نالیز اجزای اسانس مريم گلي (Salvia nemorosa L.) مناطق اهر و ارومیه در مراحل رشد رویشی و گل‌دهی به روش GC/MS

الموضوعات :

الهام قافیه‌سنج ¹ , کمال الدین دیلمقانی ² , نادر چاپارزاده ³ , سارا سعادتمند ⁴

1 - گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات تهران، تهران، ایران
2 - گروه زیست شناسی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد مرند، مرند، ایران
3 - گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران
4 - گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات تهران، تهران، ایران

تاريخ الإرسال : 28 الأربعاء , ربيع الأول, 1443 تاريخ التأكيد : 17 الجمعة , رجب, 1443 تاريخ الإصدار : 10 الأربعاء , رمضان, 1445

الکلمات المفتاحية: سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار , کریوفیلن اکساید , روغن‌های فرار, مریم گلی جنگلی, GC/MS ,

ملخص المقالة :

هدف از تحقیق حاضر بررسی اجزای اسانس گیاهان مريم گلي جنگلي (Salvia nemorosa L.) دو منطقه اهر و ارومیه در دو مرحله فنولوژیکی، رویشی و گل‌دهی، بود. بخش‌های هوایی گیاهان در این دو مرحله جمع‌آوری و خشکانده شده و اسانس‌گیری به روش تقطیر با آب توسط کلونجر انجام شد. اسانس‌ها با استفاده از دستگاه‌های GC و GC/MS  و با محاسبه شاخص بازداری کواتس تجزیه و شناسایی شدند. نتایج نشان دادند که درصد اسانس سرشاخه‌های گل‌دار در هر دو منطقه اهر و ارومیه در مقایسه با برگ‌های مرحله رویشی بالاتر بود. بیش‌ترین درصد و اجزای اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه اهر و کم‌ترین میزان درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه ارومیه مشاهده شد. کریوفیلن اکساید در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی گیاهان هر دو منطقه ترکیب اصلی بود. درصد کریوفیلن اکساید در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان ارومیه (41/26 درصد) نسبت به اسانس برگ مرحله رویشی (19/18 درصد) بیش‌تر و برعکس، درصد این ماده در برگ مرحله رویشی گیاهان اهر (37/28 درصد) در مقایسه با سرشاخه‌های گل‌دار این گیاهان (79/12درصد) بالاتر بود. علاوه بر کریوفیلن اکساید، ترکیباتی مانند اسپاتولنول، ترانس- ‌بتا-کریوفیلن، پاراسیمن، 1-اکتن3-ال و ترپینن-4-ال با درصدهای متفاوت در اسانس سرشاخه گل‌دار در گیاهان هر دو منطقه و ترانس–بتا کریوفیلن، بتا-ایونن و کامفور در اسانس برگ مرحله رویشی گیاهان اهر وجود داشتند. سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس سرشاخه گل‌دار و برگ مرحله رویشی در گیاهان هر دو منطقه در مقایسه با سایر گروه‌های شیمیایی اسانس بالاترین مقدار را نشان دادند. مقدار سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان جمع‌آوری شده از منطقه ارومیه (31/46%) و اسانس برگ مرحله رویشی گیاهان اهر (3/34%) بود.

المصادر:

Adams, R.P. (2017). Identification of essential oil components by gas chromatography/mass spectrometry. Allured Publishing Corporation. Carol Stream, IL.
Akula, R. and Gokare Aswathanarayana, R. (2015). Influence of abiotic stress signals on secondary metabolites in plants. Plant Signaling and Behavior. 6: (11): 1720-1731.
Bahadori, M.B., Asghari, B., Dinparast, L., Zengin, G., Sarikurkcu, C., Abbas- Mohammadi, M. and Bahadori, S. (2017). Salvia nemorosa L. A novel source of bioactive agents with functional connections. Food Science and Technology. 75: 42-50.
Božin, B., Lakic, N., Srdenovic Conic, B., Kladar, N. and Mimica-Dukic, N. (2012). Antioxidant and antimicrobial properties of a new chemotype of woodland sage (Salvia nemorosa L. subsp. nemorosa, Lamiacea) essential oil. Biologia Serbica. 34 (1-2): 51-60.
Capek, P. and Hribalova, V. (2004). Water-soluble polysaccharides from Salvia officinalis L. possessing immunomodulatory activity. Phytochemistry. 65(13): 1983–1992.
Cárdenas-Ortega, N.C., González-Chávez, MM., Figueroa-Brito, R., Flores-Macías, A., Romo-Asunción, D., Elizabeth Martínez-González, D., Pérez-Moreno, V. and Ramos-López, MA. (2015). Composition of the essential oil of Salvia ballotiflora (Lamiaceae) and its insecticidal activity. Journal Molecules. 20: 8048-8059.
Chalchat, J.C., Ptrovic. S.D., Maksimovic, Z.A. and Gorunovic, M.S. (2004). Composition of essential oils of some wild salvia species growing in Serbia. Journal of Essential Oil Research. 16(5): 476-478.
Coisin, M., Burzo, I., Stefan, M., Rosenhech, E. and Zamfirache, M.M. (2012). Chemical composition and antibacterial activity of essential oils of three Salvia species, widespread in Eastern Romania. Biologie Vegetala. 58(1): 51-58.
Cuvelier, M-E., Richard, H. and Berset, C. (1996). Antioxidative activity and phenolic composition of pilot-plant and commercial extracts of sage and rosemary. Journal of the American Oil Chemists' Society. 73(5): 645-652.
Farajzadeh, F., Asadi-Gharneh, H.A. and Sabaghnia, N. (2019). Assessment of Qualitative and Quantitative Composition of Essential Oil of Three Salvia Species. Research on Crop Physiology. 14(1): 1-8.
Ghafiyehsanj, E., Dilmaghani, K.A., Chaparzadeh, N. and Saadatmand, S. (2020). Study on essential oil compositions of sage (Salvia nemorosa L.) at different growth stages collected from the North West of Iran. Periodico Tche Quimica. 7 (35): 934-947.
Hooshidari, F., Sephidkon, F., Naderi, M., and Tooghi, G.A. (2015). Extraction and determination of essence components of Satureja avromanica Maroofi plant species from Kordestan. Journal of Plant Environmental Physiology. 37: 53-61.
Jamzadeh, Z. (2012). Flora of Iran, Lamiacea Family. No.76. ed. Asadi, M., Mozaffarian, V-A., Masoumi, A.A. and Babakhanlou, P. Research Institute of Forests and Rangelands.
Kashefi, B. and Hassani Shariyatpanahi, S.F. (2019). Growth compatibility and medicinal potential of four Salvia species in Semnan climatic conditions. Journal of Chemical Health Risks. 9(4): 283-292.
Kiani-Dehkian, H., Barzin, G. and Mazooji, A. (2016). Chemical composition and antioxidant activity of essential oil from Salvia hypoleuca at different growth stages. Nusantara Bioscience. 8 (2): 145-149.
Mccleskey, R.B., Nordstrom, D.K., Ryan, J.N. and Ball, J.W. (2012). A new method of calculating electrical conductivity with applications to natural waters. Geochimica et Cosmochimica Acta. 77: 369-382.
Naghibi, F., Mosaddegh, M., Mohammadi Motamed, M. and Ghorbani, A. (2005). Labiatae family in folk medicine in Iran: From ethnobotany to pharmacology. Iranian Journal of Pharmaceutical Research. 2(2): 63-79.
Ncube, B., Finnie, JF. and Van Staden, J. (2012). Quality from the field: The impact of environmental factors as quality determinants in medicinal plants. South African Journal of Botany. 82: 11-20.
Nowak, M., Kleinwaechter, M., Manderscheid, R., Weigel, H.-J. and Selmar, D. (2010). Drought stress increases the accumulation of monoterpenes in sage (Salvia officinalis), an effect that is compensated by elevated carbon dioxide concentration. Journal of Applied Botany and Food Quality. 83(2): 133-136.
Odjegba, V. J. and Alokolaro, A.A. (2013). Simulated drought and salinity modulates the production of phytochemicals in Acalypha wilkesiana. Journal of Plant Studies. 2 (2): 105-112.
Paknejad, M., Foroohi, F. and Yousefzadi, M. (2012). Antimicrobial activities of the essential oils of five Salvia species from Tehran province, Iran. Journal of Paramedical Sciences. 3(2): 12-18.
Rashid, R. Mukhtar, F. and Mohammad Niaz, M. (2009). Biological screening of Salvia cabulica. Pakistan Journal of Botany. 41(3): 1453-1469.
Sonboli, A., Babakhani, B. and Mehrabian, A.R. (2006). Antimicrobial activities of six constituents of essential oil from Salvia. Zeitschrift fur Naturforschung C. 61(3-4): 160-164.
Taarit, M. B., Msaada, K., Hosni, K. and Marzouk, B. (2014). GC analyses of Salvia seeds as valuable essential oil source. Advances in Chemistry. 2014(1): 1-6.
Verma, R.S., Padalia, R.C. and Chauhan, A. (2015). Harvesting season and plant part dependent variations in the essential oil composition of Salvia officinalis L. grown in northern India. Journal of Herbal Medicine. 5: 165-171.
Walker, J.B. and Sytsma, K.J. (2007). Staminal evolution in the genus salvia (Lamiaceae): molecular phylogenetic evidence for multiple origins of the staminal lever. Annals of Botany. 100(2): 375-391.
Yadav, A., Joshi, A., Kothari, SL., Kachhwaha, S., and Purohit, S. (2017). Medicinal, nutritional and industrial applications of salvia species. International Journal of Pharmaceutical Sciences. 43(2):27-37.
Yang, L., Wen, K-S., Ruan, X., Zhao, Y-X., Wei, F. and Wang, Q. (2018). Response of plant metabolites to environmental factors. Molecules. 23(4): 762-773.
Zhang, K.Q., Bao, Y., Wu, P., Rosen, R.T. and Ho, C. T. (1990). Antioxidative components of tanshen (Salvia miltiorrhiza Bung). Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38(5): 1194– 1197.

