نوسان ویژگی های فیزیولوژیکی و سیگنال های تحملی در بذور مادری و بذور در معرض خشکی قرارگرفته در گیاه پنبهGossypium hirsutumL)).
محمد حبیبی
1
(
گروه زیستشناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران
)
محمد علی رضایی
2
(
گروه زیستشناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران
)
الهام فغانی
3
(
گروه زراعت، موسسه تحقیقات پنبه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
)
مهرعلی محمود جانلو
4
(
گروه زیستشناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران
)
محمدحسین رزاقی
5
(
گروه مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
)
کلید واژه: "تنش خشکی", "آنزیمهای آنتیاکسیدان", "اسمولیتها", "پنبه", "رنگیزههای فتوسنتزی", "سیگنالینگ",
چکیده مقاله :
تنش خشکی، یک عامل محدودکننده رشد و تولید در بیش از 30درصد مناطق زیر کشت دنیا است. یکی از راه های مقابله با تنش خشکی، کشت گیاهانی است که نسبت به این تنش، مقاومت بیشتری را نشان میدهند و پنبه یکی از این گیاهان است. اطلاعات کمی در مورد خواص فیزیولوژیک و بیوشیمیایی پنبه در شرایط تنش وجود دارد و ازاینرو این پژوهش با هدف شناخت نوسان ویژگیهای فیزیولوژیکی و سیگنالهای تحملی در بذور مادری و بذور تحت تنش خشکی قرارگرفته در گیاه پنبه طراحی گردید. آزمایشی به صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک کامل تصادفی، در 5 تیمار بذری(شامل4 سطح بذر تنشیافته و بذرهای غیرتنشیافته) و بذور تنشیافته در 4 سطح آبیاری (دیم، 33درصد، 66درصد و 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه)، اجرا شد. در این پژوهش، بذور استفاده شده، 3 مرحله در معرض تنش خشکی در طی فصول زراعی مختلف قرار گرفتند. نتایج به دست آمده نشان داد که اثر آبیاری بر عملکرد و اجزای عملکرد معنادار بوده و بیشترین عملکرد کل در بذور 33درصد تحت تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه و بیشترین زودرسی در تیمار آبی 66درصد مشاهده شد. یافته ها نشان داد که تنش خشکی شدید و پرآبی باعث کاهش عملکرد پنبه می شوند و بذر 33درصد بعد از 3 سال قرارگرفتن در معرض تنش متوسط از طریق تحریک مکانیسمهای فیزیولوژیکی و افزایش مقدار اسمولیتها و آنزیمهای آنتیاکسیدان و رنگیزههای فتوسنتزی، سازگاری بیشتری در برابر تنش خشکی کسب نمود. نتایج این تحقیق مشخص نمود که قرارگرفتن بذور در معرض تنش خفیف تا متوسط، باعث تقویت مسیرهای سیگنالینگ و افزایش پتانسیل بذور برای تحمل در برابر تنش خشکی میشود که این موضوع میتواند مورد توجه مراکز تکثیر بذر قرار گیرد.
چکیده انگلیسی :
Drought stress is a limiting factor in growth and production in more than 30% of the world's cultivated areas. One of the ways to deal with drought stress is to cultivate plants that are more resistant to this stress and cotton is one of these plants. There is little information about the physiological and biochemical properties of cotton under stress conditions and therefore this study was designed to identify the fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in mother seeds and seeds under drought stress in cotton plants. Experimental factorial, in the form of a randomized complete block design, in 5 seed treatments (including 4 levels of stressed seeds and non-stressed seeds) and stressed seeds at 4 levels of irrigation (rainfed, 33%, 66%) And 100% of the field capacity of the farm) was implemented. In this study, the seeds used were exposed to drought stress in 3 stages during different cropping seasons. The results showed that the effect of irrigation on yield and yield components was significant and the highest total yield was observed in 33% seeds under irrigation 33% of field capacity and the highest early maturity was observed in 66% irrigation. The results showed that severe drought and waterlogging reduce cotton yield and 33% seed after 3 years of exposure to moderate stress by stimulating physiological mechanisms and increasing the amount of osmolytes and antioxidant enzymes. And photosynthetic pigments became more adaptable to drought stress. The results of this study showed that the exposure of seeds to mild to moderate stress, strengthens the signaling pathways and increases the potential of seeds to tolerate drought stress, which can be considered by seed propagation centers.
_||_
عنوان: نوسان ویژگیهای فیزیولوژیکی و سیگنالهای تحملی در بذور مادری و بذور در معرض خشکی قرارگرفته در گیاه پنبهGossypium hirsutumL)).
نویسندگان: محمد حبیبی1، محمدعلی رضایی1*، الهام فغانی2، مهرعلی محمود جانلو1، محمدحسین رزاقی3
1 گروه زیستشناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران
2گروه زراعت، موسسه تحقیقات پنبه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
3 گروه مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
مرتبه علمی نویسندگان:
1-محمد حبیبی: دانشجوی دکتری فیزیولوژیگیاهی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 2- محمدعلی رضایی*: استادیار گروه زیستشناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 3-الهام فغانی: استادیار گروه زراعت موسسه تحقیقات پنبه ایران
4- مهرعلی محمود جانلو: استادیار گروه زیستشناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 5- محمدحسین رزاقی: استادیار مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان
نشانی نویسندگان:1-محمد حبیبی: گروه زیستشناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان-01732521192- 09111794866_ m_h332@yahoo.com
2-محمدعلی رضایی*: گروه زیستشناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان-01732153000-09111690800- mohalirez@gmail.com
3-الهام فغانی: گرگان- خیابان شهید بهشتی- موسسه تحقیقات پنبه کشور-01732227781-09113756517- elhamfaghanibio@gmail.com
4- مهرعلی محمودجانلو: گروه زیستشناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان- 01732153000-09113517834- gan.mfs21@gmail.com
5- محمدحسین رزاقی: گرگان- خیابان شهید بهشتی- مرکز تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی- بخش فنی و مهندسی-01732227781- 09113694623-razzaghi_mh@yahoo.com
عنوان: نوسان ویژگیهای فیزیولوژیکی و سیگنالهای تحملی در بذور مادری و بذور در معرض خشکی قرارگرفته در گیاه پنبهGossypium hirsutumL)).
چکیده فارسی:
تنش خشکی، یک عامل محدودکننده رشد و تولید در بیش از 30درصد مناطق زیر کشت دنیا است. یکی از راه های مقابله با تنش خشکی، کشت گیاهانی است که نسبت به این تنش، مقاومت بیشتری را نشان میدهند و پنبه یکی از این گیاهان است. اطلاعات کمی در مورد خواص فیزیولوژیک و بیوشیمیایی پنبه در شرایط تنش وجود دارد و ازاینرو این پژوهش با هدف شناخت نوسان ویژگیهای فیزیولوژیکی و سیگنالهای تحملی در بذور مادری و بذور تحت تنش خشکی قرارگرفته در گیاه پنبه طراحی گردید. آزمایشی به صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک کامل تصادفی، در 5 تیمار بذری(شامل4 سطح بذر تنشیافته و بذرهای غیرتنشیافته) و بذور تنشیافته در 4 سطح آبیاری (دیم، 33درصد، 66درصد و 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه)، اجرا شد. در این پژوهش، بذور استفاده شده، 3 مرحله در معرض تنش خشکی در طی فصول زراعی مختلف قرار گرفتند. نتایج به دست آمده نشان داد که اثر آبیاری بر عملکرد و اجزای عملکرد معنادار بوده و بیشترین عملکرد کل در بذور 33درصد تحت تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه و بیشترین زودرسی در تیمار آبی 66درصد مشاهده شد. یافته ها نشان داد که تنش خشکی شدید و پرآبی باعث کاهش عملکرد پنبه می شوند و بذر 33درصد بعد از 3 سال قرارگرفتن در معرض تنش متوسط از طریق تحریک مکانیسمهای فیزیولوژیکی و افزایش مقدار اسمولیتها و آنزیمهای آنتیاکسیدان و رنگیزههای فتوسنتزی، سازگاری بیشتری در برابر تنش خشکی کسب نمود. نتایج این تحقیق مشخص نمود که قرارگرفتن بذور در معرض تنش خفیف تا متوسط، باعث تقویت مسیرهای سیگنالینگ و افزایش پتانسیل بذور برای تحمل در برابر تنش خشکی میشود که این موضوع میتواند مورد توجه مراکز تکثیر بذر قرار گیرد.
