بررسی تغییرات میزان آتروپین واسکوپولامین و ویژگی‌های رشدی گیاه دارویی Atropa belladonna L. تحت تأثیرکودهای زیستی و شیمیایی

محورهای موضوعی : گیاهان دارویی

محمد اینانلوفر ¹ , حسنعلی نقدی بادی ² , مصطفی حیدری ³ , مجید تولیت ابوالحسنی ⁴ , حسن مکاریان ⁵ , محمدرضا عامریان ⁶

1 - گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران.
2 - مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، پژوهشکده گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی، کرج، ایران
3 - گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران.
4 - جهاد دانشگاهی، مرکز ملی ذخایر ژنتیکی و زیستی ایران، تهران، ایران.
5 - کروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران.
6 - کروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران.

تاریخ دریافت : 1398/05/18 تاریخ پذیرش : 1398/09/25 تاریخ انتشار : 1398/12/01

کلید واژه: باکتری‌های محرک رشد, آتروپین, اسکوپولامین, آلکالوئید, شابیزک,

چکیده مقاله :

چکیده [1] امروزه بکارگیری باکتری های محرک رشد (PGPR)[2] یکی از راهکارهای بهبود رشد و ویژگی های فیتوشیمیایی گیاهان دارویی می باشد. این تحقیق در مزرعه تحقیقاتی پژوهشکده گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی در سال 1395 به‌صورت فاکتوریل و بر پایه طرح آماری بلوک های کامل تصادفی انجام شد. باکتری های محرک رشد شامل عدم تلقیح، سودوموناس، ازتوباکتر، سودوموناس+ ازتوباکتر، تیوباسیلوس+ گوگرد به‌عنوان عامل اول، و کود شیمیایی شامل عدم مصرف کود شیمیایی یا شاهد، 50 درصد و 100 درصد کود شیمیایی توصیه شده به عنوان عامل دوم این آزمایش بودند.آلکالوئیدهای گیاه در مرحله گلدهی و با استفاده از حلال های کلروفرم، متانول و آمونیاک استخراج و مقدار آتروپین و اسکوپولامین با استفاده از دستگاه کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا (HPLC) اندازه گیری شد. نتایج نشان داد که کودهای زیستی و شیمیایی و اثر متقابل آنها بر صفات رشدی و میزان آتروپین و اسکوپولامین برگ و ریشه تأثیر معنی داری داشته اند (p<0.01). بیشترین مقدار عملکرد بیولوژیک در تیمار سودوموناس با 100 درصد کود شیمیایی توصیه شده مشاهده شد. بیشترین میزان آتروپین و اسکوپولامین در برگ به‌ترتیب مربوط به تیمارسودوموناس با 50 درصد کود توصیه شده و تیمار عدم استفاده از کود زیستی با 50 درصد کود شیمیایی توصیه شده بود. بیشترین میزان آتروپین ریشه مربوط به تیمار سودوموناس با عدم استفاده از کود شیمیایی توصیه شده بود و بیشترین میزان اسکوپولامین ریشه در تیمار سودوموناس با 100 درصد کود توصیه شده مشاهده شد. بنابراین بیشترین عملکرد بیولوژیک و میزان آتروپین در برگ و ریشه و همچنین میزان اسکوپولامین ریشه در گیاه شابیزک با کاربرد باکتری سودوموناس حاصل شده است. *نویسنده مسئول: [e-mail] [2]. Plant growth-promoting rhizobacteria

چکیده انگلیسی:

  Abstract Nowadays, the use of Plant Growth Promoting Rhizobacter (PGPR) as a biofertilizers is one of the ways to improve growth and phytochemical characteristics of medicinal plants. This study was carried out as a factorial experiment based on randomized complete block design with a randomized complete block design with 3 replications in the research farm of the Institute of Medicinal Plants - ACECR in 2017.The growth-promoting bacteria as a first factor were non-inoculation, Pseudomonas, Azotobacter, Pseudomonas + Azotobacter, and Thiobacillus + Sulfur. The chemical fertilizers as a second factor were no fertilizer or control, 50% recommended fertilizer and 100% recommended fertilizer. At flowering stage, the alkaloids were extracted by using chloroform, methanol and ammonia solvents. The amount of atropine and scopolamine was measured by High-performance liquid chromatography (HPLC). The biological and chemical fertilizers, as well as their interaction effect had significant effect (p<0.01) on growth traits, atropine and scopolamine content of leaf and root. The maximum biological yield was observed in Pseudomonas with 100% of recommended fertilizer. The highest amount of leaves atropine and scopolamine was related to Pseudomonas with 50% fertilizer and non-biofertilizer treatment with 50% recommended fertilizer, respectively. The highest amount of root atropine was related to Pseudomonas without chemical fertilizer application. The highest content of root scopolamine was observed in treatment of Pseudomonas with 100% recommended. Therefore, the highest biological yield and the amount of atropine in leaves and roots, as well as the scopolamine content of the root were obtained using Pseudomonas application.

