کاربرد تکنیک DNA بارکدینگ و استفاده از نشانگرهای مولکولی در شناسایی کک ها

الموضوعات : مجله پلاسما و نشانگرهای زیستی

سعید محمدی ¹ , هایکا لوترمن ² , نایجل بنت ³ , بتین ون وورن ⁴

1 - گروه جانورشناسی و حشره شناسی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه پرتوریا، آفریقای جنوبی
2 - گروه جانورشناسی و حشره شناسی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه پرتوریا، آفریقای جنوبی
3 - گروه جانورشناسی، دانشگاه ژوهانسبورگ، آفریقای جنوبی
4 - گروه جانورشناسی و حشره شناسی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه پرتوریا، آفریقای جنوبی

تاريخ الإرسال : 27 الجمعة , ذو الحجة, 1442 تاريخ التأكيد : 09 الخميس , صفر, 1443 تاريخ الإصدار : 16 الخميس , صفر, 1443

الکلمات المفتاحية: مورفولوژی, Morphology, DNA barcoding, DNA بارکدینگ, کک ها, سیتوکروم اکسیداز زیرواحد 1 (COI), Fleas, COI,

ملخص المقالة :

زمینه و هدف: کک ها حشرات کوچکی از راسته سیفونپترا (Siphonaptera)، بدون بال و بیضی شکل هستند که بدن آن ها در طرفین فشرده شده است. نقش آن ها در انتقال برخی از عوامل بیماری زا و ایجاد بیماری های زئونوز مانند طاعون و تیفوس آندمیک تایید شده است. با توجه به تنوع و نزدیک بودن ویژگی های ریخت شناسی، شناسایی دقیق گونه ها و زیرگونه های کک بر اساس مشخصات ریختی مشکل است. استفاده از نشانگرهای مولکولی و بارکدگذاری ژنتیکی با استفاده از یک یا چند بخش کوچک ازDNA به عنوان بخش استاندارد شده ژنوم یک روش رده بندی مناسب جهت شناسایی گونه هاست. هدف از این مطالعه ارزیابی روابط فیلوژنتیکی چیاستوپسیلا گودفری با استفاده از تعیین‌توالی قسمتی از ژن سیتوکروم اکسیداز زیر واحد 1 (COI)، با استفاده از روش‌های زیست سنجی و مولکولی است.روش کار: این مطالعه در تمامی فصول سال 2017 در ذخیره گاه طبیعی Telperian/Ezemvelo واقع در استان خاتینگ آفریقای جنوبی انجام شد. به منظور صید جوندگان از تله های زنده گیر شرمن استفاده گردید. با استفاده از پنس تمامی کک های مستقر بر روی بدن میزبان جمع آوری و در الکل 70 درصد نگهداری و جهت انجام بررسی ریختی و مولکولی به آزمایشگاه منتقل شد.یافته ها: نتایج بررسی ریختی بین نمونه های جمع آوری شده نشان داد که دوریختی جنسی بین افراد نر و ماده این کک به استثنای متغیر طول بدن می باشد وجود ندارد (P<0.05). ترسیم درخت تبارزایی توالی ژن مورد مطالعه نشانگر تفاوت جزیی در افراد جمعیت مورد مطالعه می باشد.نتیجه گیری: بر اساس نتایج درخت فیلوژنی، با وجود اختلافات جزیی همه نمونه ها در یک کلاد قرار گرفتند. نتایج این مطالعه مؤید این است که توالی COIمی‌تواند در مطالعه تعیین و بررسی روابط تبارشناسی کک‌ها مورد استفاده قرار گیرد.

المصادر:

1.Abramoff MD., Magelhaes PJ., Ram SJ. (2004). Image processing with ImageJ. Biophotonics International, 11; 36-42.

2.Billeter SA., Levy MG., Chomel BB., Breitschwerdt, EB. (2008). Vector transmission of Bartonella species with emphasis on the potential for tick transmission. Medical and Veterinary Entomology, 22; 1–15.

3.Bitam I, Dittmar K, Parola P, Whiting MF, Raoult D. (2010). Fleas and flea-borne diseases. International Journal of Infectious Diseases, 14(8); 667–76.

4. Chomel BB., Boulouis HJ., Maruyama S., Breitschwerdt, EB. (2006). Bartonella spp in pets and effect on human health. Emerging Infectious Diseases, 12; 389–94.

5.Folmer O, Black M, Hoeh W, Lutz R, Vrijenhoeket R. (1994). DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3(5); 294–9.

6.Haeselbarth E., Segerman J., Zumpt F. (1966). The arthropod parasites of vertebrates in Africa south of the Sahara (Ethiopian Region). Vol. III. (Insecta excl. Phthiraptera). Johannesburg: Publications of the South African Institute for Medical Research, 13; 52.