کلمات کلیدی:
آنزیمهای آنتیاکسیدان، اسمولیتها، پنبه، تنش خشکی، رنگیزههای فتوسنتزی، سیگنالینگ.
fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in parent's seeds and Seeds exposed to drought stress in cotton (Gossypium hirsutumL.) plant.
Mohammad Habibi1, MohammadAli Rezaee1*, Elham Faghani2, MehrAli Mahmood Janloo1, MohammadHossein Razzaghi3
1) Department of Biology, Faculty of Basic Sciences, Gorgan Branch, Islamic Azad University, Gorgan, Iran.
2) Assistant Professor, Agronomy Department, Cotton Research Institute, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Gorgan, Iran.
3)Agricultural Engineering Department, Golestan Agriculture and Natural Resources Research and Education Center, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Gorgan, Iran.
Abstract:
Drought stress is a limiting factor in growth and production in more than 30% of the world's cultivated areas. One of the ways to deal with drought stress is to cultivate plants that are more resistant to this stress and cotton is one of these plants. There is little information about the physiological and biochemical properties of cotton under stress conditions and therefore this study was designed to identify the fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in mother seeds and seeds under drought stress in cotton plants. Experimental factorial, in the form of a randomized complete block design, in 5 seed treatments (including 4 levels of stressed seeds and non-stressed seeds) and stressed seeds at 4 levels of irrigation (rainfed, 33%, 66%) And 100% of the field capacity of the farm) was implemented. In this study, the seeds used were exposed to drought stress in 3 stages during different cropping seasons. The results showed that the effect of irrigation on yield and yield components was significant and the highest total yield was observed in 33% seeds under irrigation 33% of field capacity and the highest early maturity was observed in 66% irrigation. The results showed that severe drought and waterlogging reduce cotton yield and 33% seed after 3 years of exposure to moderate stress by stimulating physiological mechanisms and increasing the amount of osmolytes and antioxidant enzymes. And photosynthetic pigments became more adaptable to drought stress. The results of this study showed that the exposure of seeds to mild to moderate stress, strengthens the signaling pathways and increases the potential of seeds to tolerate drought stress, which can be considered by seed propagation centers.
key words:
Antioxidant enzymes, Cotton, Drought stress, Osmolytes, Photosynthetic pigments, Signaling.
مقدمه
تغییرات وسیع آب وهوایی و علل و تأثیرات آن، امروزه توجهات جهانی را به خود جلب نموده است. خشکسالی، یکی از تغییرات آب وهوایی است که به شدت در حال افزایش است و تهدیدات جدی را به ویژه برای کشاورزی به همراه داشته است(Trenberth et al., 2015; Powel and Reinhard, 2016). تنش خشکی، یک عامل محدودکننده رشد و تولید در بیش از 30درصد مناطق زیر کشت دنیا است(Massaci et al., 2008). پژوهشهای مختلف، نشان داده است که خشکی به تنهایی میتواند، 45درصد کاهش عملکرد را در محصولات زراعی، ایجاد نماید(Belhassen, 1996). از سویی دیگر، جمعیت جهان در حال افزایش است و پیشبینی میشود که تا سال 2030، به بیش از هزار میلیارد و تا سال 2050 به بیش از 4/2 هزار میلیارد نفر افزایش یابد(UN DESA, 2015). برایناساس با توجه به رشد جمعیت که به دنبال خود، رشد مصرف انرژی، آب و مواد غذایی را به دنبال داشته است، باید با روشهای مختلفی به نیازهای فزاینده جامعه بشری پاسخ داد.
بدون شک، یکی از راههای مقابله با تنش خشکی، علاوه بر مدیریت صحیح بهرهبرداری از آب، معرفی و کشت گیاهانی است که نسبت به این تنش، مقاومت بیشتری را از خود نشان میدهند. پنبه(Gossypium hirsutumL) که از آن به عنوان مهمترین گیاه لیفی جهان، نام برده میشود، نقش ارزندهای در صنایع مختلف دارد و به عنوان یک گیاه سازگار یا مقاوم نسبت به خشکی، شناخته میشود. اگرچه میزان مصرف پنبه، روبهفزونی است ولی سطح زیر کشت این محصول در ایران، به شدت رو به کاهش است. کشور ایران که میانگین بارندگی آن، حدود یک سوم میانگین جهانی است با متوسط بارندگی ۲۴۰ میلیمتر در سال، در ردیف مناطق خشک و نیمه خشک قرار میگیرد(Kardavani, 2001). گزارشات زیادی در رابطه با تأثیر تنش خشکی بر مختلشدن فرآیندهای فیزیولوژی در گیاهان، تغییر در متابولیسم کربوهیدراتها و نیتروژن، تغییر در ساختمان پروتئینها و فعالیت آنزیمها، تجمع پرولین و کاهش محرکهای رشد وجود دارد(Levitt, 1980). این تغییرات فیزیولوژیکی در نهایت منجر به تغییرات مورفولوژیکی در بذر، گیاهچه، برگ، ارتفاع گیاه و غیره میشود.
گیاهان برای مقاومت در برابر تنش خشکی از مکانیسمهای فرار، اجتناب و تحمل استفاده میکنند. هنگام تنش، گونههاي اکسیژن فعال مانندرادیکالهاي سوپراکسید، پراکسیدهیدروژن و رادیکال هیدروکسیل ایجاد میگردند که باعث خسارت اکسیداتیو بـه لیپیدهاي غشاء، پروتئینها و اسیدهاي نوکلئیک میشوند(Mittler et al., 2002 Masood, 2006 and).
آسیبهای اکسیداتیو، یکی از اثرات تنشهای محیطی است و گیاهان برای مقابله با تنشهای اکسیداتیو از سیستم دفاعی آنتیاکسیدانی با روشهای آنزیمی مانند سوپراکسید دیسموتاز و کاتالاز و غیرآنزیمی مانند آسکوربیک اسید، گلوتاتیون، آلفا توکوفرول و کارتنوئیدها بهره میبرند. ترکیبات فنلی با فعالیت آنتیاکسیدانی نظیر آنتوسیانینها و فلاونوئیدها نیز در این دفاع نقش دارند(and Prasad, 2002 Nasibi et al., 2005). کاتالاز نیز آنزیمی آنتیاکسیدان است که در تنشهاي شدید، از سلولها در مقابل پراکسیدهیدروژن تولیـدشده محافظت مینماید(Wassmann et al., 2004). همچنین در شرایط نـامطلوب، در گیاهان، ترکیباتی با عملکرد اسمزي ایجاد میشوند(Hasegawa et al., 2000 and Sotiropoulos, 2007). اسمولیتها در حفظ ماکرومولکولهـا، ساختار پروتئینها و محافظت در برابر گونههاي اکسیژن فعال نقش دارند(Mitysik et al.,2002). پرولین و گلیسین بتـائین، محافظتکنندههایی درشت مولکول و جاروبکننده رادیکالهاي آزاد در شرایط تنش هستند(Hellman et al., 2000 Ashraf and foolad, 2007;). بنابراین شناخت مکانیسمهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاهان در زمان مواجهه با تنش، به پژوهشگران اصلاح ژنتیک برای تقویت ژنهای مقاومت و تحمل در برابر تنشها، کمک نموده و راهی برای مقابله با این مخاطرات طبیعی است.
از دیگر تأثیرات کمبود آب، کاهش بازدهی و عملکرد پنبه است و به همین دلیل ضرورت پاسخهای متابولیکی مناسبتر گیاه پنبه در برابر استرس خشکی، یک ضرورت است. پژوهش ها نشان داده است که شدت، زمان و مدت تنش رطوبتی در پنبه میتواند تأثیرات متفاوتی بر رشد و عملکرد آن داشـته باشـد(Pettigrew, 2004). یافتههای پژوهشگران بیانگر آن است که تنش آبی در طول دوره گلدهی و غوزه دهی، تأثیرات زیادي را بر خصوصیات فیزیولوژیکی و پارامترهاي شیمیایی پنبه نظیر فتوسنتز، متابولیسم کربن و نیتروژن و همچنین متابولیسم آنتی اکسیدانها دارد که در نهایت می تواند باعث کاهش عملکرد وش گردد(Ball et al., 1994 Pettigrew, 2001; Ennahl and Earl, 2005;).
