مقایسه‌ی روش‌های Polymerase chain reaction (PCR) و Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) برای تشخیص فاسیولا هپاتیکا در نمونه مدفوع جمعیت گوسفندی استان لرستان

محورهای موضوعی : پاتوبیولوژی مقایسه ای

سیامک امیری ¹ (.گروه پاتوبیولوژی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات، تهران، ایران)
بهار شمشادی ² (گروه پاتوبیولوژی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات،تهران، ایران)
شیرزاد فلاحی ³ (گروه قارچ شناسی و انگل شناسی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی لرستان، خرم آباد، ایران)
سالومه شیرعلی ⁴ (گروه زیست فناوری، واحد اهواز، دانشگاه آزاد اسلامی، اهواز، ایران)

تاریخ دریافت : 1400/08/10 تاریخ پذیرش : 1400/08/10 تاریخ انتشار : 1399/09/01

کلید واژه: حساسیت, تشخیص, دیژن, انگل,

چکیده مقاله :

یکی از بیماری های مشترک بین انسان و حیوان فاسیولیازیس می باشد. در ایران فاسیولازیس حیوانی تاریخچه ای طولانی داشته و همواره به عنوان یک مشکل مهم دامپزشکی مورد توجه بوده است. روش های مختلفی برای تشخیص آن استفاده می شود که یکی از این روش ها، روش LAMP است. این مطالعه برای اولین بار به مقایسه ی روش های PCR و LAMP برای تشخیص فاسیولا هپاتیکا در نمونه مدفوع جمعیت گوسفندی استان لرستان پرداخت. طی مدت 3 ماه، مجموعاً 195 نمونه مدفوع ازگوسفندان استان لرستان با روش تصادفی کلاسیک جمع آوری شد. نمونه‌های هر بخش جهت تکنیک LAMP تا زمان استخراج DNA در فریزر منفی 20 درجه نگهداری شدند. نمونه ها توسط روش های LAMP و PCR بررسی شدند. داده‌های این مطالعه توسط روش کای-اسکوار از نرم افزار SPSS نسخه 19، تحلیل شدند و ضریب کاپا برای توافق بین روش ها استفاده شد. نتایج نشان داد که تکنیک LAMP اختلاف معنی-داری با تکنیک PCR دارد و تکنیک LAMP به شکل کارآمدتری عفونت با فاسیولا هپاتیکا را تشخیص داد (11 نمونه در روش LAMP و 7 نمونه در روش PCR ). نتایج ضریب کاپا نشان داد که توافق معنی داری بین دو روش با ضریب 65/0 و ارزش معنی داری کمتر از 001/0 وجود دارد. همچنین روش LAMP از حساسیت بیشتری برخوردار می باشد. در مجموع نتایج نشان داد که روش LAMP از حساسیت و دقت بیشتری در مقایسه با روش PCR برخوردار بود و بنابراین این روش می تواند برای تشخیص فاسیولا هپاتیکا بعنوان یک روش کارآمدتر می تواند استفاده شود.

چکیده انگلیسی:

Fascioliasis is a zoonotic disease with long history in Iran. Different methods are used for detection of the disease and one of methods is LAMP. The present study was conducted to compare the LAMP and PCR methods for detection of Fasciola hepatica in fecal samples of sheeps in Lorestan province. During 3 months, 195 samples were collected by classical randomized method. The samples were stored in -20ºC for future investigations by LAMP and PCR. The samples were investigated by LAMP and PCR. The data were analyzed by SPSS software and Chi-square and Kappa coefficient was used. The results showed that LAMP technique showed significant difference with LAMP and detected infected samples (11 samples in LAMP and 7 samples in PCR). The results for kappa showed a strong agreement between the both methods with coefficient of 0.65 and P=0.001). The LAMP method showed higher sensitivity. In sum, LAMP method showed higher sensitivity compared to other methods and can be used for detection of F. hepatica.

منابع و مأخذ:

1-         Hosseini-Safa A. Rokni MB. Mosawi SH. Heydarian P. Azizi H. Davari A. et al. High-resolution melting analysis as an appropriate method to differentiate between Fasciola hepatica and F. gigantica. Iranian Journal of Public Health. 2019; 48: 501-507.

