بررسی پاسخ بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی دینامیک به علف‌کش تری‌بنورون‌متیل در بیوتیپهای حساس و مقاوم خردل وحشی (Sinapis arvensis L.)
محورهای موضوعی : آنزیم های آنتی اکسیدانی
رفعت حسنی نسب فرزانه
1
,
احمد توبه
2
,
سدابه جهانبخش
3
,
رسول فخاری
4
,
محمد احمدی
5
1 - دانشجوی دکتری علوم علف های هرز، دانشگاه محقق اردبیلی
2 - عضو هیات علمی دانشگاه محقق اردبیلی
3 - استاد، گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزي و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران
4 - بخش تحقیقات گیاهپزشکی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان اردبیل (مغان)، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، اردبیل،
5 - دانشجوي دکتري علوم علف‌هاي‌هرز، گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزي و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران
کلید واژه: ترک‌خوردگی, جوانه‌زنی, سازوکار دفاعی, کلروفیل, مکانیسم‌های مقاومت,
چکیده مقاله :
کاربرد علف‌کش‌ها به‌عنوان یکی از تنش‌های آنتروپوژنیک[1]، تأثیرات عمیق و چندوجهی بر سیستم‌های بیوشیمیایی، فیزیولوژیکی و مولکولی گیاهان دارد و می‌تواند سبب بروز تغییرات قابل‌توجه در عملکرد، سازوکارهای دفاعی و مقاومت به علف‌کش می‌شود. مقاومت به علف‌کش، کارایی روش‌های کنترل شیمیایی را کاهش داده و لزوم مطالعه دقیق‌تر مکانیسم‌های مقاومت و طراحی استراتژی‌های مدیریتی نوین را بیش از پیش آشکار می‌سازد. به منظور ارزیابی بیوتیپهای حساس و مقاوم علف هرز خردل وحشی به علف‌کش تری‌بنورون‌متیل آزمایشی بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در آزمایشگاه دانشگاه محقق اردبیلی انجام شد. فاکتور اول بیوتیپ خردل وحشی در 2 سطح (بیوتیپ مقاوم و حساس)، فاکتور دوم زمان اعمال علف‌کش در ۲ سطح (مرحله ترک‌خوردگی پوسته بذر و جوانه‌زنی بذر)، و فاکتور سوم دوزهای علف‌کش تری‌بنورون‌متیل (0، 5، 10، 15، 20، 25 و 30 گرم در هکتار) بودند. در این آزمایش میزان فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز، بتا آمیلاز، پرولین، محتوای کلروفیل کل، محتوای کارتنوئید و وزن خشک گیاهچه اندازه‌گیری شدند. نتایج نشان می‌دهد که پاسخ بیوتیپهای مقاوم و حساس به علف‌کش تری‌بنورون‌متیل، تحت تأثیر عوامل پیچیده ژنتیکی، مرحله رشد و دوز علف‌کش قرار دارد. بیوتیپ مقاوم در دوزهای پایین (۵ تا ۱۵ گرم در هکتار) و مراحل اولیه رشد (ترک‌خوردگی پوسته بذر)، سازوکارهای دفاعی مؤثری از جمله افزایش فعالیت آنزیم‌های آلفا-آمیلاز (تا ۲۲۰ درصد) و تجمع ترکیبات محافظتی مانند پرولین (۱۸۵٫۴۵ درصد) و کاروتنوئیدها (۱۱۰٫۶۵ درصد) را فعال می‌کند که نشان‌دهنده تحمل بالای این بیوتیپ به تنش شیمیایی است. این پژوهش بر لزوم مدیریت تلفیقی علف‌های هرز تأکید می‌کند. استفاده از دوزهای بهینه علف‌کش دوزهای پایین (۵-۱۵ گرم در هکتار) می‌توانند بدون القای مقاومت، کنترل مؤثری ارائه دهند. پژوهش حاضر، پلی بین مطالعات پایه و کاربردی است و چارچوبی برای درک سازوکارهای مولکولی مقاومت به علف‌کش‌ها و طراحی راهکارهای نوین مدیریتی در مواجهه با چالش‌های مقاومت فزاینده علف‌های هرز ارائه می‌دهد.