بدون شک، شناسایی صفات فیزیولوژیکی تحمل به خشکی نظیر توزیع کربوهیدراتها و تنظیم اسمزی و استفاده از آنها، میتواند فاکتور مناسبی برای مطالعات بیوتکنولوژی در زمینه بهبود عملکرد و کیفیت محصولات گیاهی باشد. از طرفی، بذر پنبه به عنوان دومین منبع پروتئین پس از سویا و پنجمین منبع روغن پس از آفتابگردان می باشد و مطالعه و تحقیق بر روی بذر، یکی از پژوهشهای پراهمیت است.
اگرچه مطالعات زراعی فراوانی بر روی گیاه پنبه انجام شده است ولیکن اطلاعات کمی در مورد خواص فیزیولوژیک و بیوشیمیایی پنبه، فتوسنتز و متابولیسم آن در شرایط تنش وجود دارد(Meloni et al.,2003 DeRidder et al.,2007;). این پژوهش با هدف شناخت نوسان ویژگیهای فیزیولوژیکی و سیگنالهای تحملی در بذور مادری و بذور تحت تنش خشکی قرارگرفته در گیاه پنبه طراحی گردید.
مواد و روشها
در این تحقیق، آزمایشات مزرعه، در ایستگاه تحقیقات پنبه هاشمآباد، انجام شد. این ایستگاه، در جنوب شرقی دریای خزر و در 11 كيلومتري شمالغربي گرگان و در يك كيلومتري روستاي هاشمآباد، در طول جغرافيايي 54درجه و 16دقیقه شرقی و عرض جغرافيايي 36درجه و 51 دقیقه شمالی، واقع شده و ارتفاع آن از سطح دريا، 3/13 متر است.
آزمایشیبه صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک کامل تصادفی، در 5 تیمار بذری(شامل4 سطح بذر تنش یافته و بذرهای غیر تنش یافته) و بذور تنشیافته در 4 سطح آبیاری (دیم، 33درصد ، 66درصد و100درصد ظرفیت زراعی مزرعه)، در 3 تکرار در کرتهای 6 متری و در 4 خط با فاصله 80 سانتی متر و فاصله روی ردیف 20 سانتیمتر، در ایستگاه هاشمآباد، اجرا شد. در این پژوهش، بذور استفاده شده، 3 مرحله در معرض تنش خشکی در طی فصول زراعی مختلف قرار گرفتند. ابتدا در سال زراعی 96-95، بذور معتبر از رقم پنبه گلستان، تهیه که به نام های: S10، S11،S12، S13 و S14 نام گذاری و در 4 سطح آبیاری: دیم، 33درصد، 66درصد و 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه که به ترتیب: W0، W1، W2 و W3 نامگذاری شدند، قرار گرفتند. در سال زراعی 97-96، بذور مواجه شده با تنش خشکی در سال گذشته، به همراه یک بذر معتبر تهیه شده از بازار، مجدد تحت تیمارهای آبیاری ذکر شده قرار گرفتند. بذر شاهد به نام S20 و سایر بذور تحت تیمارهای آبیاری به نامهای: S21، S22، S23 و S24 نامگذاری شدند.در سال زراعی، 98-97، مجدد بذور استحصال شده از تیمارهای آبیاری سال قبل به همراه یک بذر معتبر تهیه شده از بازار به عنوان شاهد به نام S30 تحت تیمارهای آبیاری ذکر شده قرار گرفتند و بذور مربوطه به ترتیب: S31، S32، S33 و S34 نامگذاری شدند.
عملیات زراعی:
بعد از انجام کرتبندی، در 10 اردیبهشت، عملیات کاشت صورت پذیرفت.در طی فصل رشد عملیات وجین، با دست انجام و از آفتکشهای مناسب جهت مقابله با آفات استفاده شد. برای برقراری تیمارهای مختلف آبیاری در مزرعه از لولههای هیدروفلوم و دریچههایی که در ابتدای خطوط کاشت قرار داشت، استفاده شد.
عملیات برداشت:
در زمان بازشدن غوزهها و قبل از برداشت محصول، پس از حذف نیم متر از ابتدا و انتهای هر کرت برای حذف اثر حاشیهای، 10 بوته به طور تصادفی انتخاب و صفات مختلف در آنها، اندازهگیری شد. برای مطالعات آنزیمی نیز از تانک ازت و یخ دان یونولیتی، جهت انتقال نمونههای برداشت شده از مزرعه به آزمایشگاه، استفاده شد .برداشت نهایی از مزرعه نیز در ماههای مهر و آبان انجام شد و محصول هر چین جداگانه برداشت، توزین و عملکرد کل محاسبه گردید.
اندازهگیری فعالیت آنزیمی:
برای تهیه محلول عصاره گیری از روش Resende و همکاران(2002) استفاده شد.
اندازهگیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز:
جهت تعیین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز، 2 میلیلیتر مخلوط واکنش حاوی 6/1 میلیلیتر بافر فسفات مونوسدیک (250 میلیمولار) با 7PH ، 200 میکرولیتر عصاره آنزیمی و 50 میکرولیتر اسیدآسکوربیک (5/0 میلی مولار)، 50 میکرولیتر EDTA(1/0 میلیمولار) و 100 میکرولیتر آب اکسیژنه(2/1 میلیمولار) استفاده شد. با اضافه کردن آب اکسیژنه به مخلوط واکنش فعالیت آنزیمی شروع شد. محلول بلانک، حاوی 7/1 میلی لیتر بافر فسفات مونوسدیک(250 میلیمولار) با 7PH و 200 میکرولیتر عصاره آنزیمی، 50 میکرولیتر اسیدآسکوربیک(5/0 میلیمولار) و 50 میکرولیترEDTA(1/0 میلیمولار) است. کاهش جذب نور در طول موج 290 نانومتر برای مدت زمان 2 دقیقه اندازه گیری شد. فعالیت آنزیم بر اساس میکرومول آب اکسیژنه تجزیه شده در هر دقیقه به ازای وزن تر بافت با ضریب خاموشی (€) برابر با L/mm.cm 8/2 بیان شد. برای محاسبه فعالیت آنزیم، تفاضل جذب نور بین ثانیه 30 و 90 مورد استفاده قرار گرفت. فعالیت آنزیمی نیز بر حسب تغییرات جذب DOD(FW)-1min-1 در واحد سینتیک آنزیمی محاسبه گردید(Murthy et al,2002).
فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز:
فعالیت این آنزیم براساس روش Giannopolitis و Ries(1977)، مطالعه شد. در این روش از محلولهای بافر فسفات سدیم 50 میلی مولار، متونین 13 میلیمولار، نیتروبلو تترا زولیوم(NBT)، 75 میکرولیتر، Na- EDTA 1/0 میلی مولار و ریبوفلاوین 2 میکرومولار استفاده شد.برای سنجش این آنزیم، در مرحله اول نمونهای تهیه شد که شامل تمام محلولهای مندرج در جدول بدون عصاره آنزیمی بود که این نمونه به عنوان شاهد در نظر گرفته شده و تحت تابش یک لامپ فلورسنت قرار گرفت و هر 2 دقیقه یکبار تا 30 دقیقه، جذب طول موج آن در 560 نانومتر، توسط دستگاه اسپکتروفتومتری که توسط محلول نور ندیده، به عنوان شاهد تنظیم شده بود، خوانده شد. پس از رسم منحنی مربوط به مدت زمانهای مختلف روشنایی در مقابل میزان جذب محلولهای بدون عصاره آنزیمی و ثابت ماندن تغییرات جذب بعد از 16 دقیقه، لولههای آزمایش مربوط به عصاره، حدود 16 دقیقه در معرض نور قرار گرفت و دستگاه طیفسنج نیز در این مدت با طول موج 560 نانومتر و به وسیله عصاره آنزیم بدون روشنایی به عنوان شاهد، تنظیم شد وسپس جذب بعد از 16 دقیقه در این طول موج خوانده شد.
اندازهگیری فعالیت آنزیم کاتالاز:
برای اندازهگیری فعالیت کاتالاز از روش Karو همکاران(1975) و Chance و همکاران(1955)، استفاده شد.
