مطالعه ی ساختار جمعیتی قارچ Gnomonia leptostyla عامل بیماری آنتراکنوز گردو در استان آذربایجان شرقی به روش PCR-RFLP

محورهای موضوعی :

سیامک صلاحی ¹ (کارشناس ارشد بیماری شناسی گیاهی، گروه گیاه پزشکی دانشگاه آزاد اسلامی واحد میانه)
محمد جوان نیکخواه ² (عضو هیأت علمی گروه گیاه پزشکی دانشکده باغبانی و گیاهپزشکی پردیس کشاورزی کرج، دانشگاه تهران)
سلیمان جمشیدی ³ (دانشجوی دکتری بیماری شناسی گیاهی، عضو هیأت علمی دانشگاه آزاد اسلامی واحد میانه)

تاریخ دریافت : 1385/10/14 تاریخ پذیرش : 1386/02/26 تاریخ انتشار : 1386/01/01

کلید واژه: تنوع ژنتیکی, بیماری, قارچ, آنتراکنوز گردو, ساختار جمعیتی,

چکیده مقاله :

بیماری آنتراکنوز گردو یکی از مهمترین عوامل مهم خسارت زا به درختان گردو در نواحی مختلف دنیا و شایع‌ترین بیماری درختان گردو در مناطق مختلف گردوکاری ایران از جمله استان‌های شمالی، کرمانشاه، آذربایجان، خراسان، سمنان و کرج می‌باشد.در این تحقیق طی سال‌های 84 و 85 نمونه‌های برگی آلوده از مناطق مختلف استان آذربایجان شرقی جمع آوری گردید. 60 جدایه تک اسپور شده از قارچ عامل بیماری جهت مطالعه ساختار جمعیتی قارچ عامل بیماری بر اساس انگشت نگاری DNA به کمک تکنیک PCR-RFLP مورد مطالعه قرار گرفت. استخراج DNA قارچ با استفاده از روش Rapid Mini-Preparation از پودر میسلیومی قارچ انجام شد. برای انجام PCR از دو جفت آغازگر طراحی شده بر اساس توالی نوکلئوتیدی زیر واحد 18s-SrDNA و ناحیه ITS ریبوزومی استفاده گردید. قطعات تکثیر شده تحت تأثیر آنزیم های برشی قرار گرفتند. از بین آنزیم های اندونوکلئازی مورد استفاده، سه آنزیمDra I، Sma I و Bsu IIدر ناحیه SrDNAو آنزیم‌های Hinf I، Hind III در ناحیه ITS موفق به برش قطعات گردیدند. نتایج نشان داد که از میان قطعات برش داده شده توسط آنزیم های برشی، الگوی پدید آمده روی ژل آگارز برای کلیه جدایه های مورد استفاده یکسان بوده و در حقیقت به نوعی همولوژی در ساختار جمعیتی این قارچ می‌توان تصور نمود.

چکیده انگلیسی:

    Gnomonia leptostyla (Fr.) Ces. et de Not., the teleomorph of Marssonina juglandis (Lib.) Magn., is the causal agent of the walnut anthracnose, a wide spread disease in almost all the walnut growing areas and causes severe damages particularly in the north of iran such as Kermanshah, Azarbayejan, Khorasan and Karaj regions. Sampling was conducted from several areas of Azarbayejan-e-Sharqi province during 2005-2006. 60 Fungus isolates were isolated from samples and cultured as streaked single spore on OMA. Molecular techniques based on PCR-RFLP applied to investigate the genetic variability of G. leptostyla.Total DNA was isolated from mycelial powder by rapid mini-preparation method. A region of 60 isolates coding for the small-subunit ribosomal RNA (SrDNA-18s) and the internal transcribed spacer (ITS) were amplified and analyzed by restriction enzyme digestion. The results of PCR-RFLP showed no polymorphism either in length or in pattern among all the isolates tested.

منابع و مأخذ:

1. بهداد، ا. 1369. بیماری های درختان میوه ایران، چاپ دوم. انتشارات نشاط اصفهان، 293 ص.       

2. صارمی، ح. و ر. رزاز هاشمی. 1379. پراکنش و اپیدمی لکه سیاه گردو در غرب کشور. چهاردهمین کنگره گیاه پزشکی ایران. دانشگاه صنعتی اصفهان. صفحه332.      

3. جوان نیکخواه، م. 1380. تحقیق روی تنوع ژنتیکی جمعیت قارچ Magnaporthe grisea (Hebert) عامل بیماری بلاست برنج، با استفاده از خصوصیات مولکولی، بیماریزایی و سازگار رویشی در استان گیلان. رساله دکتری در رشته بیماری شناسی گیاهی. دانشگاه تهران، کرج، ایران. 170 ص.

4. شهریاری، ف. و ع. امام جمعه. 1381. واکنش زنجیره ای پلیمراز PCR ، مقدمه‌ای بر تکنیکهای مولکولی (ترجمه). دانشگاه امام رضا (ع). 228 ص.

5. شیخ الاسلامی، م. 1384. بررسی برخی خصوصیات بیولوژی و تنوع ژنتیکیErysiphe betae عامل بیماری سفیدک پودری چغندرقند. رساله دکتری بیماری شناسی. گروه گیاهپزشکی. دانشکده کشاورزی.  دانشگاه تهران. 134 ص.  

1. Aanen, D.K., T.W. Kuiper and R.F. Hoekstra. 2001. A widely distributed DNA polymorphism within a biological species of the ectomycorrhizal fungus  Hebeloma velutipes. Mycol. Res. 105 (3): 284-290.


2. Belisario, A., M. Hubbes. 1992. Genetic Variability in Gnomonia leptostyla.  ISHS Acta Horticulturae. 385-387.    


3. Black, W.M., and D. Neely. 1974. Effect of select environmental. American PhytopathologicalSociety, 3: 284. USA.      


4. Bruns, T.D., T.J. White, and J.W. Taylor. 1992. Evolutionary relationship within the fungi: analyses of small subunit rRNA sequences. Mol. Phylogen. Evol. 1: 231-243.     


5. Buchko, J., and G.R. Klassen. 1990. Detection of length heterogeneity in the ribosomal DNA of Pythium ultimumby PCR amplification of the intergenic region. Curr. Genet. 18: 203-205.       


6. Gardes, M. and T.D. Bruns. 1993. ITS primers with enhanced specificityfor Basidiomycetes application to the identification of mycorrhizae and rusts. Mol. Ecol. 2: 113-118.


7. Gargas, A., P.T. Depriest. 1996. A nomenclature for fungal PCR primers with example from intron-containing SSU rDNA. Mycologia 88: 745-748.


8. Harrington, T.C., J. Steimel, F. Workneh and X.B. Yang. 2000. Molecular identification of fungi associated with vascular discoloration of soybean in the north central United States. Plant dis. 84: 83-89.


9. Liu, D., S. Coloe, R. Baird, and J. Pedersen. 2000. Rapid Mini-preparation of Fungal DNA for PCR. Journal of Clinical Microbiology 38: 471.     


10. White, T.J., T. Bruns,  and J. Taylor. 1990. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In PCR protocols, A guide to methods and amplification. Academic press San Diego, 315-322.            


11. Weising, K., H. Nybom, K. Wolff and W. Meyer. 1995. DNA fingerprinting   in plant and fungi. CRC Press. PP. 322.