نص كامل:



آنالیز اجزای اسانس مريم گلي (Salvia nemorosa L.) مناطق اهر و ارومیه در مراحل رشد رویشی و گل‌دهی به روش GC/MS

چکیده

هدف از تحقیق حاضر بررسی اجزای اسانس گیاهان مريم گلي جنگلي (Salvia nemorosa L.) دو منطقه اهر و ارومیه در دو مرحله فنولوژیکی، رویشی و گل‌دهی، بود. بخش‌های هوایی گیاهان در این دو مرحله جمع‌آوری و خشکانده شده و اسانس‌گیری به روش تقطیر با آب توسط کلونجر انجام شد. اسانس‌ها با استفاده از دستگاه‌های GC و GC/MS  و با محاسبه شاخص بازداری کواتس تجزیه و شناسایی شدند. نتایج نشان دادند که درصد اسانس سرشاخه‌های گل‌دار در هر دو منطقه اهر و ارومیه در مقایسه با برگ‌های مرحله رویشی بالاتر بود. بیش‌ترین درصد و اجزای اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه اهر و کم‌ترین میزان درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه ارومیه مشاهده شد. کریوفیلن اکساید در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار و در برگ مرحله رویشی گیاهان هر دو منطقه ترکیب اصلی بود. درصد کریوفیلن اکساید در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان ارومیه (41/26 درصد) نسبت به اسانس برگ مرحله رویشی (19/18 درصد) بیش‌تر و برعکس، درصد این ماده در برگ مرحله رویشی گیاهان اهر (37/28 درصد) در مقایسه با سرشاخه‌های گل‌دار این گیاهان (79/12درصد) بالاتر بود. علاوه بر کریوفیلن اکساید، ترکیباتی مانند اسپاتولنول، ترانس- ‌بتا-کریوفیلن، پاراسیمن، 1-اکتن3-ال و ترپینن-4-ال با درصدهای متفاوت در اسانس سرشاخه گل‌دار در گیاهان هر دو منطقه و ترانس–بتا کریوفیلن، بتا-ایونن و کامفور در اسانس برگ مرحله رویشی گیاهان اهر وجود داشتند. سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس سرشاخه گل‌دار و برگ مرحله رویشی در گیاهان هر دو منطقه در مقایسه با سایر گروه‌های شیمیایی اسانس بالاترین مقدار را نشان دادند. مقدار سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان جمع‌آوری شده از منطقه ارومیه (31/46%) و اسانس برگ مرحله رویشی گیاهان اهر (3/34%) بود.