اندازهگیری میزان رنگیزهها:
برای اندازهگیری میزان رنگیزهها از روش Dere و همکاران(1998)، استفاده شد. برای محاسبه مقادیر کلروفیلa ، کلروفیلb و همچنین کاروتنوئید کل از فرمول Lichtenaler و Wellburn(1985)، استفاده گردید.
اندازهگیری فعالیت پرولین:
برای این منظور، از روش Bates(1973)، استفاده شد.
سنجش فعالیت گلایسین بتائین:
برای سنجش فعالیت گلایسین بتائین، از روشGreive و Grattan(1983)، استفاده شد.
سنجش فعالیت فنل کل:
فعالیت ترکیبات فنل با استفاده از روش folin-ciocalteu سنجیده شد.
سنجش محتوی تانن:
برای سنجش محتوای تانن و ترکیبات غیرتاننی، به یک میلیلیتر از عصاره استخراج، یک میلیلیتر آب مقطر و 100 میلیگرم پلیوینیل پیرولیدون افزوده و پس از ورتکس به مدت 15 دقیقه در دمای 4 درجه سانتیگراد نگه داشته و به مدت 10 دقیقه در rpm3000 سانتریفیوژ نموده و جذب آن در طول موج 725 نانومتر خوانده میشود. در این روش، از اسید گالیک در غلظتهای صفر تا 100 میلیگرم در میلیلیتر به عنوان استاندارد استفاده شد(Makkar and et al.,1993).
تحلیلآماری:
دادههاي تحقيق به طور میانگین از سه بوته در هر تيمار و با يك تكرار استخراج شد. تجزیه و تحلیل واریانس با استفاده از نرمافزار SAS و رویه Proc-Mixed ، (9:SAS Institute, Cary, NC, USA) با آزمون حداقل اختلاف معنیداری فیشر(LSD) در سطح 5درصد (SAS, 2001) محاسبه و رسم نمودارها نیز با نرم افزار EXCELL انجام شد.
نتایج
برای بررسی خصوصیات فیزیولوژیکی بذور مختلفی که به مدت 3سال تحت تنشهای مختلف آبی قرار گرفتهاند و تعیین نقش هر یک در تحمل نسبت به خشکی، تعدادی از شاخصهای فیزیولوژیکی نظیر: پرولین،گلیسینبتائین، فنل، تانن، ترکیبات غیرتاننی، SOD، APX و رنگیزههای فتوسنتزی انتخاب و نوسان آنها مورد بررسی قرارگرفت و در نهایت تأثیر این ویژگیها بر عملکرد محصول مشخص گردید.
جدول 1: نوسان مقدار پرولین و گلایسینبتائین در تیمارهای مختلف آبی و بذری*
گلایسین بتائین بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | گلایسین بتائین برگ ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | پرولین بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | پرولین برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر) | WS |
10/50 ± 93/0 b | 43/48 ± 41/2 jk | 01/1 ± 037/0 d-f | 290/0 ± 0017/0 e-g | W0S30 |
71/39 ± 70/0 b | 80/59 ± 38/3 e-i | 27/1 ± 059/0 ab | 270/0 ± 0006/0 g | W0S31 |
77/40 ± 11/1 b | 88/51 ± 19/7 h-j | 27/1 ± 026/0 ab | 270/0 ± 0007/0 g | W0S32 |
56/48 ± 78/0 b | 52/52 ± 18/4 h-j | 99/0 ± 075/0 d-g | 306/0 ± 0027/0 c-e | W0S33 |
35/44 ± 17/2 b | 10/56 ± 48/1 f-j | 25/1 ± 029/0 ab | 306/0 ± 0023/0 c-e | W0S34 |
22/44 ± 32/0 b | 79/82 ± 47/1 a | 91/0 ± 091/0 f-h | 276/0 ± 0023/0 fg | W1S30 |
75/45 ± 23/1 b | 59/67 ± 76/1 b-d | 19/1 ± 057/0 a-c | 313/0 ± 0019/0 cd | W1S31 |
10/155 ± 72/1 a | 93/59 ± 04/7 e-i | 77/0 ± 047/0 hi | 306/0 ± 0126/0 c-e | W1S32 |
60/144 ± 34/1 a | 85/73 ± 07/1 ab | 00/1 ± 017/0 d-f | 280/0 ± 0053/0 fg | W1S33 |
32/31 ± 02/1 b | 74/62 ± 33/1-g | 72/0 ± 042/0 i | 276/0 ± 0025/0 fg | W1S34 |
77/40 ± 41/0 b | 51/69 ± 24/1 b-d | 17/1 ± 053/0 a-c | 286/0 ± 0026/0 e-g | W2S30 |
07/43 ± 39/0 b | 60/73 ± 97/4 a-c | 85/0 ± 061/0 g-i | 296/0 ± 0097/0 d-f | W2S31 |
70/37 ± 24/1 b | 53/64 ± 33 /0-f | 05/1 ± 024/0 c-e | 296/0 ± 0108/0 d-f | W2S32 |
93/53 ± 52/4 b | 37/57 ± 76/3 f-j | 95/0 ± 025/0 e-g | 296/0 ± 0083/0 d-f | W2S33 |
68/36 ± 31/0 b | 54/53 ± 49/1 g-j | 88/0 ± 044/0 f-h | 280/0 ± 0053/0 fg | W2S34 |
92/35 ± 90/0 b | 73/50 ± 54/0 ij | 89/0 ± 064/0 f-h | 320/0 ± 0003/0 c | W3S30 |
85/32 ± 38/0 b | 06/60 ± 45/3 e-h | 29/1 ± 020/0 a | 353/0 ± 0203/0 b | W3S31 |
92/41 ± 07/2 b | 54/59 ± 53/2 e-i | 16/1 ± 057/0 a-c | 383/0 ± 0030/0 a | W3S32 |
71/37 ± 07/1 b | 81/48 ± 34/2 jk | 13/1 ± 023/0 b-d | 313/0 ± 0017/0 cd | W3S33 |
86/44 ± 98/2 b | 38/40 ± 43/10 k | 94/0 ± 047/0 e-g | 280/0 ± 0014/0 fg | W3S34 |
* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنیداري با یکدیگر ندارند.
