شناسایی و ارزیابی فعالیت ضد دیابتی باکتری های جدا شده از اسفنج های خلیج فارس
شناسایی و ارزیابی فعالیت ضد دیابتی باکتری های جدا شده از اسفنج های خلیج فارس
محورهای موضوعی : زیست فناوری میکروبی
عاطفه انصاری زاده
1
,
فرشید کفیل زاده
2
,
سعید تمدنی جهرمی
3
,
محمد کارگر
4
,
محسن گذری
5
1 - گروه میکروبیولوژی ، دانشگاه آزاد اسلامی واحد جهرم ، جهرم ، ایران
2 - گروه میکروبیولوژی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد جهرم
3 - پژوهشکده اکولوژی خلیج فارس و دریای عمان، موسسه تحقیقات علوم شیلاتی کشور، بندر عباس
4 - گروه میکروبیولوژی ، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد جهرم، گروه میکروبیولوژی
5 - پژوهشکده اکولوژی خلیج فارس و دریای عمان، موسسه تحقیقات علوم شیلاتی کشور
کلید واژه: آلفا آمیلاز , آلفا گلوکوزیداز, باکتری های مرتبط با اسفنج, متابولیت های ثانویه, دیابت, خلیج فارس ,
چکیده مقاله :
سابقه و هدف : غربالگری باکتریهای مرتبط با اسفنج ها گامی مهم در اکتشاف داروهای جدید می باشد. هدف از پژوهش حاضر جداسازی و شناسایی باکتریهای مرتبط با اسفنج‌های پیرامون جزیره هرمز و یافتن باکتریهای مولد متابولیت‌های بازدارنده فعالیت آنزیم‌های آلفا گلوکوزیداز و آلفا آمیلاز بود. مواد و روش‌ها: در این مطالعه 25 نمونه از اسفنج‌های Haliclonaو Niphatea از 6 ایستگاه جمع آوری شدند. شناسایی بر اساس ویژگیهای فنوتیپی انجام شد. باکتریها در محیط نوترینت براث کشت و متابولیت‌های ثانویه آنها بوسیله اتیل استات استخراج شد. میزان بازدارندگی متابولیت‌ها در مقابل آلفا‌آميلاز و آلفا‌گلوکوزیداز بر اساس روش‌های رنگ‌سنجي ارزیابی شد. سمیت متابولیت‌ها علیه رده سلولی نرمال اندوتلیلال بند ناف بررسی شد. باکتریهای مولد با رویکرد تاکسونومی پلی‌فازی شناسایی شدند. یافته ها: در کل 105 باکتری جداسازی گردید. باکتریهای ویبریو و باسیلوس با 81/32 و 19/17 درصد در Haliclona sp.. و 51/19 و 15/34 درصد در .Niphatea sp فراوانی غالب را تشکیل دادند. متابولیت‌های استخراج شده از 3 جدایه با مقادیر IC50 متغیر ازg/ml µ 0/248 تا 8/366 فعالیت آنزیم آمیلاز را ممانعت کردند. همچنین 4 جدایه مولد متابولیت‌های بازدارنده علیه آنزیم آلفا‌گلوکوزیداز در مقادیر IC50 ازg/ml µ 4/159تا 9/670 بودند. بر اساس نتایج شناسایی پلی‌فازی جدایه‌های توانمند شامل Bacillus pumilus HH 165، Pseudomonas lurida HH 124، Streptomyces sp. HN 235، Bacillus tequilensis HN 231 بودند. نتیجه گیری: در این مطالعه 3 سویه باکتری مولد ترکیبات بازدارنده شامل آنزیم‌های آلفاآمبلاز و آلفا گلوکوزیداز و فاقد سمیت سلولی شناسایی گردید. باکتریهای مذکور می توانند کاندیدای مناسبی در مطالعات بیماری دیابت باشند.