کلید واژه‌ها: مریم گلی جنگلی، روغن‌های فرار،GC/MS ، سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار، کریوفیلن اکساید

 

Analysis of sage essential oil components in Ahar and Urmia regions in vegetative growth and flowering stages by GC / MS method 

Abstract

Present experiment was conducted on essential oil constituents of (save) Salvia nemorosa L. plants at two different growth stages viz.- vegetative and flowering- at two regions of Ahar and Urmia. Aerial parts of Salvia were dried to extract of essential oils by hydro–distillation method. The essential oils constituents analyzed and identified based on GC/MS and GC analysis and calculating index Kovats retention. The percentage of essential oils in sages flowers in each two regions had the highest amount in compared with vegetative stages leaves. The highest percentage and number of essential oils compounds were seen in flowers and in vegetative stages leaves of Ahar region and the lowest of essential oils percentage was seen in flowers and vegetative stags leaves of Urmia region. Caryophyllen oxide was the main composition in the essential oils of flowers and vegetative stage leaves in plants of both regions. The percentage of caryophyllen oxide in essential oils of sage flowers of Urmia region (26.41) was higher compared with essential oil of vegetative stage leaves (18.19) and by contrast the percentage of caryophyllen oxide was higher in vegetative stage leaves of Ahar region (28.37) in compare to flowers of this plants (12.79). In addition to caryophyllen oxide, there were compositions such as spathulenol, trans–beta-caryophyllen, para–cymene, 1–octen–3-ol and terpinen-4-ol with different percentages in the essential oil of sage flower of plants of both regions and there were trans-beta-caryophyllen, beta-ionone and camphor in the essential oil of vegetative stage leaves of plants of Ahar region. Oxygenated sesquiterpenes had the highest amount in sage flowers and vegetative stage leaves in both regions compared to other chemical groups of essential oils. Amount oxygenated sesquiterpenes in essential oil of flowers which was collected plants from Urmia region and essential oil of vegetative stage leaves of plants of Ahar region was 46/31% and 34/3%, respectivelys.

 

Keyword: Salvia nemorosa, essential oils, GC/MS, oxygenated sesquiterpenes, caryophyllen oxide

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

مقدمه

مريم گلي جنگلي  با نام علمی Salvia nemorosa L.  از تيره Lamiaceae می‌باشد (Walker and Sytsma, 2007). از سرده سالویا در ایران بیش از 58 گونه شناسایی شده است که 17 گونه آن بومی ایران می‌باشند (Jamzadeh, 2012). گیاهان دارویی در پزشکی سنتی از زمان‌های بسیار گذشته به کار برده شده‌اند. گیاهان هزاران ترکیب شیمیایی را برای اعمالی مانند دفاع در برابر حشرات، قارچ‌ها و جانوران گیاه‌خوار می‌سازند. متابولیت‌های ثانویه اثرات بیولوژیکی گوناگونی دارند. در پزشکی مدرن، متابولیت‌های ثانویه ترکیبات پیشگام برای تولید داروهایی برای درمان بیماری‌های گوناگون فراهم کردند. آن‌ها مطابق ساختار شیمیایی‌شان به گروه‌های مختلف دسته‌بندی می‌شوند. گروه‌های اصلی مواد شیمیایی گیاهی شامل آلکالوئیدها، گلیکوزیدها، ترکیبات فنلی و ترپن‌ها می‌باشند. گونه‌های گیاهان مریم گلی دارای متابولیت‌های ثانویه مختلف، شامل روغن‌های فرار (اسانس‌ها)، اسیدهای فنلی، فلاوونوئیدها، دی‌ترپنوئیدها و سزکویی‌ترپن‌ها، هستند. مطالعات پیشین نشان داده‌اند که این متابولیت‌ها فعالیت‌های زیستی زیادی، مانند فعالیت‌های ضدسرطانی، ضدباکتریایی، آنتی‌اکسیدانی، ضدعفونی کننده، ضد تشنج، ضد قابض، ضد دیابت و ضد رعشه را نشان می‌دهند (Rashid et al., 2009). همچنین، این گیاهان به خاطر اثرات آللوپاتیک‌ مورد توجه واقع بوده و یکی از گیاهان طبیعی استفاده شده در بین گیاهان دارویی ایران می‌باشند(Nagibi et al., 2005) . مطالعات نشان داده‌اند که مریم گلی یکی از منابع بعضی آنتی اکسیدان‌ها است. برگ‌های این گیاهان به عنوان یک منبع ترکیبات فنلی سودمند و آنتی‌اکسیدان‌های موثر طبیعی شناسایی شده‌اند. معلوم شده است که ویژگی‌های آنتی اکسیدانی آن‌ها در ارتباط با وجود اسید رزماریک و اسید کارنوزئیک می­باشد (Yadav et al., 2017). همچنين، مطالعه دیگری روي گياهان مريم‌گلي جنگلي ( Salvia nemorosa L.)  جمع‌آوری شده از ارومیه و صربستان نشان داد که مواد شيميايي تشكيل دهنده‌ در روغن‌هاي فرار برگ‌ها و گل‌هاي اين گياه، هيدروكربن‌هاي سزكوئي‌ترپني، سزكوئي‌ترپن‌هاي اكسيژن‌دار و هيدروكربن‌هاي مونوترپني در بالاترين مقدار و مونوترپن‌هاي اكسيژن‌دار، تركيبات آليفاتيك، هيدروكربن‌هاي مونوترپني، سابينن و ليمونن در مقادیر پايين‌تر بودند Bozin et al., 2012)  وBahadori et al., 2017.(. مریم گلی دارای تعداد زیادی از ترکیبات با فعالیت‌های زیستی گوناگون می‌باشد و نیز محتوی مقادیر نسبتاً بالایی از پلی‌ساکاریدها است که نشان دهنده فعالیت‌های ضد سرفه و ایمنی آن می‌باشدCapek and Hribalova, 2004) ).

مشاهده شده است که مریم گلی ویژگی‌های بی‌نظیری در بازداری پراکسیداسیون لیپید دارد و این فعالیت اساسا به حضور ترکیبات فنلی، مانند اسید کارنوزئیک، کارنوزول و اسید رزماریک نسبت داده می‌شود (Zhng et al., 1990 و Cuvelier et al., 1996).

همچنين Salvia nemorosa فعاليت‌هاي قابل ملاحظه‌ای از نظر ضد باكتريايي، آنتي‌اكسيداني و مهار آنزيمي دارد .(Bahadori et al., 2017) این مطالعه برای بررسی اجزای اسانس گیاهان مريم گلي جنگلي (Salvia nemorosa L.) دو منطقه اهر و ارومیه در دو مرحله فنولوژیکی، رویشی و گل‌دهی، به منظور تاثیر تعیین شرایط اقلیمی و روی درصد اجزای اسانس در دو اندام برگ و سرشاخه گل‌دار انجام شد.

مواد و روش‌ها

گياهان مريم‌گلي (L. Salvia nemorosa) در دو مرحله رويشي و گل‌دهی گياه، از دو منطقه در شمال غرب کشور، شامل 75 کيلومتري تبريز به اهر (آذربایجان شرقی) و روستاي قاسملو در ارومیه (آذربايجان غربي) برداشت شدند (جدول1). شناسایی تاکسونومیک گیاه توسط خانم فخر رنجبر در هرباریوم باغ گیاه‌شناسی تبریز انجام گرفت. زمان برداشت مرحله رويشي 15ام ارديبهشت لغايت 20ام اردیبهشت ماه سال 96 و زمان برداشت مرحله گل‌دهی (گل‌دهي کامل) 25ام خرداد لغايت 30ام خرداد ماه همان سال بود. 