منابع و مأخذ:

References

1. Abdul-Jaleel, C., Manivannan, P., Sankar, B., Kishorekumar, A., Gopi, R., Somasundaram, R. and Panneerselvam, R. 2007. Pseudomonase fluorescens enhances biomass yield and ajmalicine production in Catharanthus roseus under water deficit stress. Colloids and Surfaces. B: Biointerfaces, 60: 7-11.


2. Alipour, Z.T. and Sobhanipour, A. 2012. The Effect of Thiobacillus and Pseudomonas fluorescens inoculation on maize growth and Fe uptake. Annals of Biological Research, 3: 1661-1666.


3. Davoodifard, M., Habibi, D., Paknejad, F., fazeli, F. and Farhanipad F. 2011. Effect of plant growth promoting rhizobacteria and foliar application of amino acids and silicic acid on antioxidant enzyme activity of wheat under drought stress. Journal of Agriculture and Plant Breeding, 4: 11-36.


4. Doroudian, H.R., BesharatiKelayeh, H., FallahNosrat Abad, A.R., Heidary Sharif Abadi, H., Darvish, F. and Allahverdi, A. 2010. Study of absorbable phosphorus changes in lime soils and its impact on corn yield. Agricultural Modern Knowledge(Modern Knowledge of Sustainable Agriculture), 6(18): 27-35.


5. Ehteshami, S.M.R., AghaAlikhani, M., Khavazi, K. and Chaichi, M.R. 2008. Effect of phosphate solubilizing microorganisms on quantitative and qualitative of corn under water deficit stress. Iranian Journal of Crop Science, 40(1): 15-27.


6. Ehteshami, S.M., Kashani, M. and Yousefi Rad, M.2014. Effect of Seed inoculation with Pseudomonas and Azotobacter bacteria on quantitative and qualitative yield of two sesame cultivars. Iranian Journal of Seed Science and Research, 3(3): 47-57.


7. Ehteshami, S.M., Agha Alikhani, R.M., Chaichi, M.R. and Khavazi, K. 2008. Effect of biological phosphate fertilizer on qualitative and quantitative properties of maize (Zea mays L.)(SC 704) in the water deficit stress condition. Iranian Journal of Field Crops Research, 40(1): 15-26.


8. Emam, Y. 2007. Cereal production. 3^rd edition. Shiraz University Press, 190 P.


9. Facchini, P.J. and De Luca, V. 1995. Phloem-specific expression of tyrosine/dopa decarboxylase genes and the biosynthesis of isoquinoline alkaloids in opium poppy. The Plant Cell, 7(11): 1811-1821.


10. Fallah Nosratabad, A., Momeni, S. and Shariati, S. 2015. The effect of bio-fertilizers and nitrogen on yield and yield components of wheat in greenhouse condition. Journal ofAgricultural Engineering, 37(2): 73-86.


11. Fallah, A., Besharati, H. and Khosravi, H. 2009. Soil Microbiology. 2^nd  edition. Abizh press: Tehran, Iran,136 P.


12. Frick, S., Chitty, J.A., Kramell, R., Schmidt, J., Allen, R.S., Larkin, P.L. and Kutchan, T.M. 2004. Transformation of opium poppy (Papaver somniferum L.) with antisense berberine bridge enzyme gene(anti-bbe) via somatic embryogenesis results in an altered ratio of alkaloids in latex but not in roots. Transgenic Research, 13: 607-613. 


13. Ghahreman, A. 1994. Plant Systematics: Chromophytes of Iran. Volume 3. Iran University Press,775 P.


14. Glick, B.R., Todorovic, B., Czamy, J., Cheng, Z., Duan, J. and McConkey, B.2007. Promotion of Plant Growth by Bacterial ACC Deaminase. Critical Reviews in Plant Sciences, 26: 227-242.


15. Haji Boland, R., Aliasgharzadeh, N. and Mehrfar, Z. 2013. Ecological study of Azotobacter in two Zrbayhan Highland region and its effect on growth and mineral nutrition of plants inoculated wheat. Science and Technology of Agriculture and Natural Resources, 2(8): 75-89.


