزارشات نشان داده است سالیسیلیکاسید ممکن است نقش مهمی در افزایش یکپارچگی غشاها با کنترل عملکرد سیستم آنتی اکسیدانی داشته باشد که میتواند جذب مواد غذایی و رشد را در گیاهان تحت تیمار نانوذرات اکسیدروی بهبود بخشد. افزایش مقدار پرولین، ترکیبات فنولی و افزایش فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدانی در گیاهان پیشتیمار شده با سالیسیلیک اسید این تفسیر را تأیید میکند. تنش اکسیداتیو توسط نانوذرات اکسیدروی کاهش مییابد (Bhat et al., 2021) اما در هیچ مطالعه‌ای نقش ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتریک اکسید در این کاهش مشاهده نشده است.
این نتایج نشان داد که پیش تیمار سالیسیلیکاسید یا نیتروپروسایدسدیم برای گیاهHypericum perforatum L تحت تنش نانوذرات اکسیدروی موثر است، با این حال، تداخل بین نیتروپروسایدسدیم و سالیسیلیکاسید نیاز به بررسی بیشتر دارد. علاوه بر این، برای درک بهتر اثرات نانوذرات اکسیدروی، واکنشهای فیزیولوژیکی و مولکولی گیاه، در مواجهه با سولفاتروی نیز بررسی شد. هدف این مطالعه برجسته کردن جنبه‌های کاهش‌دهنده تاثیر سمیت نانوذرات توسط سالیسیلیکاسید، نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم است و به طور انتقادی به بحث در مورد سمیت اکسیدروی (ZnO و سولفات روی (ZnSO4) در گیاهHypericum perforatum L. می‌پردازد و راندمان حذف این مواد سمی را از خاک بهبود می‌بخشند.
مواد و روش‌ها
مواد گیاهی و تیمار: بذرHypericum perforatum L. (معمولاً به نام هوفاریقون، گل راعی، علف هزار چشم و علف چای) از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه شد. بذرها در گلدان های پلاستیکی استوانه ای شکل حاوی پرلیت کاشته شد و سپس با 500 میلیلیتر محلول هوگلند(هر سه روز یکبار) به صورت متناوب با آب مقطر آبیاری شد. قطر گلدانها 14 سانتیمتر و عمق 45 سانتیمتر بود. برای پیشتیمار، بذر گل راعی در محلولهای نیتروپروساید سدیم (SNP)، به عنوان اهداکننده (NO) و سالیسیلیکاسید (SA) به‌مدت 12 ساعت خیسانده شد. در یک مطالعه مقدماتی، غلظتهای موثر نیتروپروساید سدیم و سالیسیلیکاسید، با توجه به تأثیر غلظتهای مختلف نیتروپروساید سدیم (05/0، 1/0، 5/0، 1، 5 و 10 میلیمولار نیتروپروساید سدیم) و سالیسیلیکاسید (05/0، 1/0، 5/0، 1، 5 و 10 میلیمولار سالیسیلیک اسید) در جوانهزنی بذر و رشد گیاهچه گل راعی انتخاب شدند. شانزده هفته پس از کاشت، زمانی که بوته ها حدود 10 سانتیمتر ارتفاع داشتند، گلدانها با 1000 میلیگرم در لیتر نانوذرات اکسیدروی یا محلول سولفات روی محلول در آب، به مدت 21 روز (تیمار روی) آبیاری شد. نانوذرات اکسیدروی از شرکت معتبر «پیشگامان نانومواد ایران، مشهد، ایران» تهیه شدهاست. خصوصیات فیزیکوشیمیایی این نانو محصول به شرح زیر است: خلوص: 99 درصد؛ APS 30-10 نانومتر. SSA m2 g-120-60. رنگ سفید؛ مورفولوژی: کروی; چگالی واقعی: 606/5 گرم بر سانتی‌مترمکعب و نمک سولفات روی (ZnSO4) از شرکت سیگما خریداری شد و به منظور کنترل حجم مورد استفاده قرار گرفت. در یک مطالعه مقدماتی غلظت نانوذرات اکسیدروی و نمک سولفات روی موثر (1000 میلیگرم در لیتر) با توجه به تأثیر غلظتهای مختلف آنها (5، 50، 100، 1000 و 2000 میلیگرم در لیتر) بر جوانهزنی بذر و رشد گیاهچه انتخاب شد. گیاهان شاهد با محلول غذایی بدون روی، نیتروپروساید سدیم و سالیسیلیک اسید آبیاری شدند. گیاهان در گلخانه با شرایط دمای روز و شب به ترتیب 25تا30 درجه سانتیگراد و 19 تا 21 درجه سانتیگراد، رطوبت نسبی 65-60 درصد و تراکم جریان نوری روزانه حدود 350-400 میکرومول بر متر مربع بر ثانیه در طول دوره آزمایش نگهداری شدند.
برداشت گیاه جهت سنجش: پس از 21 روز از تیمار روی، گیاهان برای تجزیه و تحلیل مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی برداشت شدند. پس از تعیین وزن تر (FW)، برگ ها به مدت 48 ساعت در دمای 70 درجه سانتی گراد برای تعیین وزن خشک (DW) خشک شدند. برای آزمایشات بعدی، نمونهها بلافاصله در N2 مایع تا زمان سنجش ذخیره شدند.
سنجش کلروفیلها وکاروتنوئیدها: جهت سنجش مقدار رنگیزههای برگ، نمونههای گیاهی با آب دوبار تقطیر شستشو و روی کاغذ صافی خشک شدند. پس از اندازهگیری وزن تر) تقریباً 600 میلیگرم(، نمونهها در داخل ورقه آلومینیومی قرار گرفته و در ازت مایع تا زمان سنجش نگهداری شدند. استخراج رنگیزه با استفاده از حلال استن روی یخ و با هاون چینی سرد انجام شد. غلظت کلروفیل و کاروتنوئیدها به وسیله اسپکتروفتومتر (Shimadzu AA-6500, Kyoto, Japan)، بعد از 24 ساعت استخراج در استن100 درصد اندازهگیری شد. جذب نمونهها در 662، 645 و470 نانومتر اندازهگیری و غلظت کلروفیلها a، b و کاروتنوئیدها طبق فرمولهای زیر محاسبه گردید (Lichtenthaler & Wellburn, 1985).