جدول 1- مشخصات جغرافیایی و اقلیمی مناطق جمع‌آوری گیاهان S. nemorosa در سال 96

مناطق جمع‌آوري گیاهان S. nemorosa	مشخصات جغرافیایی			مشخصات اقلیمی
	طول جغرافيايي	عرض جغرافيايي	ارتفاع از سطح دريا (m)	ميانگين دماي ساليانه (درجه سانتي‌گراد)	مجموع بارش ساليانه (ميلي‌متر)	رطوبت نسبي (درصد)
اهر (آذربایجان شرقی)	E '04ْ/47	N 26ْ/38	1391	99/13	99/260	53/51
روستای قاسملوی اروميه (آذربایجان غربی)	E '05ْ/45	N  ْ65/37	1328	4/12	2/361	91/52

اسیدیته (pH) و هدایت الکتریکی (EC) خاک محل رویش اندازه‌گیری شد (جدول 2) (Mccleskey et al., 2012).

 

جدول 2- اسیدیته (pH) و هدایت الکتریکی (EC) خاک مناطق اهر و ارومیه

محل جمع‌آوري	اسيديته خاك	هدايت الكتريكي خاك (EC)	نوع خاك
اهر  (آذربايجان شرقي)	34/8	ms/cm 51/7	خاك شور- قليایی
روستاي قاسملوی اروميه	63/7	ms/cm 143/0	خاك غيرشور- قليايي كم

اسانس‌گيري و آناليز اسانس‌ها توسط دستگاه‌هایGC  و GC-MS  

پس از خشک شدن نمونه‌ها، اسانس‌گیری به روش تقطير با آب توسط دستگاه کلونجر به مدت 4 ساعت انجام و اسانس حاصله به وسيله دستگاه‌هايGC-MS  ( نوع HP مدل 6890 مجهز به ستون HP-5) وGC  (نوع SHIMADZU مدل PLUS2010 مجهز به ستون BP-5) آناليز شد. اسانس استخراج شده براي شناسايي اجزاء آن به دستگاه گاز کروماتوگرافي (GC) وکروماتوگرافي متصل به طيف سنج جرمي (GC-MS) (شرايط كار بر اساس استفاده از گاز هليوم به عنوان گاز حامل با سرعت 2 ميلي‌ليتر در دقيقه، پتانسيل يونيزاسيون 70 الكترون ولت، محدوده جرم  u40 تا 300 و برنامه‌ريزي دمايي ستون به صورت تغيير دماي ستون بين 60 تا 280 درجه سانتي‌گراد با سرعت 3 درجه در دقيقه، دماي محفظه تزريق 280 درجه سانتي‌گراد تنظيم شد) تزريق شد.  در هر مورد پس از تزريق مقادير كروماتوگرام حاصل و طيف‌هاى جرمي تركيب‌هاي مختلف موجود در آن بررسي شدند. همچنين، شناسايي طيف‌ها به كمك بانك اطلاعات جرمي، زمان بازداري، شاخص‌های بازداری کواتس، مطالعه طيف‌هاي جرمي هر يك از اجزاي اسانس و مقايسه با طيف‌هاي استاندارد صورت گرفت (ADAMS, 2017). به علاوه، با توجه به سطح زير منحنى هر يك از پيك‌هاى كروماتوگرام GC-MS و مقايسه آن با سطح كل زير منحنى، درصد نسبى هر يك از اجزاي متشكله اسانس تعيين شد. برای رسم نمودارهای ستونی از نرم‌افزار EXCELL 2016 استفاده شد. 

نتایج

مقایسه ترکیبات فرار شناسایی شده در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار و برگ مرحله رویشی نشان داد که در هر دو منطقه درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار در مقایسه با درصد اسانس برگ مرحله رویشی بالاتر بود (شکل 1). در مقایسه اجزای اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان مریم گلی جنگلی جمع‌آوری شده از مناطق اهر و ارومیه مشاهده شد که اسانس سرشاخه‌های گل‌دار در منطقه اهر با 19 ترکیب شناسایی شده درصد ترکیبات فرار (20/80 درصد) بیش‌تری نسبت به اسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان منطقه ارومیه با 14 ترکیب شناسایی شده (56/78 درصد) داشت (جداول 3 و 4).

در میان ترکیبات فرار شناسایی شده در اسانس سرشاخه‌های گیاهان مناطق اهر و ارومیه کریوفیلن اکساید و اسپاتولنول، به ترتیب، ترکیبات اصلی بودند. همچنین، ترکیباتی مانند پاراسیمن، ترپینن 4-ال، ترانس- بتا کریوفیلن، سابینن و آلفا توجون جزء ترکیبات اصلی دیگر اسانس سرشاخه‌های گل‌دار در گیاهان منطقه اهر و 1- اکتن-3– ال، ترانس– بتا-کریوفیلن، ترپینن-4-ال و پاراسیمن جزء ترکیبات اصلی دیگر اسانس سرشاخه‌های گل‌دار در گیاهان منطقه ارومیه بودند (جداول 3 و 4).

 

شکل 1-  مقایسه درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و اندام برگ در مرحل رویشی S. nemorosa جمع‌آوری شده از دو منطقه اهر و ارومیه

 

در ترکیبات فرار اسانس برگ مرحله رویشی گیاه مریم گلی جنگلی جمع‌آوری شده از منطقه اهر 10 ترکیب فرار شناسایی شد که در مجموع 54/55 درصد کل اسانس را شامل می‌شدند، در حالی که در اسانس برگ مرحله رویشی منطقه ارومیه فقط دو ترکیب فرار شناسایی شدند که 62/24 درصد کل اسانس را تشکیل می‌دادند. در میان ترکیبات فرار شناسایی شده در اسانس برگ‌های مرحله رویشی در هر دو منطقه اهر و ارومیه کریوفیلن اکساید بالاترین درصد را نشان داد. بالاترین درصد این ترکیب در اسانس برگ گیاهان مریم گلی منطقه اهر (37/28 درصد) و کم‌ترین آن در اسانس برگ گیاهان مریم گلی منطقه ارومیه (19/18 درصد) مشاهده شد. ترکیبات اصلی اسانس برگ رویشی گیاهان منطقه اهر ترانس- بتا- کریوفیلن و بتا-ایونن بودند (جداول 3 و 4). 