جدول 2: نوسان میزان فنل، تانن و ترکیبات فنلی بدونتانن برگ و بذر در تیمارهای مختلف آبی و بذری*
ترکیبات فنلی بدون تانن بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | ترکیبات فنلی بدون تانن برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر) | تانن بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | تانن برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر) | فنل کل برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر) | فنل کل بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک) | WS |
55/15 ± 83/0 jk | 92/20 ± 94/1 b | 89/249 ± 36/35 d | 96/78 ± 11/1 cd | 88/99 ± 11/2 d | 35/265 ± 96/2 d | W0S30 |
77/22± 84/0 e-g | 55/11 ± 08/1 e-g | 40/212 ± 05/82 e | 51/75 ± 88/0 de | 06/87 ± 21/1 fg | 18/235 ± 94/8 e-f | W0S31 |
14/26 ± 84/0 c-e | 40/14 ± 89/1 c-f | 39/227 ± 16/29 de | 85/91 ± 89/2 b | 25/106 ± 00/4 bc | 54/253 ± 02/3 d-f | W0S32 |
08/33 ± 03/1 a | 82/12 ± 63/0 d-g | 31/229 ± 80/53 de | 53/94 ± 18/1 ab | 36/107 ± 10/1 b | 39/262 ± 31/6 d | W0S33 |
00/25 ± 84/1 c-e | 33/14 ± 14/1 c-g | 22/232 ± 27/4 de | 26/78 ± 58/0 cd | 59/92 ± 70/0 ef | 23/257 ± 71/5 de | W0S34 |
22/12 ± 29/0 k | 04/18 ± 19/1 a-d | 44/217 ± 82/15 e | 50/84 ± 07/1 c | 24/99 ± 60/1 d | 73/229 ± 20/15 f | W1S30 |
24/16 ± 29/1 ij | 81/14 ± 29/1 c-g | 48/231 ± 83/9 de | 69/48 ± 46/0 hi | 44/63 ± 80/0 j | 72/247 ± 01/11 e-f | W1S31 |
48/27 ± 40/1 bc | 44/13 ± 30/2 d-g | 76/286 ± 52/19 c | 30/39 ± 04/1 j | 74/52 ± 21/2 k | 24/314 ± 13/19 fc | W1S32 |
81/19 ± 93/0 g-i | 87/16 ± 23/0 a-e | 37/383 ± 24/1 a | 59/48 ± 67/1 hi | 47/65 ± 50/1 j | 19/403 ± 61/0 a | W1S33 |
57/30 ± 96/2 ab | 84/14 ± 26/2 c-f | 89/93 ± 62/1 f | 99/69 ± 63 /1 f | 87/84 ± 70/0 g | 46/124 ± 33/2 g | W1S34 |
94/21 ± 26/1 fg | 21/18 ± 16/2 a-d | 40/293 ± 11/10 bc | 15/71 ± 76/1 ef | 36/89 ± 70/0 e-g | 35/315 ± 29/10 c | W2S30 |
79/26 ± 04/2 b-d | 06/13 ± 14/1 d-g | 88/346 ± 29/21 b | 91/30 ± 39/0 k | 97/43 ± 80/0 l | 68/343 ± 22/23 b | W2S31 |
03/20 ± 87/0 gh | 80/8 ± 17/1 g | 10/83 ± 44/4 f | 94/68 ± 94/2 f | 65/77 ± 90/2 i | 33/103 ± 53/4 g | W2S32 |
14/16 ± 38/1 ij | 57/14 ± 18/0 c-f | 42/90 ± 32/3 f | 76/78 ± 85/1 cd | 33/93 ± 80/1 e | 560/106 ± 29/3 g | W2S33 |
51/17 ± 92/0 h-j | 35/9 ± 12/1 fg | 86/94 ± 51/8 f | 85/68 ± 43/1 f | 20/78 ± 20/2 hi | 38/112 ± 35/8 g | W2S34 |
90/14 ± 25/ jk | 64/21 ± 55/4 a | 42/87 ± 02/33 f | 08/62 ± 94/1 g | 83/83 ± 50/2 gh | 32/102 ± 41/3 g | W3S30 |
79/26 ± 71/1 b-d | 84/15 ± 51/0 b-e | 68/73 ± 84/22 f | 10/45 ± 53/0 i | 59/60 ± 90/0 j | 47/100 ± 45/1 g | W3S31 |
12/20 08/1 gh | 32/8 18/1 h | 96/84 ± 37/4 f | 763/92 ± 44/0 b | 08/101 ± 00/1 cd | 09/105 ± 31/5 g | W3S32 |
18/23 ± 46/0 d-g | 96/18 ± 16/4 a-c | 91/88 ± 37/3 f | 89/97 ± 76/1 a | 86/116 ± 30/3 a | 10/112 ± 34/3 g | W3S33 |
94/21 ± 59/0 fg | 99/12 ± 26/0 e-g | 06/90 ± 68/2 f | 27/51 ± 39/0 h | 27/68 ± 50/0 j | 01/112 ± 74/2 g | W3S34 |
* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنیداري با یکدیگر ندارند.
Superoxide dismutase ( U mg -1 total protein) |
شکل 1: نوسان آنزیم سوپراکسید دیسموتاز در بذور تحت تیمارهای آبی مختلف)حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنیدار است(.
Ascorbate peroxidase (UA g -1 FW ) |
شکل 2: نوسان آنزیم آسکوربات پراکسیداز در بذور تحت تیمارهای آبی مختلف( حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنیدار است(.
شکل 3: نوسان آنزیم کاتالاز در تیمارهای مختلف آبی و بذری( حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنیدار است(.
خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط دیم:
مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار دیم نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در آنها از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که بذر S32 با توجه به افزایش مقدار ترکیبات فنلی بدون تانن و پرولین، در بذر و همچنین افزایش فعالیت SOD و مقدار فنل و تانن در برگ گیاهان حاصل از این بذر، در مقایسه با شاهد، توانسته است نسبت به بذور دیگر، تحمل بیشتری در برابر تنش آبی در شرایط دیم داشته باشد.
خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه:
مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3)، نشان داد که بذر S32 از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی از پتانسیل بهتری برای کشت در شرایط آبیاری 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه برخوردار است و توانسته است با افزایش مقدار گلیسین بتائین، فنل، تانن و ترکیبات فنلی بدونتانن بذر و همچنین افزایش مقدار پرولین و فعالیت SOD در برگ گیاهان حاصل از این بذور، از قدرت تحمل بیشتری نسبت به تنش آبی در این شرایط آبیاری برخوردار باشد.
خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 66درصد ظرفیت زراعی مزرعه:
مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 66درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان، برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که با توجه به نتایج به دستآمده، بذر S32 از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی که سبب افزایش فعالیت کاتالاز در بذر و افزایش فعالیت APX در برگ گیاهان حاصل از این بذور، شده است، توانسته از تحمل بیشتری نسبت به تنش آبی تحت این شرایط آبیاری برخوردار باشد.
خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه:
مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که با توجه به نتایج به دست آمده، بذر S33از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی که منجر به افزایش مقدار ترکیبات فنلی بدون تانن و پرولین در بذر و افزایش مقدار فنل و تانن در برگ بذور حاصل از این بذر، شده است، از پتانسیل بهتری برای کشت در شرایط آبیاری 100درصد ظرفیت زراعی مزرعه برخوردار است.
کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید:
نتایج به دست آمده در ارتباط با رنگیزههای فتوسنتزی نشان داد که مقدار کلروفیلa در تیمارهای مختلف این آزمایش، از نوسان کمتری برخوردار بوده لیکن نوسان مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bبیشتر بوده است. نتایج، نشان داد که افزایش و یا کاهش مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ های حاصله از بذور تحت تیمارهای مختلف آبی، از الگوی یکسانی تبعیت نموده است(شکل4).
نتایج حاصله از این پژوهش، نشان داد که در تیمار دیم و در مقایسه بین بذر شاهد با سایر بذور، مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ گیاهان حاصل از بذور S31، S33 و S34 کاهش و در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 افزایش یافته است. در تیمار آبی 33درصد، در این مقایسه، مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ گیاهان حاصل از بذور S31، کاهش و در برگ گیاهان حاصل از سایر بذور، افزایش یافته است لیکن مقدار افزایش در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 بیشتر از برگ گیاهان حاصل از سایر بذور بوده است. در تیمار آبی 66درصد، نتایج این مقایسه نشان داد، مقدار کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور S31، S33 و S34، کاهش و در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 افزایش یافته است. در تیمار آبی 100درصد، نتایج بیانگر آن است که مقدار کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور دیگر نسبت به برگ گیاهان حاصل از بذور شاهد، افزایش یافته است لیکن مقدار این افزایش در برگ گیاهان حاصل از بذور S33، نسبت به برگ گیاهان حاصل از سایر بذور بیشتر بوده است.
|
شکل4: نوسان مقادیر کلروفیلa، کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور تحت تیمارهای آبی مختلف
جدول3: تجزیه واریانس عملکرد و اجزای عملکرد پنبه دانهها
عملکرد چین اول (گرم) | عملکرد چین دوم (گرم) | وزن 30 غوزه چین (گرم) | وزن الیاف 30 غوزه چین 1(گرم) | وزن بذر عملکرد چین اول(گرم) | درجه آزادی | منابع تغیرات |
**3546709 | **1690590 | **4296 | **719 | **1322975 | 3 | سطح آبیاری |
*225730 | 63141ns | 489ns | 94ns | 66082 ns | 4 | بذر |
**244596 | 64440ns | 331ns | 15/58ns | **84583 | 12 | سطح آبیاری در بذر |
75656 | 72548 | 337 | 57/42 | 30641 |
| خطا |
07/41 | 16/58 | 21/14 | 63/13 | 29/42 |
| CV |
** معنیدار در سطح یک درصد- *معنیدار در سطح 5 درصد- ns غیرمعنادار
عملکرد و اجزای عملکرد:
بر اساس نتایج تجزیه واریانس(جدول3)، اثر آبیاری بر عملکرد و اجزای عملکرد معنیدار بود. بر اساس جدول مقایسه میانگینها(جدول 4)، بیشترین عملکرد چین اول در آبیاری 66درصد ظرفیت زراعی بهدست آمد در حالیکه عملکرد چین دوم و وزن 30 غوزه چین اول در تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی، بیشترین بود. وزن بذر استحصالی و وزن الیاف30 غوزه در تیمار آبیاری 66درصد ظرفیت زراعی، بیشترین بود(جدول4). عملکرد چین اول و دوم در بذور استحصالی از تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی، افزایش معنیدار داشتند. همچنین وزن 30غوزه چین اول و وزن الیاف 30 غوزه چین اول در تیمار آبی 33درصد ظرفیت زراعی بیشترین بود(جدول4). نتایج به دستآمده از این تحقیق، نشان داد که بیشترین مقدار عملکرد کل به میزان 9/958 گرم(در مترمربع)، در بذور 33درصد تحت تیمار آبی 33درصد(W1S32)، مشاهده شد(جدول 4).