Ca=11.75 A662 -2.350 A645
Cb=18.61 A645-3.960 A662
Cx+c=1000 A470-2.27Ca-81.4 Cb/22
Ca = کلروفیلa ، Cb = کلروفیل b، Cx+c= کارتنوئید کل، A= جذب در طول موج
تعیین قندهای محلول، نشاسته و پرولین: غلظت قندهای محلول بر اساس روش Quentin و همکاران (2015) تعیین شد. پس از استخراج عصاره، مواد رویی تحت آنالیز قندهای محلول توسط معرف آنترون سولفوریک در 630 نانومتر قرار گرفتند. برای رسم منحنی استاندارد از گلوکز (سیگما) استفاده شد. رسوب حاصل برای آنالیز نشاسته با پیروی از روش Magne و همکاران (2006) استفاده شد و جذب در 600 نانومتر خوانده شد. برای ترسم منحنی استاندارد از نشاسته (Merck) استفاده شد. برای استخراج و سنجش پرولین آزاد در نمونهها از روش Bates و همکاران (۱۹۷۳) استفاده گردید. پس از استخراج عصارههای گیاهی، جذب آنها درnm 520 توسط اسپکتروفتومتر اندازهگیری شد. در نهایت مقدار پرولین نمونهها برحسب میکرومول بر گرم ماده تر محاسبه شد.
سنجش فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز و ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی کل: فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز، با اندازه گیری میزان جذب سینامیک اسید با اسپکتروفتومتری در طول موج 290 نانومتر بر اساس روش اصلاح شده Zucker (1965) تعیین شد. یک واحد (U) از فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز به عنوان مقدار آنزیمی که یک نانومول سینامیک اسید در ساعت تولید می کند، تعریف شده است. ترکیبات فنلی کل با روش Velioglu و همکاران (1998) اندازهگیری شد. برای ساخت منحنی استاندارد از گالیک اسید استفاده شد. نتایج به عنوان میلیگرم گالیکاسید (GA) به ازای هر گرم وزن تازه تعریف شد. محتوای فلاونوئید کل با استفاده از منحنی استاندارد کورستین اندازهگیری شد و به صورت میلی گرم معادل کوئرستین (QE)/100 گرم عصاره بیان شد. غلظت آنتوسیانین با استفاده از روش Krizek و همکاران (1993) اندازهگیری شد. مقدار آنتوسیانین براساس cyaniding-3-glucoside mg. g-1 FWگزارش شد.
سنجش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی و متابولیتهای سیستم آنتی اکسیدانی: فعالیت سوپراکسیددیسموتاز (SOD, EC 1.15.1.1) براساس روش (Giannopolitis & Ries, 1977) اندازهگیری شد و جذب عصاره آنزیمی در طول موج 560نانومتر اندازه گیری شد. یک واحد سوپراکسید دیسموتاز به عنوان مقدار آنزیمی که 50 درصد مهار کاهش نیتروکلرید تترازولیوم را در شرایط سنجش ایجاد میکند، تعریف شد. فعالیت آسکوربات پراکسیداز (APX, EC 1.11.1.11) با پیروی از کاهش جذب در طول موج 290 نانومتر بر اساس روش Boominathan و Doran (2002) تعیین شد. سنجش مالون دی آلدئید به عنوان معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها بر اساس روش (Habibi and Hajiboland., 2012) صورت گرفت.
تعیین غلظت نیتروپروسایدسدیم (NO): غلظت نیتریک اکسید با استفاده از روش Wu و همکاران (2016) اندازهگیری شد. پس از استخراچ عصاره جذب در طول موج 540 نانومتر اندازه گیری شد. غلظت نیتروپروسایدسدیم با استفاده از یک منحنی استاندارد رسم شده با غلظتهای شناخته شده نیترات سدیم محاسبه شد.
تعیین محتوای روی: محلول هضم شده گیاهی در آب مقطر رقیق شد، و محتوای روی با طیف سنجی انتشار پلاسما-اتمی القایی جفت شده (ICP-AES, INTEGRA XL2, GBC; Australia) برآورد شد.
تجزیه و تحلیل HPLC: عصاره برگ (2 گرم) با استفاده از متانول (5 میلیلیتر) به عنوان حلال تهیه و فیلتر گردید. برای رسم منحنی کالیبراسیون، محلولهای ذخیره حاوی ترکیبات فنلی شناسایی با متانول تهیه شد تا غلظت 1 میلیگرم در میلیلیتر به دست آید و منحنیهای کالیبراسیون برای نمونههای استاندارد با رسم مساحت پیک ترکیبات فنلی شناسایی و غلظت آنها از طریق رقیقسازی ساخته شد. از هر محلول موجود در متانول به شش غلظت (0.78ppm، 1.58 ppm، 3.12 ppm، 6.25 ppm و 25ppm). آنالیز HPLC با استفاده از یک سیستم کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا (HPLC)Agilent 1290 (Santa Clara, CA, USA) با آشکارساز آرایه دایود (DAD) مطابق با Sinrod و همکاران (2019) انجام شد. جداسازی بر روی یک ستون جداسازی Eurospher 100-5 C18 به ابعاد 25 سانتیمتر× 6/4 میلیمتر با پیشستون ارائه شده توسط Knauer (برلین، آلمان) به دست آمد. جمع آوری و ادغام دادهها با نرم افزار EZchrom Elite انجام شد. نمونه 20 میکرولیتری از عصاره متانولی در برگها از طریق یک انژکتور 3900 Smartline Autosampler مجهز به حلقه 100 میکرولیتری به ستون HPLC تزریق گردید. جداسازی با استفاده از اسید تریفلوئورواستیک 02/0 درصد در آب (شستشوی A) و متانول (شستشوی D) انجام شد. کمیسازی هر پیک اسیدهای فنلی با استفاده از منحنیهای کالیبراسیون در محدوده ppm 25/0 تا 78/0 انجام و معادلات آنها اندازهگیری شد.
تحلیل آماری
آزمایشها در قالب طرح بلوک های کامل تصادفی با 3 تکرار انجام شد. تجزیه و تحلیل آماری با استفاده از Sigma Stat 3.5 با آزمون Tukey انجام شد (P<0.05).
