بررسی اشرشیاکلی‌های جدید تولیدکننده فیتاز: جداسازی، شناسایی و پتانسیل صنعتی
محورهای موضوعی : Biotechnological Journal of Environmental Microorganismsشبنم گلبوی داغداری 1 * , زیبا همتی 2
1 - موسسه آموزش عالی آفاق
2 - موسسه آموزش عالی آفاق
کلید واژه: اشرشیاکلی, فیتاز, بهینه‌سازی, شناسایی,
چکیده مقاله :
فیتازهای باکتریایی، هیدرولیز اسید فیتیک را به میو-اینوزیتول و اسید فسفریک کاتالیز می‌کنند و کاربردهای متنوعی در حفاظت از محیط زیست، کشاورزی و صنایع خوراک دام دارند. این مطالعه به جداسازی و ارزیابی پایداری باکتری‌های تولیدکننده فیتاز از خاک، با تأکید بر پتانسیل آن‌ها برای استفاده تجاری، پرداخته است.
نمونه‌ها از خاک آلوده به مدفوع حیوانات و طیور جمع‌آوری شدند. باکتری‌های تولیدکننده فیتاز بر روی محیط کشت PSM جداسازی شدند و شناسایی آن‌ها بر اساس ویژگی‌های بیوشیمیایی، خصوصیات مورفولوژیکی و تحلیل مولکولی، به‌ویژه ژن 16S rDNA، انجام شد.
زمان بهینه برای فعالیت فیتاز با اندازه‌گیری فسفر آزادشده در محیط مایع تعیین شد. سطوح مختلف pH و دما برای ارزیابی فعالیت و پایداری آنزیم آزمایش شدند. توالی‌های ژن 16S rDNA جدایه‌ها (ZH2 و ZH3) به ترتیب ۹۹٪ و ۱۰۰٪ همولوژی با E. coli نشان دادند. حداکثر تولید فیتاز بین ۱۶ تا ۲۴ ساعت پس از انکوباسیون مشاهده شد. نتایج نشان داد که جدایه‌های باکتریایی ZH2 و ZH3 در pHهای ۳ و ۹ فعالیت آنزیمی داشتند و این سویه‌های جدید مقادیر قابل توجهی از آنزیم را در دمای ۳۷ درجه سانتی‌گراد تولید کردند.
این مطالعه بینش جامعی در مورد کاربردهای بالقوه این سویه‌های جدید جدا شده ارائه می‌دهد و نشان می‌دهد که این سویه‌ها نقش امیدوارکننده‌ای در تولید آنزیم فیتاز دارند. سازگاری این سویه‌ها با شرایط متنوع pH و فعالیت آن‌ها در دمای ۳۷ درجه سانتی‌گراد، آن‌ها را به عنوان گزینه‌های ارزشمند برای استفاده در مکمل‌های خوراک دام و مدیریت محیط زیست مطرح می‌کند.
Bacterial phytases catalyze the hydrolysis of phytic acid into myo-inositol and phosphoric acid, presenting versatile applications in environmental protection, agriculture, and animal feed industries. This study isolates and assesses the stability of phytase-producing Escherichia coli from soil, emphasizing their potential for commercial utilization.Top of Form
Samples were obtained from soil contaminated with animal and poultry feces. Phytase-producing bacteria were isolated on PSM media, and identification was based on biochemical properties, morphological characteristics, and molecular analysis, specifically the 16S rDNA gene.
The optimal time for phytase activity was determined by spectrophotometric measurement of liberated phosphorus in the liquid medium. Various pH levels and temperatures were tested to evaluate enzyme activity and stability. The 16S rDNA gene sequences of the isolates (ZH2 and ZH3) exhibited 99% and 100% homology with E. coli. Maximum phytase production occurred between 16-24 hours after incubation. Results indicated that bacterial isolates (ZH2 and ZH3) displayed enzyme activity at pH 3 and 9, and these newly identified strains produced significant amounts of the enzyme at 37 °C.
The study provides comprehensive insights into the potential applications of these newly isolated strains, suggesting their promising role in phytase enzyme production. The adaptability of these strains to diverse pH conditions and their activity at 37°C positions them as valuable candidates for applications in animal feed supplementation and environmental management.
1- Chen C-C, Wu P-H, Huang C-T, Cheng K-J. A Pichia pastoris fermentation strategy for enhancing the heterologous expression of an E. coli phytase. Enzyme Microb Technol 2004; 35(4): 315-20.