2-         John BC. Davies DR. Williams DJL. Hodgkinson JE. A review of our current understanding of parasite survival in silage and stored forages, with a focus on Fasciola hepatica metacercariae. Grass Forage Science. 2019; 74: 211–217.

3-         Chen MG. Mottm KE. Progress in assessment of morbidity due to Fasciola hepatica infection: a review of recent literature. Tropical Disease Bulletin. 1999; 87: 1-38.

4-         Zooghi E. Yousefivand J. Hajikhani R. Human fasioliasis in some countries. Ghalamestan Honar. 2004; P 12-15 [in persian].

5-         Lotfy WM. El-Morshedy HN. Abou El-Hoda, M. El-Tawila, M.M. Omar, 

E.A. & Farag, H.F. Identification of the Egyptian species of Fasciola. Veterinary Parasitology. 2002;103(4):323–32.Mercer DK, Stewart CS. Keratin hydrolysis by dermatophytes. Medical Mycology. 2019;57(1):13-22.

6-         Martínez-Valladares M. Rojo-Vázquez FA. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay for the diagnosis of fasciolosis in sheep and its application under field conditions. Parasites & Vectors. 2016; 9:73.

7-         Notomi T. Okayama H. Masubuchi H. Yonekawa T. Watanabe, K. Amino, N. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Research. 2000; 28(12): E63.

8-         Krasteva D. Toubiana M. Hartati S. Development of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) as a diagnostic tool of toxoplasmosis. Veterinary Parasitology. 2009; 162: 327–331.

9-         Kialashaki E. Sharif M. Fakhar M. Daryani A. Paghe AS. Assessing Different Methods of DNA Extraction from Giardia Lamblia Cysts. Journal Mazandaran University Medical Sciences. 2013; 23(98): 67-74. [in persian].

10-       Ai L. Li C. Elsheikha HM. Hong SJ. Chen JX. Chen SH. et al. Rapid identification and differentiation of Fasciola hepatica and Fasciola gigantica by a loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay. Veterinary Parasitology. 2010; 174(3-4): 228-233.

11-       Mizani A. Gil P. Sarvari Sh. Daryani A. Sharif M. Amooei A. et al. Detection and differentiation of Fasiola hepatica and Fasiola gigantica by loop-mediated Isothermal Amplification. Mazandaran Medical University Journal. 2016; 145:45-53. [in persian].

12-       Mizani A. Gill P. Sarvi Sh. Daryani A. Sharif M. Rahimi MT. et al.  Journal Mazandaran University Medical Sciences. 2015; 25(122): 72-80. [in persian].

13-       Dalton JP. Robinson MW. Mulcahy G. O’Neill SM. Donnelly S. Immunomodulatory molecules of Fasciola hepatica: Candidates for both vaccine and immunotherapeutic development. Veterinary Parasitology. 2013; 195: 272–285. https ://doi.org/10.1016/j. vetpar.2013.04.008.

14-       Ni XW. McManus DP. Lou ZZ. Yang JF. Yan HB. Li L. et al. A comparison of Loop-Mediated Isothermal Amplification (LAMP) with other surveillance tools for Echinococcus granulosus diagnosis in canine definitive hosts. Parasites & Vectors. 2014; 9(7): 254.

15-       Kazemi F. Arjmand R. Tavalla M. Prevalence of toxocara species in park soils of Ahvaz City, southwest of Iran. Asian Pacific Journal of Tropical Disease. 2017; 7(12): 705-707. https://doi.org/10.12980/apjtd.7.2017D7-173

16-       Pazooki Ghoohe H. Haghparast B. Fakhar M. Common and novel methods for laboratory detection and identification of Leishmaniosis. Mazandaran Medical University Journal. 2015; 132; 345-361.

17-       Kudyba HM. Louzada J. Ljolje D. Kudyba K. Muralidharan V. Oliveira‑Ferreira J. et al. Field evaluation of malaria malachite green loop‑mediated isothermal amplification in health posts in Roraima state, Brazil. Malaria Journal. 2019; 18: 98-105. https://doi.org/10.1186/s12936-019-2722-1.

18-       Ezatpour B. Hasanvand A. Azami M.  Anbari Kh. Ahmadpour F. Prevalence of liver fluke infections in slaughtered animals in Lorestan Iran. Journal  of Parasitic Disease. 2015; 39, 725–729. https://doi.org/10.1007/s12639-014-0428-4