تجزیه آماری دادهها نشان داد که پیشتیمار نیتروپروسایدسدیم و سالیسیلیکاسید در غلظت 1/0 میلیمولار به طور قابل توجهی جوانهزنی بذر و رشد گیاهچه را افزایش داد (شکل1).
تجمع نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی و تاثیر آن بر پارامترهای رشد: با توجه به نتایج کاهش معنیدار مقدار وزن خشک اندامهای هوایی در سطح 5%، در نمونههای تحت تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی پیشتیمار شده به‌ترتیب با میانگین 33/0، 35/0 گرم و پیشتیمار نشده به‌ترتیب با میانگین 38/0، 34/0 گرم نسبت به میانگین شاهد 6/0 گرم بدست آمد. اعمال نانوذرات اکسیدروی وزن خشک ریشه را در پیشتیمارهای نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیک اسید و نیتروپروسایدسدیم با میانگین 09/0، 08/0 گرم در مقایسه با میانگین شاهد 15/0 گرم کاهش داد. در این مطالعه، وزن خشک ریشه در تنش نانوذرات اکسیدروی و پیشتیمار سالیسیلیکاسید به میزان 14/0 گرم نسبت به شاهد بهبود نشان داد (شکل 2). مقدار روی در اندام هوایی و ریشهها تحت تاثیر تیمار نانوذرات اکسیدروی و سولفاتروی افزایش معنیداری در سطح 5% داشت و این افزایش در تیمار نانوذرات اکسیدروی بیشتر بود (جدول 1). بیشترین افزایش روی در برگهای پیش تیمار شده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی مشاهده شد. مقدار روی ریشههای گل راعی پیشتیمار شده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم در تنش نانوذرات اکسیدروی افزایش داشت، در حالی که پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیک اسید و نیتروپروسایدسدیم موجب کاهش مقدار روی در برگها در مقایسه با ریشهها شد (جدول 1).
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی بر کلروفیل کل، کاروتنوئیدها: مقدار کلروفیل a برگهای پیشتیمارشده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم در شرایط تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 1/13 میلیگرم نسبت به میانگین شاهد 3/19 میلیگرم کاهش داشت. مقدار کلروفیل a گیاه در تنش سولفات روی با میانگین 4/14 میلیگرم کاهش داشت، درحالیکه در تنش سولفات روی و پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروساید سدیم با میانگین 2/19 میلیگرم بهبود مشاهده شد (شکل 3). کمترین مقدار کلروفیل کل برگها در تنش نانوذرات اکسیدروی و پیش تیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم با میانگین 1/19 میلیگرم در مقایسه با شاهد (میانگین25 میلیگرم) مشاهده شد، در حالیکه تحت تنش سولفات روی و پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم با میانگین 5/24 میلیگرم بهبود مشاهده شد (شکل 3). مقدار کاروتنوئید برگها تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی قرار نگرفت، درحالیکه بیشترین مقدار کاروتنوئید در پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم در تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 2/10 میلیگرم نسبت به شاهد (4/5 میلیگرم) حاصل شد (شکل 4).
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی بر مقدار قندهای محلول، نشاسته و پرولین: بیشترین افزایش مقدار قندهای محلول و نشاسته برگ در تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 5/8 قند نسبت به میانگین شاهد 4/6 و میانگین 9/1 نشاسته نسبت به میانگین شاهد 3/1 میلیگرم بر گرم بدست آمد. تیمار سولفات روی موجب افزایش مقدار نشاسته با میانگین 7/1 میلیگرم بر گرم شد (شکل 5). افزایش مقدار پرولین برگها تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی با میانگین 2/44 میکروگرم بر گرم نسبت به میانگین شاهد3/25 میکروگرم بر گرم مشاهده شد. بیشترین افزایش مقدار پرولین برگها در پیشتیمار ترکیب سالیسیلیک اسید و نیتروپروساید سدیم تحت تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 3/48 میکروگرم برگرم حاصل شد (شکل 5).
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی در فعالیت آنتی اکسیدانی، محتوای کلی ترکیبات فنلی، فلاونوئید، آنتوسیانین و نیتریکاکسید: بیشترین افزایش فنل برگها در تنش سولفاتروی با میانگین 4/2 میلیگرم نسبت به شاهد با میانگین 5/1 میلیگرم بدست آمد (شکل 7). بیشترین افزایش فلاونوئید برگها در تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 16/1 و سولفات روی 19/1 میلیگرم بر گرم و در پیشتیمار نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر تنش سولفات روی 34/1 نسبت به میانگین شاهد 76/0 میلیگرم بر گرم بدست آمد. بیشترین افزایش فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز در پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی23/1و سولفات روی 53/1 نسبت به میانگین شاهد 89/0 میکرومول بر میلیگرم حاصل شد. آنتوسیانین تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی در گیاهان پیش تیمار شده و نشده قرار نگرفت (شکل 6).
اسیدهای فنلی اصلی و فلاونوئیدها در عصاره متانولی برگ گل راعی را با استفاده از آنالیز HPLC ارزیابی شد (جدول 2). پیشتیمار سالیسیلیکاسید یا نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیک اسید و نیتروپروسایدسدیم موجب افزایش معنیدار مقدار کورسیتین، اسیدکلروژنیک و روتئین در مقایسه با شاهد شد. مقدار اسیدکلروژنیک تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی افزایش معنیداری در سطح 5% نشان داد (جدول 2). از سوی دیگر، پیشتیمار بذرها با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم باعث افزایش معنیدار مقدار روتئین و اسید کلروژنیک تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی شد.