جدول 4: میزان عملکرد و اجزای عملکرد در تیمارهای مختلف آبی و بذری*
عملکرد چین اول (گرم در متر مربع) | وزن الیاف سی غوزه چین اول (گرم)
| وزن سی غوزه چین اول (گرم)
| عملکرد کل (گرم در متر مربع) | WS | |
43/18 ± 00/2 h | 90/38 ± 60/7 g-i | 00/121 ± 05/ 17 c-h | 33/195 ± 14/75 h-j | W0S30 | |
00/14 ± 12/7 h | 80/42 ± 94/1 d-i | 33/134 ± 78/5 a-f | 90/146 ± 37/70 ij | W0S31 | |
43/72 ± 12/26 f-h | 33/46 ± 88/0 c-h | 33/136 ± 85/1a-e | 00/322 ± 70/78 g-i | W0S32 | |
00/42 ± 28/22 gh | 53/33 ± 13/8 i | 10/104 ± 70/26f-h | 33/197 ± 82/9 ij | W0S33 | |
23/50 ± 31/25 gh | 73/39 ± 36/6 f-i | 00/122 ± 32/22 c-h | 00/374 ± 87/176 g-h | W0S34 | |
66/98 ± 66/28 f-h | 70/49 ± 40/2 b-f | 47/144 ± 29/7 a-d | 33/573 ± 69/401 b-e | W1S30 | |
76/86 ± 44/57 d-f | 83/50 ± 75/1 b-e | 00/151 ± 04/4 a-c | 16/735 ± 11/73 b | W1S31 | |
43/432 ± 31/11 ab | 86/58 ± 25/2 ab | 00/164 ± 25/6 a | 90/958 ± 98/197 a | W1S32 | |
33/159 ± 85/39 e-g | 13/47 ± 23/8 c-h | 33/131 ± 00/19 b-g | 66/706 ± 00/56 bc | W1S33 | |
90/262 ± 90/34 de | 13/56 ± 27/1 a-c | 77/154 ± 42/2ab | 90/740 ± 52/354 b | W1S34 | |
10/527 ± 00/64 a | 80/55 ± 74/1 a-c | 33/143 ± 05/4 a-d | 43/746 ± 70/209 b | W2S30 | |
23/436 ± 26/27 ab | 66/51 ± 76/1 a-d | 00/129 ± 00/2 b-h | 76/547 ± 67/108 c-f | W2S31 | |
43/406 ± 33/27 a-c | 66/61 ± 20/1 a | 67/149 ± 28/3 a-c | 00/520 ± 98/10 d-f | W2S32 | |
23/304 ± 28/27 b-d | 00/51 ± 00/2 a-d | 67/126 ± 84/5 b-h | 23/434 ± 52/91 e-g | W2S33 | |
66/498 ± 18/24 a | 73/53 ± 41/3 a-c | 80/127 ± 77/5 b-h | 33/666 ± 13/192 b-d | W2S34 | |
66/290 ± 33/45 c-e | 00/47 ± 52/1 c-h |
| 16/431± 24/9 e-g | W3S30 | |
66/114 ± 77/30 f-h | 83/36 ± 84/0 hi | 77/99 ± 47/2 h | 33/121 ± 65/19 j | W3S31 | |
00/116 ± 65/11 f-h | 06/40 ± 96/0 e-i | 13/101 ± 16/4 gh | 76/135 ± 38/67 j | W3S32 | |
33/179 ± 03/6 d-g | 73/47 ± 82/1 c-g | 67/117 ± 60/2 d-h | 33/195 ± 97/28 j-i | W3S33 | |
23/282± 85/14 c-e | 33/47 ± 20/1 c-h | 77/112 ± 63/10 e-h | 00/400 ± 72/25 e-g | W3S34 |
* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنیداري با یکدیگر ندارند.
بحث
نتایج نشان داد که تنش خشکی شدید و آبیاری فراوان(W0 و W3)، در هر دو حالت باعث کاهش عملکرد گیاه پنبه و تنش خفیف تا متوسط(W1 و W2)، سبب افزایش عملکرد محصول پنبه شد که با نتایج به دست آمده توسط Ghorbani(2015) و Fathi و همکاران(2011)، مطابقت دارد. پژوهشهای مختلفی که توسط Yazar و همکاران(2002) و Singh و همکاران(2016)، صورت پذیرفته، نشان داده است که کمبود و فراوانی آب در هر دو صورت، سبب تأثیر نامطلوب بر روی عملکرد و اجزای عملکرد گیاه پنبه میشود که پژوهشگران، دلیل این امر را از بین رفتن تعادل بین رشد رویشی و زایشی در این گیاه ذکر کردهاند. همچنین نتایج پژوهش DeTar و همکاران(2008)، نشان داد که آبیاري بیش از حد، علاوه بر افزایش رشد رویشی، تأخیر در شروع گلدهی و دیررسشدن محصول، موجب آبشویی مواد غذایی از ناحیه ریشه میشود. بنابراین، عملکرد دانه پنبه در صورت مواجهه با طیف وسیعی از کمبود آب، غیرقابل تحمل و آسیب جدی جبرانناپذیری خواهد دید(Niu et al., 2018). Wang و همکاران(2013)، دریافتند که تعداد غوزه و عملکرد محصول تحت خشکسالی کاهش می یابد. همانطور که مطالعات Papastylianou و Argyrokastritis(2014)، ثابت کرد، عملکرد پنبه و استحکام الیاف برخی ارقام پنبه در معرض تنش خشکی متوسط، افزایش مییابد. بنابراین، وزن 30 غوزه و وزن فیبر S32 بیشترین میزان را بعد از قرارگرفتن در معرض 3 سال تنش آبی به خود اختصاص دادند.
پژوهشها نشان داده است که محتواي رنگدانههاي فتوسنتزي، ازجمله کلروفیلها و کاروتنوئیدها که در تبدیل انرژي نورانی بـه انرژي شیمیایی حائز اهمیت هستند، تحت تأثیر خشکی، تغییر مـیکند(Jaleel et al.,2009).نتایج به دست آمده از این آزمایش نیز نشان داد که تحت تأثیر خشکی، محتوای کلروفیلی برگ در گیاهان حاصل از بذور مختلف تحت تنش قرار گرفته، تغییر یافت که با نتایج ارائه شده توسط SemerciA و SemerciH(2017)، انطباق دارد. با توجه به نتایج حاصله، به نظر میرسد که به دلیل نقش کلروفیل bو کاروتنوئید در فتوسنتز و همچنین نقش کاروتن ها به عنوان پیش ماده ساخت ABA به عنوان یک فیتوهورمون مقابله کننده در برابر استرس، بذر S32 در شرایط دیم، 33درصد و 66درصد ظرفیت زراعی مزرعه(تنش خفیف تا متوسط)، میتواند از افزایش فتوسنتز و قدرت تحمل بیشتری در برابر تنش خشکی برخوردار باشد. در شرایط آبی 100درصد ظرفیت زراعی نیز به نظر می رسد که بذر S33 از افزایش فتوسنتز بیشتری برخوردار باشد.
همان طور که عنوان شد، محتواي کلروفیل، یکی از فاکتورهاي مهم و مؤثر بر قابلیت فتوسنتزي است و کاهش یا عدم تغییر در محتواي کلروفیل گیاه، تحت شرایط تنش خشکی در گونههاي مختلف گیاهی مشاهده شده اسـت که شدت این کاهش، بستگی به میزان تنش و مدت آن دارد( Jagtap et al., 1998؛Rensburg and Kruger,1994).