با مقایسه گروه‌های شیمیایی موجود در اسانس سرشاخه گل‌دار و برگ رویشی گیاهان مناطق اهر و ارومیه مشاهده شد که سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار بالاترین درصد گروه‌های شیمیایی موجود در اسانس را دارا بودند (شکل 2). بدین ترتیب که سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار 31/46 درصد اسانس سرشاخه‌های گل‌دار را در گیاهان منطقه ارومیه و 60/25 درصد در گیاهان منطقه اهر تشکیل می‌دادند. همچنین، درصد سزکوئی‌ترپن‌های کسیژن‌دار با 3/34 درصد در اسانس برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه اهر بالاتر از مقدار آن با 19/18 درصد در اسانس برگ مرحله رویشی در گیاهان منطقه ارومیه بود. در منطقه ارومیه بعد از سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار مونوترپن‌های اکسیژن‌دار، مونوترپن‌های هیدروکربنی و سزکوئی‌ترپن‌های هیدروکربنی، به ترتیب، با 81/9، 32/9 و 82/5 درصد در مقادیر پایین‌تر وجود داشتند (جداول 3 و 4). در گیاهان منطقه اهر مقدار سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس برگ رویشی بیشتر از اسانس سرشاخه‌های گل‌دار بود، در حالی که مقادیر مونوترپن‌های هیدروکربنی و مونوترپن‌های اکسیژن‌دار در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار به‌طور چشم‌گیری در مقایسه با مقادیر این ترکیبات در اسانس برگ رویشی بالاتر بود. در اسانس برگ مرحله رویشی در منطقه اهر مونوترپن‌های هیدروکربنی شناسایی نشدند در حالی که اسانس سرشاخه گل‌دار دارای مقادیر بالایی از مونوترپن‌های هیدروکربنی (91/24 درصد) بود. تفاوت بین سزکوئی‌ترپن‌های هیدروکربنی در نمونه‌های آنالیز شده ناچیز بود (جداول 3 و 4 و شکل 2).

 

شکل 2- مقایسه درصد گروه‌های شیمیایی در اسانس سرشاخه‌های گل‌دار و اندام برگ در مرحله رویشی

S. nemorosa گیاهان اهر و ارومیه

 

جدول 3- درصد اجزای اسانس شناسایی شده در سر شاخه گل‌دار و اندام برگ مرحله رويشي S. nemorosa گیاهان منطقه اهر 

نام تركيب		اسانس سرشاخه گل‌دار				اسانس برگ در مرحله رويشي
		شاخص بازداري	درصد			شاخص بازداري	درصد
آلفا-توجون		1/930	02/5			-	-
آلفا-پینن		9/939	52/0			-	-
1-اکتن-3-ال		6/967	43/4			6/965	13/1
سابینن		3/975	66/5			-	-
بتا-پینن		7/982	04/1			-	-
پارا-سیمن		9/1020	12/8			-	-
گاما-ترپینن		9/1056	28/3			-	-
سیس-سابینن هیدرات		4/1065	21/3			-	-
6-متیل-3 و 5-هپتادی ان-2 ان		8/1082	52/0			-	-
آلفا-ترپینولن		1087	27/1			-	-
آلفا-توجون		-	-			2/1097	86/0
بتا-توجون		6/1109	14/1			-	-
کامفور		7/1136	97/2			1/1137	50/3
ترپینن-4-ال		8/1176	31/7			1174	14/1
اسید هگزادکانوئیک		-	-			1357	18/4
سیس-کریوفیلن		-	-			9/1417	46/1
ژرانیل استون		-	-			1434	82/1
ترانس-بتا-کریوفیلن		3/1435	93/5			2/1434	15/7
الو-آرومادندرن		8/1453	59/0			-	-
بتا-ایونن		-	-			6/1469	93/5
الفا هومولن		4/1467	52/0			-	-
اسپاتولنول		4/1588	34/9			-	-
کریوفیلن اکساید		6/1596	79/12			1593	37/28
کریوفیلنول		7/1625	47/3			-	-
سزكوئي‌ترپن‌هاي اكسيژن‌دار			6/25				3/34
سزكوئي‌ترپن‌هاي هيدروكربنی			04/7				61/8
مونوترپن‌هاي اكسيژن‌دار			7/17				32/7
مونوترپن‌هاي هيدروكربني			91/24				-
تركيبات ديگر			95/4				31/5
كل تركيبات شناسايي شده			20/80				54/55

 

جدول 4- درصد اجزای اسانس شناسایی شده در سر شاخه گل‌دار و اندام برگ در مرحله رويشي S. nemorosa گیاهان منطقه اروميه

نام تركيب		اسانس سرشاخه گل‌دار				اسانس برگ در مرحله رويشي
		شاخص بازداري	درصد			شاخص بازداري	درصد
توجون		3/929	58/1			-	-
1-اکتن-3-ال		8/966	30/7			2/965	43/6
سابینن		1/974	63/1			-	-
پارا-سیمن		2/1019	48/4			-	-
گاما-ترپینن		1/1056	63/1			-	-
سیس-سابینن هیدرات		5/1063	01/1			-	-
کامفور		7/1136	31/3			-	-
ترپینن-4-ال		1175	57/4			-	-
نریل استون		5/1425	92/0			-	-
ترانس-بتا-کریوفیلن		2/1434	82/5			-	-
بتا-ایونن		9/1467	59/1			-	-
اسپاتولنول		4/1588	84/14			-	-
کریوفیلن اکساید		4/1595	41/26			7/1590	19/18
کریوفیلا-4(12) و 8(13)-دی ان-5-بتا-ال		01/1630	47/3			-	-
سزكوئي‌ترپن‌هاي اكسيژن‌دار			31/46				19/18
سزكوئي‌ترپن‌هاي هيدروكرينی			82/5				-
مونوترپن‌هاي اكسيژن‌دار			81/9				-
مونوترپن‌هاي هيدروكربني			32/9				-
تركيبات ديگر			30/7				43/6
كل تركيبات شناسايي شده			56/78				62/24

بحث

نتایج به دست آمده از آنالیز اسانس گیاه S. nemorosa در دو مرحله فنولوژیکی رویشی و گل‌دهی کامل در بخش‌های هوایی گیاه شامل برگ مرحله رویشی و سرشاخه گل‌دار گیاهان جمع‌آوری شده از دو منطقه نشان داد که در هر منطقه اسانس موجود در سرشاخه گل‌دار در مقایسه با اسانس برگ مرحله رویشی بالاترین درصد و اجزاء اسانس را دارا بود. بالاترین درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و برگ‌های مرحله رویشی در منطقه اهر وجود داشت. این نتایج نشان می‌دهند که درصد اسانس و اجزای تشکیل دهنده آن تحت تاثیر شرایط محیطی تغییر می‌کند. چون در شرایط طبیعی، گیاهان هم زمان در معرض چندین عامل محیطی متغیر هستند. تغییرات آب و هوایی فصلی سبب انواعی از عوامل تنشی مرکب می‌شود و بنابراین پاسخ گیاهان همیشه قابل پیش‌بینی نیست و بسیار پیچیده می‌باشد. تاثیر عوامل تنشی چند گانه که معمولا توسط گیاهان تجربه می‌شود، اغلب برهم‌کنشی است که به این معنی است که اثر ترکیبی تنش‌های مختلف متنوع‌تر است. هنگامی که دو یا بیش از دو عامل هم زمان رخ می‌دهند، اثرات آن‌ها گاهی افزایشی است، در حالی که در سایر موارد یک عامل برتری دارد. بالا بودن میزان اسانس در سرشاخه گل‌دار منطقه اهر و در برگ‌های مرحله رویشی این منطقه می‌تواند به دلیل شوری بالاتر خاک این منطقه باشد. تنش شوری ممکن است انباشتگی روغن‌های فرار را به صورت غیرمستقیم به واسطه اثراتش روی آسیمیلاسیون خالص یا تخصیص آسیمیلات‌ها بین فرآیندهای رشد و تمایزیابی تحت تاثیر قرار دهد. افزایش مقدار اسانس در گیاهان تحت تنش شوری ممکن است به دلیل کاهش تولید متابولیت‌های اولیه در این شرایط باشد که باعث فراهمی مواد حد واسط برای بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه، از جمله اسانس‌ها، می‌شود. اثر شوری در این مورد ممکن است به دلیل تاثیر آن‌ها روی متابولیسم و فعالیت آنزیم‌های دخیل روی بیوسنتز این مواد باشد (Odjeba and Alokolaro., 2013).