پیشتیمار بذرها با نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم با میانگین 21/1 و 16/1 میکروگرم بر میلیگرم نسبت به میانگین شاهد 53/0 میکروگرم بر میلیگرم موجب افزایش فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز برگها شد. بیشترین افزایش فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی با میانگین 63/1 و 21/1 میکروگرم بر میلیگرم حاصل شد. بیشترین افزایش فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز در تنش نانوذرات اکسیدروی با میانگین 5 میکروگرم بر میلیگرم نسبت به میانگین شاهد 05/3 میکروگرم بر میلیگرم مشاهده شد (شکل 7). تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی موجب افزایش مقدار نیتریکاکسید برگها با میانگین 8/96 و 8/97 نانومول بر گرم نسبت به شاهد(1/48 نانومول بر گرم ) شد و بیشترین افزایش نیتریکاکسید در تنش سولفات روی با پیشتیمار نیتروپروساید سدیم و میانگین 5/103 نانومول بر گرم بدست آمد (شکل 9). در تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی، بیشترین مقدار پراکسیدهیدروژن به‌ترتیب با میانگین 9/0، 98/0 میکرومول بر میلیگرم در مقایسه با شاهد 43/0 میکرومول بر میلی گرم و بیشترین مقدار مالوندیآلدئید با میانگین 6/23، 3/21 در مقایسه با شاهد 5/13 نانومول بر گرم مشاهده شد، در حالی که پیشتیمار نیتروپروسایدسدیم در تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی، مقدار مالوندیآلدئید با میانگین 13 نانومول بر گرم را کاهش داد (شکل 8).
شکل ۱: تاثیر نیتروپروساید سدیم و سالیسیلیک اسید در جوانهزنی بذر گل راعی. بذرها در غلظتهای مختلف
نیتروپروساید سدیم (05/0، 1/0، 5/0، 1، 5 و 10 میلیمولار نیتروپروساید سدیم) و سالیسیلیک اسید
(05/0، 1/0، 5/0، 1، 5 و 10 میلیمولار سالیسیلیکاسید) به‌مدت 12 ساعت خیسانده شد.
شکل 2: تاثیر پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بر وزن خشک اندامهای هوایی (الف) و وزن خشک ریشه (ب) گل راعی تحت تنش نانوذرات اکسید روی و سولفات روی. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار بین میانگینها در سطح 05/0 p< (Tukey test) است. مقادیر، میانگین ± SD (n=3) (انحراف معیار) است.
|
شکل 3: تاثیر پیشتیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بر مقدار کلروفیل a (الف)، کلروفیل b (ب) ، کلروفیل کل (ج) و نسبت کلروفیلb به a (د) برگهای گل راعی تحت تنش نانوذرات اکسید روی و سولفات روی. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار بین میانگینها در سطح 05/0 p< (Tukey test) است. مقادیر، میانگین ± SD (n=3) (انحراف معیار) است. |
شکل 5: تاثیر پیش تیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بر مقدار پرولین (الف)، قندهای محلول (ب) و نشاسته (ج) برگهای گل راعی تحت تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار بین میانگینها در سطح 05/0 p< (Tukey test) است. مقادیر، میانگین ± SD (n=3) (انحراف معیار) است. |
|
جدول 1: تاثیر پیش تیمار سالیسیلیک اسید و نیتروپروسایدسدیم بر مقدار روی (µgg-1) در گل راعی تحت تنش نانوذرات اکسید روی و سولفات روی. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار بین میانگینها در سطح 05/0 p< (Tukey test) است. مقادیر، میانگین ± SD (n=3) (انحراف معیار) است.
تیمار | غلظت یون روی اندام هوایی | غلظت یون روی در دریشه |
کنترل | 13/0± 03/0e | 16/1± 2/0d |
نانوذرات روی | 76/5± 23/0a | 57/11± 65/0a |
نانوذرات روی و پیشتیمار ترکیبی | 76/3± 1/0c | 5/8± 56/0b |
سولفات روی | 56/4± 23/0b | 02/6±45/0c |
سولفات روی و پیشتیمار ترکیبی | 92/2± 13/0d | 5/6± 7/0c |
جدول 2: تاثیر پیش تیمار سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم بر مقدار فنل و فلاونوئید (mg ml-1) عصاره متانولی (2 گرم برگ در5 میلیلیتر متانول) برگهای گل راعی تحت تنش نانوذرات اکسید روی. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار بین میانگینها در سطح05/0 p< (Tukey test) است. مقادیر، میانگین ± SD (n=3) (انحراف معیار) است.
تیمار | کلروژنیک اسید | کوئرسین | روتئین |
کنترل | 55/0±01/0 e | 3±41/0 b | 5/16 ±96/0d |
سالیسیلیک اسید | 72/2±12/0 b | 64/4 ±49/0a | 13/13±19/0e |
نیتریک اکسید | 46/1±22/0cd | 36/3 ±22/0 b | 1/27±79/1 b |
پیش تیمار ترکیبی | 57/1±07/0 c | 72/3 ±13/0 b | 2/23±24/1 c |
نانوذرات روی | 25/1±05/0 d | 19/2 ±1/0 c | 23/13±2/0 e |
نانوذرات روی و سالیسیلیک اسید | 0 | 0 | 78/20±02/1 c |
نانوذرات روی و نیتریک اکسید | 0 | 0 | 7±15/0f |
نانوذرات روی و پیش تیمار ترکیبی | 5/3±16/0 a | 85/1±14/0c | 56/51±95/1 a |
|
|
بحث
تجمع نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی و تاثیر آن بر پارامترهای رشد: در این مطالعه، مقدار وزن خشک ریشه تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی کاهش معنیداری در سطح ۵ درصد داشت. مطالعات پیشین نشان دادند که اثر سمیت نانوذرات اکسیدروی در رشد و نمو گیاه بیشتر به دلیل ایجاد تنش اکسیداتیو است (Bandyopadhyay et al., 2015). روی عنصر ضروری برای متابولیسم گیاه است، اما مقادیر اضافی روی در گیاه میتواند باعث ایجاد تنش اکسیداتیو و کاهش رشد شود (Zoufan et al., 2020). مقدار وزن خشک اندامهای هوایی تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی در گیاهان پیشتیمار شده و نشده کاهش معنیداری نشان داد، همسو با این نتایج Wang و همکاران (2016) برای بررسی بیشتر مکانیسمهای سمیت نانوذرات روی، اثرات نانوذرات اکسیدروی را در تجمع زیست توده و فتوسنتز در آرابیدوپسیس مورد بررسی قرار دادند و مشاهده کردند که نانوذرات اکسیدروی موجب کاهش تجمع زیست توده در شاخهها و ریشهها میشود. کاهش وزن خشک ریشه تحت تاثیر اعمال پرایمینگ سالیسیلیکاسید در تنش نانوذرات اکسیدروی، بهبود یافت. همسو با این یافتهها Arif و همکاران (2020) نشان داد که سالیسیلیکاسید میتواند اثرات نامطلوب تنشهای غیرزیستی را بر رشد و عملکرد گیاه کاهش دهد (Arif et al., 2020). مقدار روی در اندام هوایی و ریشهها تحت تاثیر تیمار نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیداری داشت و این افزایش در تیمار نانوذرات اکسیدروی بیشتر بود. مقدار روی در ریشههای پیشتیمار شده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی افزایش معنیداری داشت. Chen و همکاران (2018) نشان دادند که گیاهان میتوانند روند تخریب نانوذرات اکسیدروی را در ریشه تسریع کنند و در نتیجه غلظت یون روی در ریشه افزایش یابد. این مطالعه نشان داد که تجمع و احتباس یون روی در ریشه پیشتیمار شده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر تنش نانوذرات اکسیدروی و کاهش انتقال آن به اندام هوایی، مکانیسم موثری برای کاهش تنش اکسیداتیو در اندام هوایی، حفظ یکپارچگی غشاهای زیستی و افزایش رشد در گیاهان است.