7. Hatyoka LM., Brettschneider H., Bennett NC., Kleynhans DJ., Muteka SP., Bastos ADS. (2019). Bartonella diversity and zoonotic potential in indigenous Tete Veld rats (Aethomys ineptus) from South Africa. Infection, Genetics and Evolution, 73; 44-48.

8.Hebert PDN., Ratnasingham S., deWaard JR. (2003). Barcoding animal life: cytochrome c oxidase subunit 1 divergences among closely related species. Proceedings of the Royal Society B (Suppl. 1), S96–S99.

9.Hornok S, Beck R, Farkas R, Grima A, Otranto D, Kontschan J, et al. (2018). High mitochondrial sequence divergence in synanthropic flea species (Insecta: Siphonaptera) from Europe and the Mediterranean. Parasites & Vectors, 11(1).

10.Khoobdel M., Shayeghi M., Piazak N., Bazrafkan S. (2011). Diversity and relative abundance of medically important fleas in the rural areas of Kohgiloye-andBoyerahmad, Iran. Journal of School of Public Health and Institute of Public Health Research, 9(3); 63-72.

11. Krasnov BR., Burdelov SA., Khokhlova IS., Burdelova NV. (2006). Sexual size dimorphism, morphological traits and jump performance in seven species of desert fleas (Siphonaptera). Journal of Zoology, 261; 181-189.

12.Lawrence, AL., Brown GK., Peters B., Spielman DS., Morin-adeline V., Sˇlapeta J. (2014). High phylogenetic diversity of the cat flea (Ctenocephalides felis) at two mitochondrial DNA markers. Medical and Veterinary Entomology, 28; 330–336.

13.Lewis RE. (1999). Resume of the Siphonaptera (Insecta) of the World. Medical Entomology, 35; 377-389.

14.Linardi, PM., Santos JL. (2012). Ctenocephalides felis felis vs. Ctenocephalides canis (Siphonaptera: Pulicidae): some issues in correctly identify these species. Rev Bras Parasitol Vet, 21(4); 345-54.

15.Matthee, S., Horak IG., Beaucournu JC., Durden LA., Ueckermann EA., McGeoch MA. (2007). Epifaunistic arthropod parasites of the four-striped mouse, Rhabdomys pumilio, in the Western Cape Province, South Africa. Journal of Parasitology, 93; 47-59.

16.Matthee S., Krasnov BR. (2009). Searching for generality in the patterns of parasite abundance and distribution: Ectoparasites of a South African rodent, Rhabdomys pumilio. International Journal for Parasitology, 39; 781-788.

17.Poulin R. (2007). Evolutionary ecology of parasites. Princeton University Press, Princeton, New Jersey, 342 pp.

18.Pretorius AM., Beati L., Birtles RJ. (2004). Diversity of Bartonellae associated with small mammals inhabiting Free State province, South Africa. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 54; 1959-1967.

19. Saccaggi DL., Kruger K., Pietersen G. (2008). A multiplex PCR assay for the simultaneous identification of three mealybug species (Hemiptera: Pseudococcidae). Bulletin of Entomological Research, 98; 27– 33.

20.Segerman J. (1995). Siphonaptera of Southern Africa. Handbook for the identification of fleas, Publications of The South African Institute for Medical Research No. 57. Johannesburg, South Africa: South African Institute for Medical Research.

21.Service MW. (2008). Medical entomology for students. 4th ed.UK: University Press, 110-16.

22.Tamura K., Nei M. (1993) Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Molecular Biology and Evolution, 10; 512-526.

23.van der Mescht L. (2015). Exploring mechanisms that shape Siphonaptera composition and distribution patterns on small mammals across South Africa. PhD Thesis. Stellenbosch University, South Africa.

24.van der Mescht L., Matthee S. (2017). Host range and distribution of small mammal fleas in South Africa, with a focus on species of medical and veterinary importance: Flea vector distribution in South Africa. Medical and Veterinary Entomology, 31; 402-413.

25.Whiting MF, Whiting AS, Hastriter MW, Dittmar K. (2008). A molecular phylogeny of fleas (Insecta: Siphonaptera): origins and host associations. Cladistics, 24(5): 677-707.

26.Ying MA., Hai-Long L., Jian H., Yan-Mei Z., Han-Qing Y., Liang L., Qi-Yong L. (2018). Molecular identification and phylogenetic analysis of 44 species of fleas in Qinghai Province, western China based on mtDNA COI gene sequence. Acta Ecologica Sinica, 61(4); 488-497.

27.Yssouf A., Socolovschi C., Leulmi H., Kernif T., Bitam I., Audoly G., Almeras L., Raoult D., Parola P. (2014). Identification of flea species using MALDITOF/MS. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases, 37; 153–157.

28.Zurita A, Callejon R, Garcia-sanchez AM, Urdapilleta M, Lareschi M, Cutillas C. (2019). Origin, evolution, phylogeny and taxonomy of Pulex irritans. Medical and Veterinary Entomology, 33(2); 296-311