بالاتر بودن درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و برگ‌های مرحله رویشی گیاهان اهر می‌تواند به دلیل شورتر بودن خاک این مناطق باشد. هنگامی که گیاهان تحت تنش، مانند تنش شوری، باشند ممکن است تولید متابولیت‌های ثانویه افزایش یابد زیرا رشد اغلب بیش از فتوسنتز بازداشته می‌شود و بنابراین کربن تثبیت شده در طی فتوسنتز عمدتا به متابولیت‌های ثانویه اختصاص داده می‌شود(Akula et al., 2015) . بالا بودن دما در فصل گل‌دهی در منطقه اهر نسبت به منطقه ارومیه ممکن است دلیل بالا بودن درصد اسانس در گیاهان این منطقه باشد که می‌توان آن را عامل تبخیر بیش‌تر آب و در نتیجه خشکی خاک این مناطق دانست. بالا بودن درصد اسانس در مرحله گل‌دهی در گیاهان هر دو منطقه ممکن است به این علت باشد که گیاهان در این مرحله مقادیر قابل توجهی از روغن‌های فرار را برای جذب گرده افشان‌ها تولید می‌کنند. پایین بودن بیوسنتز این ترکیبات در طی مرحله رویشی ممکن است به دلیل غیرفعال‌سازی نسبی آنزیم‌های ضروری برای بیوسنتز بعضی مواد، از جمله روغن‌های فرار، باشد. زمان برداشت باید به دقت تعیین شود تا بالاترین میزان تولید اسانس تضمین گردد. در مورد گیاه مریم گلی مرحله گل‌دهی برای برداشت نمونه‌ها می‌تواند مطلوب باشد. فصل برداشت و تفاوت‌های مربوط به اندام گیاهی باعث تفاوت در ترکیب اسانس می‌گردد. این تفاوت‌ها هم به دلیل تاثیر عوامل زیستی و هم به دلیل عوامل غیرزیستی می‌باشد که رشد و بیوسنتز گیاه را تحت تاثیر قرار می‌دهند. برای مثال، تفاوت در اجزای اسانس به دلیل حاصل خیزی خاک، شدت نور، سن و نوع اندام، فصل و مکان کشت گزارش شده است (Verma et al., 2015).

همچنین، بالا بودن میزان اسانس در مرحله گل‌دهی می‌تواند به دلیل بالا بودن دما در این مرحله نسبت به مرحله رویشی باشد. تنش دمایی در گیاهان ممکن است منجر به تغییرات فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی، مولکولی و متابولیسمی شود. بسیاری از این تغییرات می‌توانند مقدار متابولیت‌های ثانویه را در بافت‌های گیاهی تغییر دهند. افزایش تصاعدی انواعی از ترکیبات فرار با افزایش خطی دما در گستره‌ای از گیاهان دیده شده است. مطالعات روی گیاه گل اطلسی هیبرید نشان داد که تولید و آزادسازی سزکوئی‌‌ترپن کل، با افزایش دما به طور چشم‌گیری افزایش یافت و تولید و آزادسازی مونوترپن و سزکوئی‌ترپن در دمای بالاتر به اوج خود رسید (Yang et al., 2018).

نتایج این تحقیق نشان دادند بالاترین درصد اسانس در سرشاخه‌های گل‌دار و برگ‌های مرحله رویشی در منطقه اهر که بارش سالانه کم‌تری نسبت به محل برداشت گیاهان در ارومیه دارد و نسبت به آن خشک‌تر است، وجود داشت. مشابه با نتایج این تحقیق، مشاهده شده است که گياهان معطر غني از اسانس در مناطق خشك و نیمه خشک نسبت به مناطق مرطوب خيلي فراوان‌تر هستند و مقدار اسانس در گياهاني مانند افسنطين، بابونــه، اسطوخودوس و اكاليپتوس در شرايط خشكي و کم آبی افزايش مي‌يابد، احتمال مي‌رود كه اسانس‌ها در سازوكار مقاومت به خشــكي از راه كاهش تعرق مؤثر باشند. تركيب اسانس و كيفيت آن نيز در اثر کم آبی تغيير مى‌كند. گزارش شده است که در گياه مريم‌گلي(S. officinalis) در 70 درصد تامين آبياري بهينه مقادير مونوترپن‌ها تقريباً 33 درصد بالاتر از گياهان كشت شده در شرايط‌ به خوبي آبياري شده بود (Nowak et al., 2010). همچنين گزارش شده است که سطوح فنيل آلانين آمونيالياز (PAL) پس از قرار گرفتن دانه رست‌هاي ذرت و گياهان كلزای دانه‌ روغني در معرض دماهاي پايين، افزايش مي‌يابد كه منجر به افزايش مربوطه در مقدار متابولیت‌های ثانویه آن‌ها مي‌شود (Ncube et al., 2012).

Cardence-Ortega و همکاران (2015) با آنالیز روغن‌های فرار گیاه S. ballotiflora مشاهده کردند که ترکیبات اصلی اسانس کریوفیلن اکساید (97/15 درصد) و بتا-کریوفیلن (74/12 درصد) بودند. در مطالعات انجام شده روی روغن‌های فرار سایر گونه‌های سالویا دیده شد که اجزای اصلی مشابه بودند، برای مثال S. verticillata دارای 03/16 درصد بتا–کریوفیلن و 24/15 درصد کریوفیلن اکساید بود (Coisin et al., 2012). در hydrangea Salvia بتا-کریوفیلن 1/25 درصد و کریوفیلن اکساید 5/11 درصد وجود داشت (Sonboli, 2006). در مطالعه دیگر در مورد روغن‌های فرار S. verticillata، S. sclarea،
chloroleuca S. و S. multicaulis  بتا– کریوفیلن ترکیب اصلی بود (Paknejadi et al., 2012). روغن‌های فرار S. nemorosa و S. aethiopi نیز دارای غلظت‌های بالای بتا-کریوفیلن بودند (Coisin et al., 2012). در گیاه verbenaca  S. کریوفیلن اکساید با 28/7 درصد جز اصلی اسانس گزارش شد (Taarit et al., 2014). در مطالعه انجام شده روی روغن فرار سه گونه سالویا دیده شد که ترکیبات اصلی روغن فرار سرشاخه‌های گل‌دار S. nemorosa کشت شده، به ترتیب، ای-کریوفیلن و کریوفیلن اکساید بودند (Farajzadeh et al., 2019).