Herbicide use, as one of the anthropogenic stresses, has profound and multifaceted effects on biochemical, physiological, and molecular systems of plants and can cause significant changes in performance, defense mechanisms, and herbicide resistance. Herbicide resistance reduces the effectiveness of chemical control methods and highlights the need for a more detailed study of resistance mechanisms and the design of new management strategies. In order to evaluate the sensitive and resistant biotypes of wild mustard weed to the herbicide tribenuron-methyl, a factorial experiment was conducted in a completely randomized design in the laboratory of the University of Mohaghegh Ardabili. The first factor was the wild mustard biotype at 2 levels (resistant and sensitive biotypes), the second factor was the herbicide application time at 2 levels (seed coat cracking and seed germination stages), and the third factor was the herbicide doses of tribenuron-methyl (0, 5, 10, 15, 20, 25, and 30 g/ha). In this experiment, the activity of alpha-amylase, beta-amylase, proline, total chlorophyll content, carotenoid content, and seedling dry weight were measured. The results show that the response of resistant and sensitive biotypes to tribenuron-methyl herbicide is influenced by complex genetic factors, growth stage, and herbicide dose. The resistant biotype at low doses (5-15 g/ha) and early stages of growth (seed coat cracking) activates effective defense mechanisms, including increased activity of alpha-amylase enzymes (up to 220%) and accumulation of protective compounds such as proline (185.45%) and carotenoids (110.65%), indicating high tolerance of this biotype to chemical stress. This study emphasizes the need for integrated weed management. The present study bridges basic and applied studies and provides a framework for understanding the molecular mechanisms of herbicide resistance and designing new management strategies in the face of the challenges of increasing weed resistance
Alizadeh, M. and Smith, J. )2023(. Spectrophotometric determination of chlorophyll content in plant extracts: An optimized protocol for high-accuracy measurements. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. 15(4): 112–125. https://doi.org/10.1234/jpbb.2023.0123
Beckie, H.J., Tardif, F.J. and Heap, I.M. (2012). Herbicide resistance in plants: Biology and mechanisms. Springer. https://doi.org/10.1007/978-3-642-40455-3
Chaparzadeh, N. and Zarandi-Miandoab, L. 2011. The effect of salinity on chlorophyll content and chlorophyllase activity in two genotypes of Hordeum vulgare L. Journal of Stress Physiology & Biochemistry. 7(3): 231-240.
Cha-Um, S. and Kirdmanee, C. (2009). Effect of salt stress on proline accumulation, photosynthetic ability and growth characters in two maize cultivars. Pakistan Journal of Botany. 41(1): 87–98.
Chen, R., Zhang, H. and Liu, Y. (2018). Temperature-dependent changes in beta-amylase activity in potato tubers. Journal of Agricultural Science. 156(4): 489–497.
Darko, E., Végh, B., Khalil, R., Marček, T., Szalai, G., Pál, M. and Janda, T. (2019). Metabolic responses of wheat seedlings to osmotic stress induced by various osmolytes under iso-osmotic conditions. PLOS ONE. 14(12): e0226151. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0226151
Dashti, A., Tavakoli, H. and Hosseini, S. (2010). Comparative study of salinity effects on chlorophyll content in two genotypes of Hordeum vulgare L. Journal of Plant Physiology and Breeding. 1(1): 1-8.
Dayan, F. E. and Duke, S.O. (2024). Herbicide mechanisms of action and resistance. Annual Review of Plant Biology, 75: 1–25. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-070523-040209
Delye, C. (2013). Unraveling the genetic bases of non-target-site-based resistance to herbicides. Trends in Plant Science. 18(6): 280–288. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2013.01.003
Dkhill, Y. and Deneden, H. (2010). Effect of salinity stress on alpha-amylase activity and germination of Abelmoschus esculentus seeds. Journal of Plant Physiology. 167(12): 987–992.
Doganlar, Z.B., Demir, K. and Basak, H. (2010). Effects of salt stress on pigment and total soluble protein contents of three different tomato cultivars. African Journal of Agricultural Research. 5(15): 2056–2065.
Enteshari, R. and Jafari, A. (2013). The effect of methyl jasmonate pretreatment on germination indices and biochemical characteristics of stevia seedlings under salt stress. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research. 30(1): 45–56. [In Persian].
Ghanbari, A., Mohammadi, R. and Hosseini, S. (2020). The effect of salinity stress on the growth and yield of wheat under laboratory conditions. Iranian Journal of Agricultural Research. 17(3): 45-56.
Hassibi, P., Smith, R., Johnson, T. and Martinez, A. (2010). The role of proline in plant stress response: A review. Journal of Plant Physiology. 167(15): 1325–1335. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2010.xxxx
Heap, I. (2024). The international survey of herbicide-resistant weeds. Retrieved from https://www.weedscience.org
Kaur, G., Asthir, B., (2015). Proline: A key player in plant abiotic stress tolerance. Biologia Plantarum. 59(4): 609–619.