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی بر کلروفیل کل، کاروتنوئیدها: گیاهان به مکانیسمهای متعددی مجهز هستند تا دستگاه فتوسنتزی را از آسیب‌های ناشی از تنش فلزات سنگین حفظ کنند و در کلروپلاستها، کاروتنوئیدها به عنوان جاروب‌کننده گونههای فعال اکسیژن عمل میکنند (Gomes et al., 2013). در این پژوهش، مقدار کلروفیلa و کل، تحت تاثیر اعمال سولفاتروی کاهش معنیداری نشان داد. همسو با این نتایج گزارش شد که اعمال فلز کادمیوم در گیاهچههای چچم (Lolium Spp) موجب نکروز و کلروز برگها شد (Wang et al., 2016). برخی از مطالعات پیشین نشان میدهد که افزودن نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی در غلظتهای بالا (400-800 میلیگرم بر کیلوگرم) به خاک موجب کاهش تجمع کلروفیلها و کاروتنوئیدها در برنج (Oryza sativa)، لوبیا (Phaseolus vulgaris) و گوجهفرنگی (Solanum lycopersicon) شد (García-Gómez et al., 2017; Samart et al., 2017). فلزات سنگین در اندامهای مختلف گیاهی انباشته شده و بر سنتز رنگدانههای فتوسنتزی از جمله کاروتنوئیدها و کلروفیلها تأثیر میگذارد (Sidhu et al., 2017). مقدار کاروتنوئید در برگهای گیاهان تیمار شده با نانوذرات اکسیدروی با کاربرد ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم افزایش معنیداری نشان داد. از این یافتهها میتوان نتیجه گرفت که جذب بالای یونهای روی موجب کاهش مقدار کلروفیل a، کاروتنوئید و در نهایت سمیت در گل راعی میشود (Wang et al., 2018). کاروتنوئیدها اولین خط دفاعی در برابر تجمع پراکسیدهیدروژن تحت تاثیر تنش فلزات سنگین هستند، پراکسیدهیدروژن بخشی جدایی ناپذیر از گونههای فعال اکسیژن است که خود باعث ایجاد تنش اکسیداتیو در گیاهان میشود (Yang et al., 2020). در این ارتباط، میتوان گفت پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم در گل راعی عملکرد رشد و کارایی فتوسنتزی را بهبود میبخشد و در عین حال تنش اکسیداتیو را کاهش میدهد.
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی بر مقدار قندهای محلول، نشاسته و پرولین: در این مطالعه، مقدار قندهای محلول و نشاسته برگها تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیداری نشان داد. برخی از مطالعات پیشین نشان میدهد که قندهای محلول در گیاهان در شرایط تنش افزایش مییابد و به عنوان اسموپرتکتانت در حفظ تعادل سلولی گیاهان عمل میکنند
(Cheng et al., 2009; Ende and Peshev, 2013). در این پژوهش، مقدار پرولین برگها تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیدار نشان داد. در مطالعات مشابه با این نتایج نشان دادهشد که مقدار پرولین در Olea europaeaوPhoenix dactylifera تحت تاثیر تنش فلزات سنگین افزایش یافت (Zouari et al., 2016). مقدار پرولین تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی در گیاهان پیشتیمار شده با نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم افزایش معنیدار داشت. این یافتهها با نتایج تحقیق Filippou و همکاران (2013) مشابه بود. نتایج آنها نشان داد که سدیم نیتروپروساید مقدار پرولین را در گیاهان تیمار شده با نانوذراتروی افزایش میدهد. میتوان گفت، نیتروپروسایدسدیم فعالیت آنزیم دلتا 1- پیرولین-5-کربوکسیلات سنتتاز (P5CS) را افزایش میدهد، این آنزیم با بیوسنتز پرولین از گلوتامات ارتباط دارد (Filippou et al., 2013). در این مطالعه، افزایش معنیدار مقدار قندهای محلول، نشاسته و پرولین تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی با تنظیم پتانسیل اسمزی و حذف گونههای فعال اکسیژن، در تحمل تنش گل راعی کمک میکنند.
تاثیر نانوذرات اکسیدروی و یونهای روی در فعالیت آنتی اکسیدانی، محتوای کلی ترکیبات فنلی، فلاونوئید، آنتوسیانین و نیتریکاکسید: در این مطالعه، مقدار فلاونوئیدهای برگها تحت تأثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی افزایش معنیداری نشان داد که با افزایش معنیدار در فعالیت فنیلآلانینآمونیالیاز همراه بود. مطالعات بسیاری نشان داد که افزایش تولید ترکیبات فنلی تحت تنش فلزات سنگین میتواند از آسیب اکسیداتیو محافظت کند (Kaur et al., 2017; Kohli et al., 2018). این یافتهها نشان داد که فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز برگهای پیشتیمار شده با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیداری داشت. در این گیاهان تحت تاثیر تیمار نانوذرات اکسیدروی، پیشتیمار سالیسیلیکاسید فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز را در مقایسه با تیمار نانوذرات به تنهایی افزایش داد (Ruiz-Torres et al., 2021). افزایش مقدار ترکیبات فنلی و فلاونوئیدها (روتئین و اسید کلروژنیک) در گل راعی تحت تاثیر پیشتیمار ترکیبی سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم در تنش نانوذرات اکسیدروی ممکن است ناشی از افزایش فعالیت آنزیم فنیلآلانین آمونیالیاز باشد که به عنوان آنزیم آغاز کننده مسیر بیوسنتزی فنلهای آزاد شناخته میشود (Tajik et al., 2019).