آغاز تنش خشکی با کاهش هدایت روزنه ای و دسترسی کمتر به CO2 در سایت RUBISCO همراه است که در نتیجهی کاهش کربوکسیلاسیون، فتوسنتز و تولیدات آن کاهش مییابد. عمدتاً کاهش فتوسنتز در شرایط خشکی ضعیف یا متوسط به دلیل محدودیتهای روزنهای و در شرایط خشکی شدید به دلیل افزایش مقدار فتوسنتز است(Chastain et al.,2014).
Naderi و Valizadeh(2014)، عنوان کردند، ژنوتیپ هایی که از توانایی بیشتری برای حفظ ساختار غشایی و رنگدانههای فتوسنتزی خود در شرایط تنش خشکی برخوردار هستند، سرعت بازیابی بهتری نیز پس از برطرف شدن شرایط تنش دارند که نتایج بیانگر توانایی ژنوتیپ های S32 و S33 از این نظر است.
نتایج این پژوهش، نشان داد که بذور S32 به دلیل خصوصیات فیزیولوژیک کسب شده در طی 3سال تنش، از پتانسیل بیشتری برای کشت در شرایط دیم و تنش متوسط تا خفیف برخوردار شدهاند که این قابلیت، به دلیل تغییر در میزان اسمولیتها و ترکیبات فنلی و همچنین فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان، کسب شدهاست. همان طور که Izadpanah و Calagari(2014) عنوان کردند در اثر تنش خشکی، تجمع اسمولیتها در سلول، افزایش یافته که سبب اجتناب و یا مقاومت در برابر این تنش میشود. به عبارت دیگر، تنش خشکی، توأم با افزایش غلظت املاح سازگار مانند قندهای محلول، گلیسین بتائین و پرولین در سلول است که در بین این مواد، پرولین نقش محوری در تنظیم اسمزی دارد و در افزایش پایداری درونسلولی پروتئینها و غشاها موثر است(Sharma et al., 2011). یافته هایSakihama و همکاران(2002)، نیز نشان داد که ترکیبات فنلی، با دادن الکترون به آنزیمهای پراکسیداز و سمزدایی آب اکسیژنه تولیدشده، در مقاومت گیاه در برابر خشکی نقش دارند. نتایج Lei و همکاران(2007) نیز مشخص نمود که در شرایط تنش، گیاهانی که دارای سطوح بالای آنزیمهای آنتیاکسیدان دائمی یا القایی هستند، در برابر خسارات اکسیداتیو ناشی از تنش، مقاومتر هستند که این یافته ها، تأییدکننده دلیل مقاومت بیشتر ژنوتیپهای S32 در برابر تنش خشکی است. القای فعالیت SOD، توانایی شناخته شدهای برای گیاهان به منظور غلبه بر استرس اکسیداتیو از طریق تنظیم مجدد آنزیمهای آنتیاکسیدان است(Alscher et al., 2002). بنابراین، بذور به عنوان منبع ژنتیکی، با افزایش قابلتوجه فعالیت SOD، ویژگی تحمل به خشکی را بهبود میبخشند. برخی از پژوهشهای گذشته، مطابق با نتایج به دست آمده در این پژوهش، افزایش فعالیت APX را تحت کمبود آب در آفتابگردان گزارش کرده اند(Gunes et al.,2008). یکی از مهمترین سیگنالهای تحمل به خشکی، افزایش بیان SOD توأم با افزایش فعالیت آنزیمهای مهارکننده H2O2 نظیر APX است(McKersie et al., 1999). یافتهها نشان داد، در تکرار آبیاری تحت شرایط 33درصد، بذور از APX بیشتری برخوردار شدند. نتایج، مشخص نمود که S32، از طریق فعالیت بیشتر APX، بذوری با مقاومت بیشتر در برابر خشکی تولید نموده است.
کاتالاز نیز آنزیمی آنتیاکسیدان است که در تنشهاي شدید، از سلولها در مقابل پراکسید هیدروژن تولیـد شده، محافظت مینماید(Wassmann et al., 2004). این آنزیم، پراکسید هیدروژن را تجزیه و به آب تبدیل میکند و در مقاومت گیاه در برابر خشکی موثر است.
نتیجهگیری نهایی
این مطالعه تأیید کرد که بذر پنبه، برخی از مکانیسمهای فیزیولوژیکی را تحت کمبود متوسط آب(آبیاری 33درصد ظرفیت زراعی مزرعه) در طی سه فصل متوالی تحریک نموده است. یافتههای این پژوهش نشان داد که شرایط دیم و آبیاری کامل، بذور با پتانسیل کمی تولید کردند. همانطور که نتایج نشان داد، اسمولیتها و آنزیمهای آنتیاکسیدان در توانایی جبران بذور S32 در برابر تنش آب، نقش اساسی را ایفا نمودند. ژنوتیپ S32، توانسته است با حفظ تعادل در منابع و تنظیم مکانیسمهای فیزیولوژیکی، سازگاری را در برابر آبیاری 33درصد و 66درصد ظرفیت زراعی ایجاد نماید. نتایج این تحقیق نشان داد که قرار گرفتن بذور در معرض تنش خفیف تا متوسط، باعث تقویت مسیرهای سیگنالینگ و افزایش پتانسیل بذور برای تحمل در برابر تنش خشکی میشود که این موضوع میتواند مورد توجه مراکز تکثیر بذر قرار گیرد. با عنایت به گسترش تنش خشکی، به نظر میرسد، بذوری که قبلاً شرایط تنش را تجربه کرده باشند به دلیل تقویت ویژگیهای فیزیولوژیکی و تحمل بیشتر، از عملکرد بهتری برخوردار بوده و راندمان بالاتری دارند.
سپاسگزاری
بدینوسیله از دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان و موسسه تحقیقات پنبه ایران که زمینه انجام مطالعات آزمایشگاهی و مزرعهای این پژوهش را فراهم نمودند، قدردانی به عمل میآید.
References:
Alscher, R.G., Erturk, N and Heath, L.S. (2002). Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress. Journal of Experimental Botany. 53, 1331–1341.
Ashraf, M and Foolad, M.R. (2007). Role of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance. Environ. Exp. Bot., 59: 206-216.
Ball, R.A., Oosterhuis, D.M and Mauromoustakos, A.(1994). Growth dynamics of the cotton plant during water-deficit stress. Agron. J. 86: 788-795.
Bates, S. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil.39: 205–207.
Belhassen, E. (1996). Drought in higher plants: Genetical, Physiological and Molecular biological analysis. ENSAINRA SGAP, Montpellier, France. 152 p.
Chance, B and Maehly, A.C. (1955). Assay of catalase and peroxidase. Methods Enzymol. 2, 764-775.
Chastain, D.R., Snider, J.L., Collins, G.D., Perry, C.D., Whitaker, Jand Byrd, S.A. (2014). Water deficit in field-grown Gossypium hirsutum primarily limits net photosynthesis by decreasing stomatal conductance, increasing photorespiration, and increasing the ratio of dark respiration to gross photosynthesis. Journal of Plant Physiology, 171, 1576–1585.https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.07.014.
Dere, S., Gunes, T and Sivaci, R. (1998). Spectrophotometric determination of chlorophyll A, B and total carotenoid contents of some algae species using different solvents. Turk. J. Bot., 22: 13-17.
DeRidder, B.P and Salvucci, M. (2007). Modulation pf Rubisco activase gene expression during heat stress in cotton (Gossyoium hirsutum L.) involves posttranscriptional mechanisms. Plant Sci., 172: 246-252.
DeTar, W.R. (2008). Yield and growth characteristics for cotton under various irrigation regimes on sandy soil. Agric. Water Manage, 95: 69-76. Ennahl, I.S., and Earl, H. 2005. Physiological limitati on to photosynthetic carbon assimilation in cotton under water stress. Crop Sci. 45: 2374-2382.
Ennahl, I.S and Earl, H. (2005). Physiological limitati on to photosynthetic carbon assimilation in cotton under water stress. Crop Sci. 45: 2374-2382.
Fathi, D., Sohrabi, B and Koohek zadeh, M, (2011). Investigation of the effect of different irrigation water regimes and nitrogen fertilizer on yield and yield components of cotton In sprinkler and furrow irrigation methods. Electronic Journal of Crop Production. Volume 4, Number 1, Spring 2011. 61-74.
Ghorbani, N.GH, (2015). Yield and yield components of three cotton cultivars in sprinkler irrigation. Iranian Cotton Research Journal. Volume 3, Number 1, 2015. 69-83.