در مطالعه روی ترکیبات شیمیایی اسانس بخش‌های هوایی گیاه S. hypoleuca در مراحل مختلف رشد، رویشی، گل‌دهی و میوه‌دهی، مشاهده شد که ترکیبات اصلی روغن‌ فرار بخش‌های هوایی گیاه کریوفیلن اکساید و E-کریوفیلن به همراه بی‌سیکلوجرماکرن و جرماکرن D و فراوان‌ترین گروه شیمیایی ترکیبات اسانس در مرحله رویشی و گل‌دهی در این گیاه سزکوئی‌ترپن‌های هیدروکربنی و دومین گروه فراوان سزکوئی‌ترپن‌های اکسیژن‌دار بودند (Kiani-Dehkian et al., 2016).

در مطالعه روی بعضی گونه‌های وحشی S. nemorosa و S. glutinosa رشد یافته در صربستان مشاهده شد که در اسانس گل S. nemorosa اجزای اصلی روغن‌ فرار، به ترتیب، کریوفیلن اکساید (4/13 درصد)، بتا–کریوفیلن (1/10 درصد)، جرماکرن D (7/5 درصد) و سابینن (7/4 درصد) و در اسانس گل S. glutinosa کریوفیلن اکساید (5/26 درصد)، هومولن پراکساید (6/9 درصد) و اسپاتولنول (5/3 درصد) ترکیبات اصلی بودند. به علاوه، در روغن‌های بررسی شده این گیاهان دسته اصلی ترکیبات سزکوئی‌ترپن‌ها بودند (Chalchat et al., 2004). Kashefi و Shariyatpanahi Hassani (2019) در مطالعات انجام شده روی سازگاری رشد و پتانسیل دارویی چهار گونه سالویا در شرایط اقلیمی سمنان - ایران و Ghafiyehsanj و همکاران (2020) با مطالعه اجزای اسانس مریم گلی جنگلی (Salvia nemorosa L.)  در شمال غرب ایران مشاهده کردند که اجزای فعال این گیاهان در مراحل فنولوژیکی مختلف در گونه‌های مختلف متفاوت بودند. کریوفیلن و کریوفیلن اکساید اجزای اصلی در تقریبا همه نمونه‌ها و مراحل بودند. در گونهS. nemorosa  در مرحله دانه‌رست کریوفیلن (91/43 درصد)، کریوفیلن اکساید (65/19 درصد) و فارنزن (13/12 درصد) و در میانه فصل رشد کریوفیلن اکساید (89/37 درصد)، ترانس-کریوفیلن (93/11 درصد) و ترانس- بتا- فارنزن (49/11 درصد) و در پایان فصل رشد کریوفیلن (13/30 درصد)، ترانس-کریوفیلن (94/28 درصد) و آلفا–کادینن (69/5 درصد) فراوان‌ترین اجزای اسانس بودند. در مرحله دانه‌رست در S. sclarea اجزاء اصلی اسانس کریوفیلن (65/62 درصد)، کریوفیلن اکساید (74/28 درصد) و در S. officinalis کریوفیلن اکساید (02/41 درصد) بود. در این گیاهان پیش و پس از گل‌دهی نیز کریوفیلن و کریوفیلن اکساید در درصدهای بالاتری نسبت به سایر ترکیبات اسانس وجود داشتند. در حالی که، در انتهای فصل رشد علی‌رغم بالا بودن مقدار کریوفیلن اکساید، کریوفیلن در این مرحله به مقدار ناچیز وجود داشت. کریوفیلن سه ایزومر آلفا، بتا و گاما دارد که در تعدادی از گیاهان معطر مانند سالویا، میخک و دارچین یافت می‌شود (Hooshidari et al. 2015).

نتیجه‌گیری

این تحقیق نشان داد که عوامل اقلیمی، ویژگی‌های جغرافیایی، ویژگی‌های خاک، مراحل فنولوژیکی گیاهان و نوع زیستگاه در درصد و اجزاء اسانس در گیاهان جمع‌آوری شده از دو منطقه تاثیرگذار بودند. نتایج این مطالعه نشان می‌دهد که بهترین زمان برداشت گیاهان از نظر درصد و اجزاء اسانس در مناطق اهر و ارومیه فصل گل‌دهی (اواخر خرداد ماه) می‌باشد. اسانس‌ها هم از نظر مقدار و هم از نظر ترکیبات سازنده تحت تاثیر عوامل مختلف محیطی و درونی هستند. این عوامل علاوه بر این که از نظر مقدار تولید اسانس دارای اهمیت هستند بلکه از جنبه‌های مختلف دیگر، مانند تغییراتی که در نوع اسانس و مقدار برخی از اجزای آن به وجود می‌آورند، نیز اهمیت دارند. تغییرات ژنتیکی را که افراد یک گونه در نقاط مختلف جغرافیایی پیدا کرده‌اند اکوتیپ (تیپ اکولوژیکی) می‌گویند. به عبارت دیگر، اکوتیپ انشعاب ژن‌شناختی از یک جمعیت است که با زیستگاهی ویژه سازگار شده‌اند. با توجه به تفاوت‌های اقلیمی و خاک دو زیستگاهی که گیاهان مریم گلی جنگلی از آن‌ها جمع‌آوری شده‌ بودند، این تفاوت‌ها موجب ایجاد اکوتیپ‌های مختلف از این گیاهان در این مناطق شده و تفاوت‌های دیده شده در این تحقیق از نظر درصد و اجزای اسانس و سایر تفاوت‌ها، می‌تواند ناشی از این تغییرات ژنتیکی نیز باشد.

سپاسگزاری

سپاس و قدردانی از مسئولین آزمایشگاه‌های واحد علوم و تحقیقات تهران و واحد مرند و کلیه اساتید و دوستانی که در انجام این تحقیق ما را یاری کردند.

 

شکل 3: کروماتوگرام  GC/MSاسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان مریم گلی (Salvia nemorosa) منطقه ارومیه

 

شکل4: کروماتوگرام  GC/MSاسانس سرشاخه‌های گل‌دار گیاهان مریم گلی (Salvia nemorosa) منطقه اهر

 

References

Adams, R.P. (2017). Identification of essential oil components by gas chromatography/mass spectrometry. Allured Publishing Corporation. Carol Stream, IL.