در این پژوهش، پیشتیمار بذرها با نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم باعث افزایش معنیدار فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز برگها شد. Chen و همکاران (2015) نشان دادند که نیتروپروسایدسدیم با کاهش تنش اکسیداتیو و تقویت سیستم دفاعی آنزیمی- آنتیاکسیدانی، سمیت سلولی را در نشاء برنج بهبود بخشید. فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز تحت تاثیر نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیداری نشان داد. Hasan و همکاران (2017) نشان دادند که افزودن روی باعث افزایش سطح پروتئین و فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز میشود. در این مطالعه تجمع ترکیبات فنلی موجب فعال شدن آنزیمهای سوپراکسیددیسموتاز در گل راعی شد. نانوذرات اکسیدروی موجب فعال شدن آنزیمهای سوپراکسیددیسموتاز در گوجهفرنگی شد (Wang et al., 2018). Rizwan و همکاران (2019) بیان کردند که فعالیت سوپراکسیددیسموتاز گندم تیمار شده با نانوذرات اکسیدروی نسبت به شاهد افزایش یافت.
مالوندیآلدئید محصول جانبی آسیب اکسیداتیو غشاهای لیپیدی است. در این مطالعه مقدار مالوندیآلدئید و پراکسیدهیدروژن برگها تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی افزایش معنیدار نشان داد. در گیاه گشنیز، افزایش مقدار مالون دی آلدئید و پراکسیدهیدروژن در غلظتهای مختلف روی، نشان دهنده افزایش پراکسیداسیون لیپیدی و گونههای فعال اکسیژن است که منجر به تنش اکسیداتیو میشود (García-Gómez et al., 2017; Pullagurala et al., 2018). غلظت بالای روی در بافتهای گیاه گل راعی میتواند بر تولید رادیکالهای آزاد و مقدار مالوندی آلدئید تأثیر بگذارد
(Ruiz-Torres et al., 2021). با این حال، مقدار مالون دی آلدهید برگهای پیشتیمار شده با نیتروپروسایدسدیم تحت تنش روی کاهش نشان داد و ساختارهای غشایی را ترمیم و به القای بهتر فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی در پاسخ به تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی کمک کرد. کاربرد نیتروپروسایدسدیم با کاهش مقدار مالون دی آلدئید ناشی از گونههای فعال اکسیژن و تنش آرسنیک، سمیت آرسنیک را در برنج بهبود بخشید
(Ismail, 2012). مقدار نیتریکاکسید برگها تحت تاثیر سولفات روی در گیاهان پیشتیمار شده با نیتروپروسایدسدیم افزایش معنیدار نشان داد. یافته‌های مشابه با این نتایج توسط Kolbert و همکاران (2019) نشان دادند که افزایش نیتریکاکسید درونی در پاسخ به فلزات سنگین اتفاق میافتد، اگرچه با شرایط، ویژگی و نوع فلز متفاوت است، در آرابیدوپسیس، تنش سرب منجر به تولید بیش از حد نیتریکاکسید میشود که بر واکنشهای کاتالیزوری مختلف در پراکسیزومها و رشد ریشههای اولیه و جانبی تأثیر میگذارد. میتوان گفت نیتریکاکسید به عنوان یک مولکول سیگنالی، نقش حیاتی در کاهش سمیت نانوذرات و فلزات سنگین در هر دو سطح درونی و کاربرد خارجی دارد. در گیاهانی که در معرض نانوذرات اکسیدروی یا سولفاتروی قرار گرفتند، سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم باعث افزایش مقدار پرولین به موازات آن کاهش مقدار مالون دی آلدهید در گیاه گل راعی شد.
نتیجهگیری نهایی
در این پژوهش، تاثیر پیشتیمار سالیسیلیکاسید، نیتروپروسایدسدیم و ترکیب سالیسیلیکاسید با نیتروپروسایدسدیم (غلظت 1/0 میلیمولار) در شرایط تنش نانوذرات اکسیدروی و سولفاتروی (غلظت 1000 میلیگرم در لیتر) بر پارامترهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گل راعی مورد مطالعه قرار گرفت و نتایج زیر به دست آمد: نانوذرات اکسیدروی و سولفات روی به دلیل افزایش مقدار روی، پراکسیداسیون لیپیدی، پراکسیدهیدروژن و تنش اکسیداتیو موجب کاهش رشد گیاه شد. بیشترین اثر پیشتیمار بذرها مربوط به سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم می‌باشد که با موفقیت مقدار شاخص تنش اکسیداتیو (مالون دی آلدهید) را کاهش داد و در نتیجه تأثیر نامطلوب روی، بر دانهرستهای گل راعی را بهبود بخشید. پیشتیمار بذرها با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم موجب افزایش معنیدار مقدار روتئین و کلروژنیکاسید تحت تاثیر اعمال نانوذرات اکسیدروی شد.پیشتیمار بذرها با ترکیب سالیسیلیکاسید و نیتروپروسایدسدیم تحت تاثیر تنش روی موجب تجمع ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی ،افزایش پرولین، فعالیت آنزیم فنیل آلانینآمونیالیاز شد. نیتروپروسایدسدیم و سالیسیلیکاسید ممکن است عملکرد مهمی در افزایش یکپارچگی غشاها با کنترل عملکرد سیستم آنتی اکسیدانی داشته باشد.
References
Arif, Y., Sami, F., Siddiqui, H., Bajguz, A., & Hayat, S. (2020). Salicylic acid in relation to other phytohormones in plant: A study towards physiology and signal transduction under challenging environment. Environmental and Experimental Botany. 175: 104040.
Bandyopadhyay, S., Plascencia-Villa, G., Mukherjee, A., Rico, C.M., Jose-Yacaman, M., Peralta-Videa, J.R. and Gardea-Torresdey, J.L. (2015). Comparative phytotoxicity of ZnO NPs, bulk ZnO, and ionic zinc onto the alfalfa plants symbiotically associated with Sinorhizobium meliloti in soil. Science Total Environent. 515-516:60–69.