Giannopolitis, C.N and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutases I. Occurrence in higher plants. Plant Physiol. 59:309-314, 1977.
Greive, C.M and Grattan, S.R. (1983). Rapid assay for determination of water-soluble quaternary amino compounds. Plant Soil. 70: 303-307.
Gunes, A., Pilbeam, D., Inal, A and Coban, S. (2008). Influence of silicon on sunflower cultivars under drought stress, I: Growth, antioxidant mechanisms and lipid peroxidation. Commun. Soil Science & Plant Nutrition, 39: 1885–1903.
Hasegawa, P.M., Bressan, R.A., Zhu, J.K., and Bohnert, H.J. (2000). Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 51: 463-499.
Hellman, H., Funk, Rentsch.D and Frommer, W.B. (2000). Hyper sensitivity of an Arabidopsis sugar signaling mutant toward exogenous praline application. Plant Physiol., 123: 779-790.
Izadpanah, M. and Calagari, M. (2014). Effects of drought on osmotic adjustment, antioxidant enzymes and pigments in wild Achillea tinctoria populations. Ethno-Pharmaceutical Products 1(2): 43-54.
Jagtap, V., Bhargava, S., Sterb, P and Feierabend, J. (1998). Comparative effect of water, heat and light stresses on photosynthetic reactions in Sorghum bicolor (L.) Moench. Journal of Experimental Botany 49: 1715-1721.
Jaleel, C., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Somasundaram, R and Panneerselvam, R. (2009). Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agricultural Biology 11: 100-105.
Kar, M. and Mishra, D. (1975). Inorganic pyrophosphatase activity during rice leaf senescence. Can. J. Bot. 53: 503-510.
Kardavani, P. (2001). Drought and the ways to confront it in Iran, Tehran University Publications. pp: 5-23. (In Persian).
Lei, Y., Yin, C., et al. (2007). Effect of osmotic stress and sodium nitroprusside pretreatment on proline metabolism of wheat seedlings. Biologia Plantarum 51(2): 386-390.
Levitt, J. (1980). Stress terminology. In: N. C. Tuner and Kramer P. J. (eds), Adaptation of plants to water and high tempreture stress. Willey, New York. Pp 437-439.
Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. - Methods Enzymol. 148: 350- 382, 1987.
Makkar, H.P.S., Blummel, M., Borowy, N.K. and Becker, K. (1993). Gravimetric determination of tannins and their correlations with chemical and protein precipitation methods. Journal of Science and Food Agriculture 61: 161–165.
Masood, A., Shah, N.A., Zeeshan, M and Abraham, G. (2006). Differential response of antioxidant enzymes to salinity stress in two varieties of Azolla (Azolla pinnata and Azolla tilieuloides). Environ. Exp. Bot., 58: 216-222.
Massaci, A., Nabiev, S.M., Petrosanti, L., Nematov, S.K., Chernikova, T.N., Thor, K. and Leipner, J. (2008). Response of the photosynthetic apparatus of cotton (Gossypium hirsutum L.) to the onset of drought stress under field conditions studied by gas exchange analysis and chlorophyll fluorescence imaging. Plant Physiology and Biochemistry. 46: 189–195.
McKersie BD., Bowley SR and Jones KS. (1999). Winter Survival of Transgenic Alfalfa Overexpressing Superoxide Dismutase. Plant physiology 119(3):839-48.
Meloni, D.A., Oliva, M.A., Martinez, C.A., and Cambraia, J. (2003). Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Environ. Exp. Bot. 49: 69-76.
Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 7: 405-410.
Mitysik, J., Alia, B and Mohanty, P. (2002). Molecular mechanism of quenching of reactive oxygen species by proline under stress in plants. Current Sci. 82:525-532.
Murthy, U.M.N., Liang, Y., Kumar, P.P and Sun, W.Q. (2002). Non-enzymatic protein modification by the Maillard reaction reduces the activities of scavenging enzymes in Vigna radiate. Plant Physiology. 115: 213-220.
Naderi, Z.R and Valizadeh, M. (2014). The effect of drought stress in tillering stage on the activity of glutathione reductase and ascorbate peroxidase enzymes of autumn wheat genotypes. Rainfed agriculture of Iran. 3(2): 127-139.
Nasibi, F and M-Kalantari, K.H. (2005). The effects of UV-a, UV-b and UV-c on protein and ascorbate content, lipid peroxidation and biosynthesis of screening compounds in Brassica Napus. Science & Technology.
Niu, J., Zhang, S., Liu, S., Ma, H., Chen, J., Shen, Q., Ge, C., Zhang, X., Pang, C and Zhao, X (2018) The compensation effects of physiology and yield in cotton after drought stress. Journal of Plant Physiology. 224–225, 30–48.
Papastylianou, Panayiota and Argyrokastritis, loannis. (2014). Effect of limited drip irrigation regime on yield, yield components, and fiber quality of cotton under Mediterranean conditions. Agricultural Water Management 142:127–134.
Pettigrew, W. (2001). Environmental effects on cotton fiber carbohydrate concentration and quality. Crop Sci. 41: 1108-1113.
Pettigrew, W.T. (2004). Moisture deficit effects on cotton lint yield, yield components and boll distribution. Agronomy Journal 96: 377-383.
Powell, J.P and Reinhard, S. (2016). Measuring the effects of extreme weather events on yields. Weather and Climate Extremes.Volume 12, June 2016, Pages 69-79.
Prasad, M.N.V. and Strzatka, K. (2002). Physiology and biochemistry of metal toxicity and tolerance in plants. Kluwer Academic Pub, Dordrecht. Pp: 432.
Rensburg, L.V and Kruger, G.H.J. (1994). Evaluation of components of oxidative stress metabolism for use in selection of drought tolerant cultivars of Nicotiana tabacum L. J. Plant Physiology 143: 730-737.
Resende, MLV., Nojosa, GBA., Cavalcanti,LS., Aguilar, MAG., Silva, LHCP., Perez, JO., Andrade, GCG., Carvalho, GA and Castro, RM. (2002). Induction of resistance in cocoa against Crinipellis perniciosa and Verticillium dahliae by acibenzolar-S-methyl (ASM). Plant Pathology 51, 621–8.
Sakihama, Y., Cohen, M. F., et al. (2002). Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics induced oxidative damage mediated by metals in plants. Toxicology 177(1): 67-80.
Semerci, A and Semerci, H. (2017). Morphological and physiological responses to drought stress of European provenances of Scots pine. European Journal of Forest Research 136(1): 91-104.
Sharma, S., Villamor, J.G and Verslues, P.E. (2011). Essential role of tissuespecific proline synthesis and catabolism in growth and redox balance at low water potential. Plant Physiology, 157, 292–304. https:// doi.org/10.1104/pp.111.183210.
Singh, C., Kumar, V., Prasad, I., Patil, V.R and Rajkumar, B.K. (2016). Response of upland cotton (G.hirsutum L.) genotypes to drought stress using drought tolerance indices. J. Crop Sci. and Biotech. 19(1): 53-59.
Sotiropoulos, T.F. (2007). Effect of NaCl and CaCl2 on growth and contents of minerals, chlorophyll, proline and sugars in the apple rootstock M4 cultured in vitro. Biol. Plantarum. 51: 177-180.
Trenberth, Kevin.E., Fasullo, John.T. and Shepherd,Theodore.G. (2015). Attribution of climate extreme events. Nature Climate Change volume 5, pages725–730(2015).
United Nations, Department of Economic and Social Affairs, and Population Division. (2015). World Population Prospects: The 2015 Revision, Key Findings and Advance Tables. Working Paper,No.ESA/P/WP.241.NewYork,NY:United Nations Department of Economic and Social Affairs.
Wang,H., Chen,Q., Liu, P and Zhang, H. (2013). Effect of drought during seedling stage on physiological traits, yield components and fiber quality of cotton. Xinjiang Agric. Sci., 50, 2172-2181.
Wassmann, S., Wassmann, K and Nickening, G. (2004). Modulation of oxidant
and antioxidant cells. Hypertension, 44(4): 381-386.
Yazar, A., Sezen, S.M and Sesveren, S. (2002). LEPA and trickle irrigation of cotton in the southeast Anatolia project (GAP) area in Turkey. Agric. Water Manage. 54: 189-203.