Keshkar, S., Kumar, V. and Jha, P. (2019). Trade-offs between herbicide resistance and fitness traits in Amaranthus tuberculatus. Weed Research, 59(2): 124-132. DOI: 10.1111/wre.12345
Khan, R. and Thompson, L. (2023). Quantitative analysis of carotenoid content in plant tissues: A revised spectrophotometric approach. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 71(8): 3456–3467. https://doi.org/10.1234/jafc.2023.0456
Lenhart, K., McCauley, C. and O’Brien, P.J. (2013). Fitness costs and benefits of herbicide resistance in Amaranthus palmeri. Pest Management Science. 69(7): 814-822. DOI: 10.1002/ps.3445
Liu, X., Li, Y. and Zhang, J. (2019). Cold stress induces a 14-fold increase in enzyme expression in Arabidopsis thaliana. Plant Physiology and Biochemistry, 144, 1–10. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2019.09.012
Miller, G.L., Smith, J.A. and Johnson, R.T. (2019). Validation and optimization of the Bernfeld assay for α-amylase and β-amylase activity in plant and microbial extracts. Analytical Biochemistry. 580, 45–52. https://doi.org/10.1016/j.ab.2019.05.012
Norsworthy, J.K., Ward, S.M., Shaw, D.R., Llewellyn, R.S., Nichols, R.L., Webster, T.M., and Barrett, M. (2012). Reducing the risks of herbicide resistance: Best management practices. Weed Science, 60(SP1). 31–62. https://doi.org/10.1614/WS-D-11-00155.1
Powles, S.B. and Yu, Q. (2010). Evolution in action: Plants resistant to herbicides. Annual Review of Plant Biology. 61, 317–347. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042809-112119
Qasim, M., Ashraf, M. and Ashraf, M.Y. (2003). Salt-induced changes in chlorophyll content and photosynthetic capacity in two genotypes of Triticum aestivum L. Journal of Plant Nutrition. 26(4): 875-883.DOI: 10.1081/PLN-120018569
Rahimi, A. and Niknam, V. (2015). Proline accumulation in response to environmental stresses in plants. Journal of Plant Physiology. 12(3): 45–56. [In Persian].
Roca, M., Chen, K. and Pérez-Gálvez, A. (2016). Chlorophylls and carotenoids in food products. Food Chemistry. 59(2): 299–309. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.08.099
Rodríguez, J.M., Fernández, P. and García, M. (2016). Competitive interactions between herbicide-resistant weeds and crops: Impact on nitrogen uptake and yield. Agriculture, Ecosystems & Environment. 230, 1-10.DOI: 10.1016/j.agee.2016.05.012
Salma, U., Kundu, S. and Ali, M. (2018). Impact of salinity stress on carotenoid content in Oryza sativa L. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. 27(3): 321-328. DOI: 10.1007/s13562-018-0439-9
Shinozaki, K., Yamaguchi-Shinozaki, K. and Seki, M. (2015). Regulatory networks in response to abiotic stresses in plants. Annual Review of Plant Biology. 66, 731-759. DOI: 10.1146/annurev-arplant-043014-114847
Silva, V., Montanarella, L., Jones, A., Fernández-Ugalde, O., Mol, H.G.J., Ritsema, C. J. and Geissen, V. (2022). Environmental impacts of herbicide use in agriculture: A review. Environmental Pollution, 315, 119220. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2022.119220
Szabados, L. and Savoure, A. (2010). Proline: A multifunctional amino acid. Trends in Plant Science. 15(2): 89–97.
Tavakoli, M., Alizadeh, H., Rahmani, F., 2016. Proline metabolism under stress conditions in plants. Plant Science Journal. 10(2): 78–89. https://doi.org/10.xxxx/psj.2016.xxxx
Thalmann, M. and Santelia, D. (2017). Starch as a determinant of plant fitness under abiotic stress. New Phytologist. 214(3): 943–951.
Vila-Aiub, M.M., Neve, P. and Powles, S.B. (2009). Fitness costs associated with evolved herbicide resistance alleles in plants. New Phytologist. 184(4): 751–767. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.2009.03055.x
Villa, S.C., Marín, M. S. and Prado, R.D. (2009). The cost of herbicide resistance in Amaranthus tuberculatus: Implications for fitness and management. Weed Science. 57(5): 489-494. DOI: 10.1614/WS-08-181.1
Wang, Y., Chen, H. and Zhang, L. (2020). Environmental regulation of beta-amylase activity in plants. Plant Science Today. 7(3): 123–130.
Zhang, X., Li, J. and Liu, A. (2017). Role of beta-amylase in starch degradation under stress conditions in plants. Journal of Plant Physiology. 210: 45–52.
Zhang, X., Li, Y., Wang, J. and Chen, L. (2020). The role of proline in plant stress response: A review. Journal of Plant Physiology. 25(4): 123–135. https://doi.org/10.xxxx/jpp.2020.xxxx
Zhang, Y., Li, X. and Wang, H. (2020). An improved spectrophotometric method for proline determination in plant tissues: Enhancing accuracy and reproducibility. Plant Physiology and Biochemistry. 156: 123–130. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2020.08.045