Bates, L. S., Waldren, R. P., and Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil, 39(1): 205-207.
Bhat, U. H., Sami, F., Siddiqui, H., Faizan, M., Faraz, A., and S. Hayat, S. (2021). Nitric Oxide Alleviates Zinc Oxide Nanoparticles-Induced Phytotoxicity in Brassica juncea. Russian Journal of Plant Physiology. 68(3):559–568.
Boominathan, R.and Doran, P.M. (2002). Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist. 156(2): 202-205.
Chen, J., Dou, R., Yang, Z., You, T., Gao, X., and Wang, L. (2018). Phytotoxicity and bioaccumulation of zinc oxide nanoparticles in rice (Oryza sativa L.). Plant Physiology and Biochemistry. 130: 604-612.
Cheng, Y. J., Yang, S. H., and Hsu, C. S. (2009). Synthesis of conjugated polymers for organic solar cell applications. Chemical reviews. 109(11):5868-5923.
Chikkanna, M.M., Neelagund, S.E. and Rajashekarappa, K. (2019). Green synthesis of zinc oxide nanoparticles (ZnO NPs) and their biological activity. Springer Nature Applied Sciences. 1: 1–10.
Ende, W. V. D., and Peshev, D. (2013). Sugars as antioxidants in plants. In Crop improvement under adverse conditions, pp. 285-307. Springer, New York, NY.
Faizan, M., Faraz, A., Yusuf, M., Khan, S.T.and Hayat, S. (2017). Zinc oxide nanoparticle-mediated changes in photosynthetic efficiency and antioxidant system of tomato plants. Photosynthetica. 56: 678–686.
Filippou, P., Antoniou, C., and Fotopoulos, V. (2013). The nitric oxide donor sodium nitroprusside regulates polyamine and proline metabolism in leaves of Medicago truncatula plants. Free Radical Biology and Medicine. 56: 172-183.
García-Gómez, C., Obrador, A., González, D., Babín, M., and Fernández, M. D. (2017). Comparative effect of ZnO NPs, ZnO bulk and ZnSO4 in the antioxidant defences of two plant species growing in two agricultural soils under greenhouse conditions. Science of the Total Environment. 589: 11-24.
Giannopolitis, C.N. and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase: I. Occurrence in higher plants. Plant Physiology. 59(2): 309-314.
Gaschler, M.M.and Stockwell, B.R. (2017). Lipid peroxidation in cell death. Biochemical Biophysical Research. 482: 419–425.
Gomes, M. P., Duarte, D. M., Carneiro, M. M. L. C., Barreto, L. C., Carvalho, M., Soares, A. M. ... and Garcia, Q. S. (2013). Zinc tolerance modulation in Myracrodruon urundeuva plants. Plant Physiology and Biochemistry. 67:1-6.
Ghosh, M., Jana, A., Sinha, S., Jothiramajayam, M., Nag, A., Chakraborty, A., Mukherjee, A.and Mukherjee, A. (2016). Effects of ZnO nanoparticles in plants: cytotoxicity, genotoxicity, deregulation of antioxidant defenses, and cell-cycle arrest. Mutation Research: Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis. 807:25–32.
Habibi, G. (2019). Role of exogenous hydrogen peroxide and nitric oxide on improvement of abiotic stress tolerance in plants. In: Hasanuzzaman M, Fujita M, Oku H, Islam MT (eds) Plant tolerance to environmental stress: role of phytoprotectants, 1rd edn. CRC Press.pp. 159-174.
Habibi, G. and Hajiboland, R. (2012). Comparison of photosynthesis and antioxidative protection in Sedum album and Sedum stoloniferum (Crassulaceae) under water stress. Photosynthetica 50(4): 508-518.
Hasan, M. K., Cheng, Y., Kanwar, M. K., Chu, X. Y., Ahammed, G. J., and Qi, Z. Y. (2017). Responses of plant proteins to heavy metal stress—a review. Frontiers in Plant Science, 8:1492.
Ismail, G. S. M. (2012). Protective role of nitric oxide against arsenic-induced damages in germinating mung bean seeds. Acta Physiologiae Plantarum. 34(4): 1303-1311.
Kalal, P.R.and Jajoo, A. (2021). Priming with zinc oxide nanoparticles improve germination and photosynthetic performance in wheat. Plant Physiology Biochemistry. 160: 341–351.
Kaur, R., Yadav, P., Sharma, A., Thukral, A.K., Kumar, V., Kohli, S.K. and Bhardwaj, R. (2017). Castasterone and citric acid treatment restores photosynthetic attributes in Brassica juncea L. under Cd (II) toxicity. Ecotoxicology and Environmental Safety. 145:466–475.
Kohli, S. K., Handa, N., Bali, S., Arora, S., Sharma, A., Kaur, R., and Bhardwaj, R. (2018). Modulation of antioxidative defense expression and osmolyte content by co-application of 24-epibrassinolide and salicylic acid in Pb exposed Indian mustard plants. Ecotoxicology and Environmental Safety.147:382-393.
Kolbert, Z., Barroso, J.B., Brouquisse, R., Corpas, F.J., Gupta, K.J., Lindermayr, C., Loake, G.J., Palma, J.M., Petrivalsky, M., Wendehenne, D. and Hancock J.T. (2019). A forty-year journey: the generation and roles of NO in plants. Nitric Oxide. 93:53–70.
Li, S.; Liu, J.;Wang, Y.; Gao, Y.; Zhang, Z.; Xu, J.and Xing, G.(2020). Comparative physiological and metabolomic analyses reveale d that foliar spraying with zinc oxide and silica nanoparticles modulates metabolite profiles in cucumber (Cucumis sativus L.). Food and Energy Security. 10: 269.
Lichtenthaler, H.K.and Wellburn, A.R. (1983). Determinations of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transacions. 11: 591-592.
Magne, C., Saladin, G.and Clement, C. (2006). Transient effect of the herbicide flazasulfuron on carbohydrate physiology in Vitis vinifera. Chemosphere. 62(4):650-657.
