بررسی فراوانی و نقش ژنهای ompk35 و ompk36 در جدایه‌های باکتری کلبسیلا پنومونیه دارای مقاومت چند دارویی
الموضوعات :
یوسف علیخانی
1
(دانشجوی کارشناسی ارشد، گروه زیست‌شناسی، واحد بروجرد، دانشگاه آزاد اسلامی، بروجرد، ایران)
محمدرضا مهرابی
2
(استادیار، گروه علوم آزمایشگاهی، واحد بروجرد، دانشگاه آزاد اسلامی، بروجرد، ایران )
محسن میرزایی
3
(استادیار، گروه علوم آزمایشگاهی، واحد بروجرد، دانشگاه آزاد اسلامی، بروجرد، ایران)
رضا یاری
4
(استادیار، گروه زیست‌شناسی، مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، سلامت و امنیت غذایی، واحد بروجرد، دانشگاه آزاد اسلامی، بروجرد، ایران. )
الکلمات المفتاحية: باکتری کلبسیلا پنومونیه, ompK35, ompK36, مقاومت چندگانه دارویی, بروجرد.,
ملخص المقالة :
هدف: افزایش مقاومت ضدمیکروبی در باکتری‌‌های گرم‌‌منفی خانواده انتروباکتریاسه، به مشکل جهانی تبدیل شده است. کلبسیلا پنومونیه، پاتوژن فرصت‌طلب گرم‌‌منفی است که به دلیل داشتن انواع مکانیسم‌های مقاومت، در ایجاد طیف وسیعی از بیماری‌ها و مقاومت آنتی بیوتیکی مورد توجه قرار گرفته است. در این راستا، هدف پژوهش حاضر بررسی حضور و نقش ژنهای ompK35 و ompK36 در ایزوله‌های ک. پنومونیه مقاوم به چندین دارو می‌‌باشد. مواد و روش‌ها: تعداد 96 ایزوله از بیماران مراجعه‌کننده به بیمارستان‌‌های سطح شهر بروجرد در سال 1399 جمع‌‌آوری شده و با استفاده از تست‌‌های افتراقی، مورد شناسایی قرار گرفتند. آزمون حساسیت آنتی‌‌بیوتیکی با روش انتشار در دیسک و شناسایی ژنهای ompK35 و ompK36 با استفاده از PCR انجام شد. یافته‌ها: 12/82% از ایزولهها نسبت به آنتیبیوتیک آمپی‌‌سیلین مقاوم بودند. موثرترین آنتیبیوتیک جنتامایسین با میزان مقاومت (9/38%) بود. 28 ایزوله دارای مقاومت چند دارویی بودند. ژن ompK35 در 5/12% نمونه‌‌های ک. پنومونیه و ژن ompK36 در 45/11% ایزوله‌های بالینی مشاهده شد. نتیجه‌گیری: نتایج این مطالعه نشان دادند که نداشتن ژنهای ompK35 و ompK36 در ایجاد مقاومت به انواع آنتیبیوتیکها نقش دارد و توجه به این مسأله در انتخاب آنتیبیوتیکها برای درمان و از بین بردن این ایزولهها ضروری است. ایزوله‌های فاقد omk36 نسبت به ایزوله‌های فاقد ompk35، مقاومت بیشتری نسبت به آنتی‌بیوتیک‌های مورد مطالعه، به ویژه جنتامایسین و سیپروفلوکسازین داشتند (P<0.05).
1. Doyle D, Peirano G, Lascols C, Lloyd T, Church DL & Pitout JD. Laboratory detection of Enterobacteriaceae that produce carbapenemases. Journal of Clinical Microbiology. 2012; 50(12): 3877-3880.
2. Podschun R & Ullmann U. Klebsiella spp. as nosocomial pathogens: epidemiology, taxonomy, typing methods, and pathogenicity factors. Clinical Microbiology Reviews. 1998; 11(4): 589-603.