16. Han, H., Supanjani, S. and lee, K.D. 2006. Effect of co-inoculation with phosphate and potassium soluble bacteria on mineral uptake and growth of popper and cucumber. Plant Soil and Environment, 52: 130-137.


17. Hong, L., Li, M., Luo, J., Cao, X., Qu, L., Gai, Y., Jiang, X., Liu, T., Janz, H., Bai, D., Polle, A., Peng, C. and Luo, Z.B. 2012. N fertilization has different effects on the growth, carbon and nitrogen physiology, and wood properties of slow- and fast-growing Populus species. Journal of experimental botany, 63: 6173-6185.


18. Kheiry, A., Babakhani, R., Sanikhani, M. and Razavi, F. 2018. Effects of Nitroxine and Thiobacillus biofertilizers on morphological and phytochemical properties of Mentha pipertita L. Journal of Plant Ecophysiology, 10(33): 34-42.


19. Larsen, J., Cornejo, P. and Míguel Barea, J. 2009. Interactions between the arbuscular mycorrhizal fungus Glomusintraradices and the plant growth promoting rhizobacteria Paenibacilluspolymyxa and P.macerans in the mycorrhizosphere of Cucumis sativus. Soil Biology and Biochemistry, 41: 286-292.


20. Sarker, S.D., Latif, Z. and Gray, A.I. 2006. Natural Product Isolation. Humana Press: Totowa, New Jersy, USA,507 P.


21. Mohammedvarzi, R. 2010. The effect of microbial fertilizers (Nitroxin and Biospher) and nitrogen on the qualitative and quantitative characteristics of sunflower, MSc. Thesis, Islamic Azad University of Karaj, Iran.


22. Navasi, F., Naghdi Badi, H., Mehrafarin, A., Rezazadeh, S., Mustafavi, S. and Ghorbanpour, M.2019. A Comprehensive Overview on Valuable Tropane Alkaloids: Scopolamine, Atropine, and Hyoscyamine. Journal of Medicinal Plants, 2(70):21-44.


23. Noorhosseini, S.A., Fallahi, E., Samizadeh, M. and Beheshtipoor, N. 2017.The relative priority of medicinal plants, herbal and chemical medicines by consumers based on economic and treatment criteria: Case study of Rasht district. Journal of Agricultural Economics Research, 9: 71-99.


24. Omidbeigi, R. 2015. Production and processing of medicinal plants. Volume 1. Astan GhodsRazavi press, Mashhad, Iran,348 P.


25. Ramezanian, A. 2005. Role of reproducer ACC deaminase enzyme rhizobium bacteria on moderation the adverse effect of ethylene stress in wheat. M.Sc. Thesis in soil science, University of Tehran.


26. Ravichandra, P., Gopal Mugeraya, A., Gangagni Rao, M., Ramakrishna, V. and Annapurna Jetty, Y. 2007. Isolation of Thiobacillus sp. from aerobic sludge of distillery and dairy effluent treatment plants and its sulfide oxidation activity at different concentrations. Journal of Environmental Biology, 28(4): 819-823.


27. Saikia, S.P., Dutta, S.P., Goswami, A., Bhau, B.S. and Kanjilal, P.B. 2010. Role of Azospirillum in the improvement of legumes. Microbes for Legume Improvement, 389-408.


28. Samanani, N. and Facchini, P.J. 2006. Compartmentalization of plant secondary metabolism. In: Romeo, J.T. (ed) Recent advances in phytochemistry, vol 40. Elsiever Ltd., Amsterdam, 54 P.


29. Wu, S.C., Caob, Z.H., Lib, Z.G., Cheunga, K.C. and Wong, M.H. 2005. Effects of biofertolizer containing N-fixer, P and Ksolubilizers and AM fungi on maize growth: a greenhouse trial. Geoderma, 125: 155-166.


30. Zarei, M., Saleh-Rastin, N., Alikhani, H.A. and Aliasgharzadeh, N. 2006. Responses of lentil to co-Inoculation with phosphate-solubilizing rhizobial strains and arbuscular mycorrhizal fungi. Journal Plant Nutrition, 29: 1509-1522.


31. Zhang, W., Franco, C., Curtin, C. and Conn, S. 2004. To stretch the boundary of secondary metabolite production in plant cell-based bioprocessing: Anthocyanin as a case study. Journal of Biomedicine and Biotechnology, 5: 264-271.

Zhang, N., Wang, D., Liu, Y., Li, S., Shen, Q. and Zhang, R. 2013. Effects of different plant root exudates and their organic acid components on chemotaxis, biofilm formation and colonization by beneficial rhizosphere-associated bacterial strains. Plant and Soil, 374: 689-700.