Akula, R. and Gokare Aswathanarayana, R. (2015). Influence of abiotic stress signals on secondary metabolites in plants. Plant Signaling and Behavior. 6: (11): 1720-1731.

Bahadori, M.B., Asghari, B., Dinparast, L., Zengin, G., Sarikurkcu, C., Abbas- Mohammadi, M. and Bahadori, S. (2017). Salvia nemorosa L. A novel source of bioactive agents with functional connections. Food Science and Technology. 75: 42-50.

Božin, B., Lakic, N., Srdenovic Conic, B., Kladar, N. and Mimica-Dukic, N. (2012). Antioxidant and antimicrobial properties of a new chemotype of woodland sage (Salvia nemorosa L. subsp. nemorosa, Lamiacea) essential oil. Biologia Serbica. 34 (1-2): 51-60.

Capek, P. and Hribalova, V. (2004). Water-soluble polysaccharides from Salvia officinalis L. possessing immunomodulatory activity. Phytochemistry. 65(13): 1983–1992.

Cárdenas-Ortega, N. C., González-Chávez, MM., Figueroa-Brito, R., Flores-Macías, A., Romo-Asunción, D., Elizabeth Martínez-González, D., Pérez-Moreno, V. and Ramos-López, MA., (2015). Composition of the essential oil of Salvia ballotiflora (Lamiaceae) and its insecticidal activity. Journal/Molecules. 20: 8048-8059.

Chalchat, J-C., Ptrovic. S. D., Maksimovic, Z. A. and Gorunovic, M. S. (2004). Composition of essential oils of some wild salvia species growing in Serbia. Journal of Essential Oil Research. 16(5): 476-478.

Coisin, M., Burzo, I., Stefan, M., Rosenhech, E. and Zamfirache, M. M. (2012). Chemical composition and antibacterial activity of essential oils of three Salvia species, widespread in Eastern Romania. Biologie Vegetala. 58(1): 51-58.

Cuvelier, M-E., Richard, H. and Berset, C. (1996). Antioxidative activity and phenolic composition of pilot-plant and commercial extracts of sage and rosemary. Journal of the American Oil Chemists' Society. 73(5): 645-652.

Farajzadeh, F., Asadi-Gharneh, H. A. and Sabaghnia, N. (2019). Assessment of Qualitative and Quantitative Composition of Essential Oil of Three Salvia Species. Research on Crop Physiology.14(1): 1-8.

Ghafiyehsanj, E., Dilmaghani, K. A., Chaparzadeh, N. and Saadatmand, S. (2020). Study on essential oil compositions of sage (Salvia nemorosa L.) at different growth stages collected from the North West of Iran. Periodico Tche Quimica. 7 (35): 934-947.

Hooshidari, F., Sephidkon, F., Naderi, M., and Tooghi, G. A. (2015). Extraction and determination of essence components of Satureja avromanica Maroofi plant species from Kordestan. Journal of Plant Environmental Physiology. 37: 53-61.

Jamzadeh, Z. (2012). Flora of Iran, Lamiacea Family. No.76. ed. Asadi, M., Mozaffarian, V-A., Masoumi, A. A. and Babakhanlou, P. Research Institute of Forests and Rangelands.

Kashefi, B. and Hassani Shariyatpanahi, S. F. (2019). Growth compatibility and medicinal potential of four Salvia species in Semnan climatic conditions. Journal of Chemical Health Risks. 9(4): 283-292.

Kiani-Dehkian, H., Barzin, G. and Mazooji, A. (2016). Chemical composition and antioxidant activity of essential oil from Salvia hypoleuca at different growth stages. Nusantara Bioscience. 8 (2): 145-149.

Mccleskey, R.B., Nordstrom, D.K., Ryan, J.N and Ball, J.W. A new method of calculating electrical conductivity with applications to natural waters. (2012) Geochimica et Cosmochimica Acta. 77: 369-382.

Naghibi, F., Mosaddegh, M., Mohammadi Motamed, M. and Ghorbani, A. (2005). Labiatae family in folk medicine in Iran: From ethnobotany to pharmacology. Iranian Journal of Pharmaceutical Research. 2(2): 63-79.

Ncube, B., Finnie, JF. and Van Staden, J. (2012). Quality from the field: The impact of environmental factors as quality determinants in medicinal plants. South African Journal of Botany. 82: 11-20.

Nowak, M., Kleinwaechter, M., Manderscheid, R., Weigel, H.-J. and Selmar, D. (2010) Drought stress increases the accumulation of monoterpenes in sage (Salvia officinalis), an effect that is compensated by elevated carbon dioxide concentration. Journal of Applied Botany and Food Quality. 83(2): 133-136.

Odjegba, V. J. and Alokolaro, A. A. (2013). Simulated drought and salinity modulates the production of phytochemicals in Acalypha wilkesiana. Journal of Plant Studies. 2 (2): 105-112.

Paknejad, M., Foroohi, F. and Yousefzadi, M. (2012). Antimicrobial activities of the essential oils of five Salvia species from Tehran province, Iran. Journal of Paramedical Sciences. 3(2): 12-18.

Rashid, R. Mukhtar, F. and Mohammad Niaz, M. (2009). Biological screening of Salvia cabulica. Pakistan Journal of Botany. 41(3): 1453-1469.

Sonboli, A., Babakhani, B. and Mehrabian, A. R. (2006). Antimicrobial activities of six constituents of essential oil from Salvia. Zeitschrift fur Naturforschung C. 61(3-4): 160-164.

Taarit, M. B., Msaada, K., Hosni, K. and Marzouk, B. (2014). GC analyses of Salvia seeds as valuable essential oil source. Advances in Chemistry. 2014(1): 1-6.

Verma, R. S., Padalia, R. C. and Chauhan, A. (2015). Harvesting season and plant part dependent variations in the essential oil composition of Salvia officinalis L. grown in northern India. Journal of Herbal Medicine. 5: 165-171.

Walker, J. B. and Sytsma, K. J. (2007). Staminal evolution in the genus salvia (Lamiaceae): molecular phylogenetic evidence for multiple origins of the staminal lever. Annals of Botany. 100(2): 375-391.

Yadav, A., Joshi, A., Kothari, SL., Kachhwaha, S., and Purohit, S. (2017). Medicinal, nutritional and industrial applications of salvia species. International Journal of Pharmaceutical Sciences. 43(2):27-37.

Yang, L., Wen, K-S., Ruan, X., Zhao, Y-X., Wei, F. and Wang, Q. (2018). Response of plant metabolites to environmental factors. Molecules. 23(4): 762-773.

Zhang, K. Q., Bao, Y., Wu, P., Rosen, R. T. and Ho, C. T. (1990). Antioxidative components of tanshen (Salvia miltiorrhiza Bung). Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38(5): 1194– 1197.

4

---