Background and purpose: Screening and identification of bacteria associated with sponges is an important step in the discovery of new drugs. The purpose of this research was to isolate and identify bacteria associated with sponges around Hormuz Island and to find bacteria that produce metabolites that inhibit the activity of alpha-glucosidase and alpha-amylase enzymes. Materials and methods: In this study, 25 samples of Haliclona and Niphatea sponges were collected from 6 stations. Identification was done based on phenotypic characteristics. Bacteria were cultured in broth nutrient medium and their secondary metabolites were extracted by ethyl acetate. The inhibition rate of metabolites against alpha-amylase and alpha-glucosidase was evaluated based on colorimetric methods. The toxicity of metabolites against normal umbilical cord endothelial cell line was investigated. The productive bacteria were identified by polyphasic taxonomy approach. Results: A total of 105 bacteria were isolated. Vibrio and Bacillus bacteria with 32.81% and 17.19% in Haliclona sp. and 19.51% and 34.15% in Niphatea sp. The metabolites extracted from 3 isolates inhibited amylase enzyme activity with IC50 values ranging from 0.248 to 366.8 µg/ml. Also, 4 isolates produced inhibitory metabolites against alpha-glucosidase enzyme in IC50 values from 159.4 to 670.9 µg/ml. Based on the results of polyphasic identification of capable isolates including Bacillus pumilus HH 165, Pseudomonas lurida HH 124, Streptomyces sp. HN 235, Bacillus tequilensis HN 231. Conclusion: In this study, 3 strains of bacteria producing inhibitory compounds, including alpha-ambellase and alpha-glucosidase enzymes, and without cytotoxicity were identified. The mentioned bacteria can be suitable candidates in diabetes studies.
1. Khan S, Malik A. Exploring the Diversity of Marine Microbiome in Response to Changes in the Environment. Microbiomes and the Global Climate Change: Springer; 2021. p. 81-92.
2. Gozari M, Alborz M, El-Seedi HR, Jassbi AR. Chemistry, Biosynthesis and Biological Activity of Terpenoids and Meroterpenoids in Bacteria and Fungi Isolated from Different Marine Habitats. European Journal of Medicinal Chemistry. 2021;210:112957.
3. Voser TM, Campbell MD, Carroll AR. How different are marine microbial natural products compared to their terrestrial counterparts? Natural Product Reports. 2022;39(1):7-19.
4. Lu W-Y, Li H-J, Li Q-Y, Wu Y-C. Application of marine natural products in drug research. Bioorganic & Medicinal Chemistry. 2021;35:116058.
5. García-Jiménez B, García JL, Nogales J. FLYCOP: metabolic modeling-based analysis and engineering microbial communities. Bioinformatics. 2018;34(17):i954-i63.
6. Manivasagan P, Venkatesan J, Sivakumar K, Kim S-K. Marine actinobacterial metabolites: current status and future perspectives. Microbiol Res. 2013;168(6):311-32.
7. Gozari M, Bahador N, Mortazavi MS, Eftekhar E, Jassbi AR. An “olivomycin A” derivative from a sponge-associated Streptomyces sp. strain SP 85. 3 Biotech. 2019;9(12):439-51.
8. Gozari M, Bahador N, Jassbi AR, Mortazavi M, Eftekhar E. Antioxidant and cytotoxic activities of metabolites produced by a new marine Streptomyces sp. isolated from the sea cucumber Holothuria leucospilota. Iranian Journal of Fisheries Sciences. 2018;17(2):413-26.
9. Gozari M, Bahador N, Jassbi AR, Mortazavi MS, Hamzehei S, Eftekhar E. Isolation, distribution and evaluation of cytotoxic and antioxidant activity of cultivable actinobacteria from the Oman Sea sediments. Acta Oceanologica Sinica. 2019;38(12):84-90.
10. Hadfield MG. Developmental symbiosis: a sponge larva needs symbiotic bacteria to succeed on the benthos. Curr Biol. 2021;31(2):R88-R90.
11. Posadas N, Baquiran JIP, Nada MAL, Kelly M, Conaco C. Microbiome diversity and host immune functions influence survivorship of sponge holobionts under future ocean conditions. The ISME Journal. 2022;16(1):58-67.
12. Imada C. Enzyme inhibitors and other bioactive compounds from marine actinomycetes. Antonie Van Leeuwenhoek. 2005;87(1):59-63.
13. Mayer AM, Pierce ML, Howe K, Rodríguez AD, Taglialatela-Scafati O, Nakamura F, et al. Review Marine Pharmacology in 2018: Marine Compounds with Antibacterial, Antidiabetic, Antifungal, Anti-Inflammatory, Antiprotozoal, Antituberculosis and Antiviral Activities; Affecting the Immune and Nervous Systems, and other Miscellaneous Mechanisms of Action. Pharmacological Research. 2022:106391.
14. Banerjee P, Mandhare A, Bagalkote V. Marine natural products as source of new drugs: an updated patent review (July 2018-July 2021). Expert Opinion on Therapeutic Patents. 2022;32(3):317-63.
15. Hooper J. Sponguide. Guide to sponge collection and identification (version 2003). John NA Hoo-per Qld Museum, Australia. 2003.
16. Seidel V. Initial and bulk extraction of natural products isolation. Natural products isolation. 2012:27-41.
17. Chen Z, Hao J, Wang L, Wang Y, Kong F, Zhu W. New α-glucosidase inhibitors from marine algae-derived Streptomyces sp. OUCMDZ-3434. Scientific reports. 2016;6(1):1-9.