2- Sharma N, Angural S, Rana M, et al. Phytase producing lactic acid bacteria: Cell factories for enhancing micronutrient bioavailability of phytate rich foods. Trends Food Sci Technol 2020; 96: 1-12.
3- Andrabi ST, Bhat B, Gupta M, Bajaj BK. Phytase-producing potential and other functional attributes of lactic acid bacteria isolates for prospective probiotic applications. Probiot Antimicrob Proteins 2016; 8: 121-9.
4- Romano N, Kumar V. Phytase in animal feed. In: Polaina J, MacCabe AP, editors. Industrial enzymes. Amsterdam: Elsevier; 2007. p. 73-88.
5- Lei XG, Porres JM, Mullaney EJ, Brinch-Pedersen H. Phytase: source, structure and application. In: Polaina J, MacCabe AP, editors. Industrial enzymes. Amsterdam: Springer; 2007. p. 505-29.
6- Jorquera M, Martinez O, Maruyama F, et al. Current and future biotechnological applications of bacterial phytases and phytaseproducing bacteria. Microbes Environ 2008; 23(3): 182-91.
7- Parhamfar M, Badoei-Dalfard A, Khaleghi M, Hassanshahian M. Purification and characterization of an acidic, thermophilic phytase from a newly isolated Geobacillus stearothermophilus strain DM12. Prog Biol Sci 2015; 5(1): 61-73.
8- Demirkan E, Baygın E, Usta A. Screening of phytate hydrolysis Bacillus sp. isolated from soil and optimization of the certain nutritional and physical parameters on the production of phytase. Turk J Biochem 2014; 39(2): 208-14.
9- Greiner R, Konietzny U, Jany KD. Purification and characterization of two phytases from Escherichia coli. Arch Biochem Biophys 1993; 303(1): 107-13.
10- Badoei-Dalfard A, Parhamfar M, Karami Z. Characterization of a thermostable, acidic-phytase from a newly isolated Bacillus tequilensis Dm018; medium optimization by response surface methodology. Catal Lett 2019; 149(11): 2961-72.
11- Parhamfar M, Badoei-Dalfard A, Parhamfar M, Fahimi Rad S. Purification and Characterization of an Extracellular Phosphatase Enzyme From Bacillus spp. J Cell Mol Res 2016; 8(2): 90-7.
12- Oh BC, Choi WC, Park S, Kim YO, Oh TK. Biochemical properties and substrate specificities of alkaline and histidine acid phytases. Appl Microbiol Biotechnol 2004; 63(4): 362-72.
13- Shimizu M. Purification and characterization of phytase from Bacillus suhtilis (natto) N–77. Biosci Biotechnol Biochem 1992; 56(8): 1266-9.
14- Choi YM, Noh DO, Cho SH, et al. Isolation of a phytase-producing Bacillus sp. KHU-10 and its phytase production. J Microbiol Biotechnol 1999; 9(2): 223-6.
15- Sasirekha B, Bedashree T, Champa K. Optimization and partial purification of extracellular phytase from Pseudomonas aeruginosa p6. Eur J Exp Biol 2012; 2(1): 95-104.
16- Vasudevan UM, Jaiswal AK, Krishna S, Pandey A. Thermostable phytase in feed and fuel industries. Bioresour Technol 2019; 278: 400-7.
17- Choi WC, Oh BC, Kim HK, Lee ES. Medium optimization for phytase production by recombinant Escherichia coli using statistical experimental design. J Microbiol Biotechnol 2002; 12(3): 490-6.
18- Wang Q, Fu SJ, Sun JY, Weng XY. Characterization of a thermostable alkaline phytase from Bacillus licheniformis ZJ-6 in Pichia pastoris. World J Microbiol Biotechnol 2011; 27(5): 1247-53.
19- Oh TK, Kim HK, Bae KS, et al. DS11 (KCTC 0231BP), novel Bacillus sp. strain and novel phytase produced by it. Google Patents; 2001.
20- Shamna K, Rajamanikandan K, Mukesh Kumar D, et al. Extracellular production of phytases by a native Bacillus subtilis strain. Ann Biol Res 2012; 3: 979-87.
21- Kim YH, Gwon MN, Yang SY, et al. Isolation of phytase-producing Pseudomonas sp. and optimization of its phytase production. J Microbiol Biotechnol 2002; 12(2): 279-85.