Molnár, Á., Papp, M., Kovács, D.Z., Bélteky, P., Oláh, D., Feigl, G., Szőllősi, R., Rázga, Z., Ördög, A., Erdei, L., Rónavári, A., Kónya, Z. and Kolbert, Z. (2020). Nitro-oxidative signaling induced by chemically synthesized zinc oxide nanoparticles (ZnONPs) in Brassica species. Chemosphere. 251:126419.
Prakash. V., Singh. V.P., Tripathi. D.K., Sharma. S.and Corpas, F.J. (2021). Nitric oxide (NO) and salicylic acid (SA): A framework for their relationship in plant development under abiotic stress. Plant Biology 23:39-49.
Pullagurala, V. L. R., Adisa, I.O., Rawat, S., Kim, B., Barrios, A.C.,Medina- Velo, I.A., Hernandez Viezcas, J.A., Peralta-Videa, J.R. and Gardea-Torresdey, J. (2018). Finding the conditions for the beneficial use of ZnO nanoparticles towards plant, s - A review. Environmental Pollution. 241: 1175-1181.
Rizwan, M., Ali, S., Ali, B., Adrees, M., Arshad, M., Hussain, A. and Waris, A. A. (2019). Zinc and iron oxide nanoparticles improved the plant growth and reduced the oxidative stress and cadmium concentration in wheat. Chemosphere. 214:269-277.
Ruiz-Torres, N., Flores-Naveda, A., Barriga-Castro E.D., Camposeco-Montejo, N., Sonia Ramírez-Barrón, S., Borrego-Escalante, F., Niño-Medina, G., Hernández-Juárez, A., Garza-Alonso, C., Rodríguez-Salinas, P. and García-López J.I. (2021). Zinc Oxide Nanoparticles and Zinc Sulfate Impact Physiological Parameters and Boosts Lipid Peroxidation in Soil Grown Coriander Plants (Coriandrum sativum). Molecules. 26:1998.
Quentin, A.G., Pinkard, E.A., Ryan, M.G., Tissue, D.T., Baggett, L.S., Adams, H.D., Maillard, P., Marchand, J., Landhäusser, S.M., Lacointe. A. and Gibon, Y. (2015). Non-structural carbohydrates in woody plants compared among laboratories.Tree Physiology. 35(11):1146-65.
Samart, S., Chutipaijit, S., and Phakamas, N. (2017). Evaluating the effect of zinc oxide nanoparticles on the physiological responses of nine non-photoperiod sensitive rice cultivars. Materials Today: Proceedings. 4(5): 6430-6435.
Sidhu, G. P. S., Singh, H. P., Batish, D. R., and Kohli, R. K. (2017). Tolerance and hyperaccumulation of cadmium by a wild, unpalatable herb Coronopus didymus (L.) Sm. (Brassicaceae). Ecotoxicology and environmental safety. 135:209-215.
Sinrod, A.J.G., Avena-Bustillos, R.J., Olson, D.A., Crawford, L.M., Wang, S.C.and McHugh, T.H. (2019). Phenolics and Antioxidant Capacity of Pitted Olive Pomace Affected by Three Drying Technologies. Journal Food Science 84: 412–420.
Sharma, A., Sidhu, G.P.S., Araniti, F., Bali, A.S., Shahzad, B., Tripathi, D.K., Brestic, M., Skalicky, M. and Landi, M. (2020). The role of salicylic acid in plants exposed to heavy metals. Molecules. 25(3): 540.
Tajik, S., Zarinkamar, F., Soltani, B. M., & Nazari, M. (2019). Induction of phenolic and flavonoid compounds in leaves of saffron (Crocus sativus L.) by salicylic acid. Scientia Horticulturae. 257:108751.
Tripathi, D.K., Mishra, R.K., Singh, S., Singh, S., Vishwakarma, K., Sharma, S., Singh, V.P., Singh, P.K., Prasad, S.M., Dubey, N.K., Pandey, A.C., Shivendra, S., and Chauhan, D.K. (2017). Nitric oxide ameliorates zinc oxide nanoparticles phytotoxicity in wheat seedlings: implication of the ascorbate-glutathione cycle, Frontiers Plant Science.8:1.
Velioglu, Y.S., Mazza, G., Gao, L. and Oomah, B.D. (1998). Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 46(10):4113-4117.
Wang, X., Yang, X., Chen, S., Li, Q., Wang, W. and Hou, C.(2016). Zinc oxide nanoparticles affect biomass accumulation and photosynthesis in Arabidopsis. Frontiers Plant Science. 6:1243.
Wang, X.P., Li, Q.Q., Pei, Z.M. and Wang, S.C. (2018). Effects of zinc oxide nanoparticles on the growth, photosynthetic traits and antioxidative enzymes in tomato plants. Biologia plantarum. 62(4):801-808.
Wu, Q., Su, N., Zhang, X., Liu, Y., Cui, J.and Liang, Y. (2016). Hydrogen peroxide, nitric oxide and UV Resistance Locus and interact to mediate UV-B-induced anthocyanin biosynthesis in radish sprouts. Scientific Reports 6(1):29164.
Wang, X.P., Li, Q.Q., Pei, Z.M. and Wang, S.C. (2018). Effects of zinc oxide nanoparticles on the growth, photosynthetic traits and antioxidative enzymes in tomato plants. Biologia plantarum. 62(4):801-808.
Yang, Y., Zhang, L., Huang, X., Zhou, Y., Quan, Q., Li, Y., and Zhu, X. (2020). Response of photosynthesis to different concentrations of heavy metals in Davidia involucrata. PLOS One. 15(3): e0228563.
Zouari, M., Ahmed, C. B., Elloumi, N., Bellassoued, K., Delmail, D., Labrousse, P., Abdallah, F.B. and Rouina, B. B. (2016). Impact of proline application on cadmium accumulation, mineral nutrition and enzymatic antioxidant defense system of Olea europaea L. Chemlali exposed to cadmium stress. Ecotoxicology and Environmental Safety. 128: 195-205.
Zoufan, P., Baroonian, M .and Zargar, B. (2020). ZnO nanoparticles-induced oxidative stress in Chenopodium murale L, Zn uptake, and accumulation under hydroponic culture. Environmental Science and Pollution Research .27(10): 11066–11078.
Zucker, M. (1965). Induction of phenylalanine deaminase by light and its relation to chlorogenic acid synthesis in potato tuber tissue. Plant Physiology. 40(5): 779-784.