3. Peirano G, van der Bij AK, Freeman JL, Poirel L, Nordmann P, Costello M & et al. Characteristics of Escherichia coli sequence type 131 isolates that produce extended-spectrum β-lactamases: Global distribution of the H30-Rx sublineage. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2014; 58(7): 3762-3767.
4. Martínez-Martínez L, Pascual A, del Carmen Conejo M, García I, Joyanes P, Doménech-Sánchez A & et al. Energy-dependent accumulation of norfloxacin and porin expression in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae and relationship to extended-spectrum β-lactamase production. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2002; 46(12): 3926-3932.
5. Doménech-Sánchez A, Hernández-Allés S, Martínez-Martínez L, Benedí VJ & Albertí S. Identification and characterization of a new porin gene of Klebsiella pneumoniae: its role in β-lactam antibiotic resistance. Journal of Bacteriology. 1999; 181(9): 2726-2732.
6. Hernández-Allés S, Albertí S, Álvarez D, Doménech-Sánchez A, Martínez-Martínez L, Gil J & et al. Porin expression in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae. Microbiology. 1999; 145(3): 673-679.
7. Majiduddin FK, Materon IC & Palzkill TG. Molecular analysis of beta-lactamase structure and function. International journal of Medical Microbiology. 2002; 292(2): 127-137.
8. Landman D, Bratu S & Quale J. Contribution of OmpK36 to carbapenem susceptibility in KPC-producing Klebsiella pneumoniae. Journal of Medical Microbiology. 2009; 58(Pt 10): 1303-1308.
9. Dutzler R, Rummel G, Albertí S, Hernández-Allés S, Phale PS, Rosenbusch JP & et al. Crystal structure and functional characterization of OmpK36, the osmoporin of Klebsiella pneumoniae. Structure. 1999; 7: 425–434.
10. Garavito RM & Rosenbusch JP. Three-dimensional crystals of an integral membrane protein: an initial x-ray analysis. Journal of Cell Biology. 1980; 86(1): 327–329.
11. Bialek-Davenet S, Lavigne J-P, Guyot K, Mayer N, Tournebize R, Brisse S & et al. Differential contribution of AcrAB and OqxAB efflux pumps to multidrug resistance and virulence in Klebsiella pneumoniae. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2015; 70(1): 81-88.
12. Farivar AS, Nowroozi J, Eslami G, Sabokbar A & Hashemi A. The study of antibiotic resistance among Klebsiella pneumoniae and expression level of oqxA and acrA genes by using real-time PCR. Research in Medicine. 2016; 40(1): 42-48. [in persian]
13. Asadpour L & Nahavandinejhad M. Frequency of extended spectrum beta lactamase producing multidrug resistant Klebsiella pnemoniae in urinary tract infections in Rasht. Scientific Journal of Ilam University of Medical Sciences. 2017; 25(2): 82-90. [in persian]
14. Soltan Dalal MM, Miremadi SA, Sharify Yazdi MK, Rastegar Lari A, Rajabi Z & Avadis Yans S. Antimicrobial resistance trends Of Klebsiella Spp. isolated from patients in Imam Khomeini hospital. Payavard Salamat. 2012; 6(4): 275-281. [in persian]
15. Amin A. ghumro PB, Hussain S, Hameed A. Prevalence of antibiotic resistance among clinical isolates of Klebsiella pneumoniae isolated from a tertiary care Hospital in Pakistan. Malaysian Journal of Microbiology. 2009; 5(2): 81-86.
16. Al Shara MA. Emerging antimicrobial resistance of Klebsiella pneumoniae strains isolated from pediatric patients in jordan. New Iraqi Journal of Medicine. 2011; 7(2): 29-32.
17. Parker MT. Organization WHO. Hospital-acquired infections: Guidelines to laboratory methods: World Health Organization. Regional Office for Europe; 1978.
18. Stratchounski LS, Kozlov RS, Rechedko GK, Stetsiouk OU & Chavrikova EP. Antimicrobial resistance patterns among aerobic Gram-negative bacilli isolated from patients in intensive care units: results of a multicenter study in Russia. Clinical Microbiology and Infection. 1998; 4(9): 497-507.