18. Hansawasdi C, Kawabata J, Kasai T. α-Amylase inhibitors from roselle (Hibiscus sabdariffa Linn.) tea. Bioscience, biotechnology, and biochemistry. 2000;64(5):1041-3.
19. Peng S, Zhao M. Pharmaceutical bioassays: methods and applications: John Wiley & Sons; 2009.
20. Goto M. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology 2nd edn, vol 2, part B. Springer, USA. 2005:404-6.
21. Williams S, Goodfellow M, Alderson G, Wellington E, Sneath P, Sackin M. Numerical classification of Streptomyces and related genera. Microbiology. 1983;129(6):1743-813.
22. Kieser T. Practical streptomyces genetics: John Innes Foundation, Norwich, England.; 2000.
23. Heuer H, Krsek M, Baker P, Smalla K, Wellington E. Analysis of actinomycete communities by specific amplification of genes encoding 16S rRNA and gel-electrophoretic separation in denaturing gradients. Appl Environ Microbiol. 1997;63(8):3233-41.
24. Manivasagan P, Venkatesan J, Sivakumar K, Kim S-K. Pharmaceutically active secondary metabolites of marine actinobacteria. Microbiol Res. 2014;169(4):262-78.
25. Heim NA, Knope ML, Schaal EK, Wang SC, Payne JL. Cope’s rule in the evolution of marine animals. Science. 2015;347(6224):867-70.
26. Zhang H, Lee YK, Zhang W, Lee HK. Culturable actinobacteria from the marine sponge Hymeniacidon perleve: isolation and phylogenetic diversity by 16S rRNA gene-RFLP analysis. Antonie Van Leeuwenhoek. 2006;90(2):159-69.
27. Jiang S, Li X, Zhang L, Sun W, Dai S, Xie L, et al. Culturable actinobacteria isolated from marine sponge Iotrochota sp. Mar Biol. 2008;153(5):945-52.
28. Selvin J, Gandhimathi R, Kiran GS, Priya SS, Ravji TR, Hema T. Culturable heterotrophic bacteria from the marine sponge Dendrilla nigra: isolation and phylogenetic diversity of actinobacteria. Helgoland marine research. 2009;63(3):239-47.
29. Gozari M. Selective Isolation of the Persian Gulf Sponge-associated Actinobacteria and Evaluation of Cytotoxic and Antioxidant activity of Their Metabolites. Journal of Oceanography. 2020;11(41):39-48.
30. Colwell RR, Grimes DJ. Nonculturable microorganisms in the environment: ASM press; 2000.
31. Schirmer A, Gadkari R, Reeves CD, Ibrahim F, DeLong EF, Hutchinson CR. Metagenomic analysis reveals diverse polyketide synthase gene clusters in microorganisms associated with the marine sponge Discodermia dissoluta. Appl Environ Microbiol. 2005;71(8):4840-9.
32. Webster NS, Wilson KJ, Blackall LL, Hill RT. Phylogenetic diversity of bacteria associated with the marine sponge Rhopaloeides odorabile. Appl Environ Microbiol. 2001;67(1):434-44.
33. Kaur N, Kumar V, Nayak SK, Wadhwa P, Kaur P, Sahu SK. Alpha‐amylase as molecular target for treatment of diabetes mellitus: A comprehensive review. Chemical Biology & Drug Design. 2021;98(4):539-60.
34. Pirian K, Moein S, Sohrabipour J, Rabiei R, Blomster J. Antidiabetic and antioxidant activities of brown and red macroalgae from the Persian Gulf. Journal of Applied Phycology. 2017;29(6):3151-9.
35. Akshatha V, Nalini M, D'souza C, Prakash H. Streptomycete endophytes from anti‐diabetic medicinal plants of the Western Ghats inhibit alpha‐amylase and promote glucose uptake. Letters in applied microbiology. 2014;58(5):433-9.
36. Cao Y, Gong Y, Liu L, Zhou Y, Fang X, Zhang C, et al. The use of human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) as an in vitro model to assess the toxicity of nanoparticles to endothelium: a review. Journal of Applied Toxicology. 2017;37(12):1359-69.
37. Zhang S, Song W, Nothias L-F, Couvillion SP, Webster N, Thomas T. Comparative metabolomic analysis reveals shared and unique chemical interactions in sponge holobionts. Microbiome. 2022;10(1):1-14.
38. Church DL, Cerutti L, Gürtler A, Griener T, Zelazny A, Emler S. Performance and application of 16S rRNA gene cycle sequencing for routine identification of bacteria in the clinical microbiology laboratory. Clinical microbiology reviews. 2020;33(4):e00053-19.