تأثیر اسید سالیسیلیک و باکتری سودوموناس پوتیدا بر ویژگی‌های آنزیمی گیاه کینوا در خاک شور آلوده به آرسنیک
الموضوعات :
محمود نبی زاده
1
,
علی رضا آستارائی
2
,
امیر لکزیان
3
1 - دانشجوی کارشناسی ارشدگروه علوم خاک دانشکده کشاورزی،دانشگاه فردوسی مشهد، ایران.
2 - دانشیار گروه علوم خاک- دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، ایران.
3 - استاد گروه علوم خاک- دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، ایران.
الکلمات المفتاحية: آرسنیک, سالیسیلیک اسید, باکتری سودوموناس پوتیدا, کینوا,
ملخص المقالة :
زمینه و هدف: با توجه به این که برخی از مناطق کشور مانند خراسان رضوی، اصفهان، کرمان و سایر استان ها آلوده به آرسنیک هستند، و از طرفی اکثر خاک های ایران با درجات مختلف شوری همراه بوده و کمتر عملیات مدیریتی زراعی مانند انتخاب گیاه مناسب و یا کاربرد اسیدهای آلی مانند اسید سالیسیلیک استفاده شده است، بنابراین این تحقیق با اهداف ذیل انجام شد: 1) بررسی تاثیر تلقیح باکتری سودوموناس پوتیدا در شرایط تنش شوری خاک، 2) بررسی تاثیر آلودگی آرسنیک در شرایط تنش شوری خاک، 3) بررسی تاثیر محلول پاشی اسید سالسیلیک بر گیاه کینوا کشت شده در خاک شور و 4) اثرات دوگانه و سه گانه تیمارهای آزمایشی بر برخی از خصوصیات کمی و کیفی گیاه کینوا.روش پژوهش: این طرح بصورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملاً تصادفی شامل فاکتور اول 1) خاک شاهد (بدون تلقیح باکتری سودوموناس پوتیدا ، 2) تلقیح باکتری سودوموناس پوتیدا ، فاکتور دوم دو سطح آرسنیک (صفر و40 میلی‌گرم برکیلوگرم) و فاکتور سوم محلول پاشی دو سطح اسید سالیسیلیک (صفر و 5/0 میلی مولار ) به صورت گلدانی، در مجموع 24 گلدان با حجم 5000 سانتی متر مکعب روی گیاه کینوا رقم Titicaca با سه تکرار انجام گردید. برای تهیه خاک شور فاقد آرسنیک از عمق صفر تا 30 سانتی متری از روستای قریه اره واقع در 45 کیلومتری جاده مشهد-سرخس نمونه برداری گردید. پس از خشک کردن با هوا و کوبیدن، نمونه ها با کمک الک دو میلی‌متری الک شده و سپس بخشی از آن ها به منظورتجزیه های اولیه به آزمایشگاه علوم خاک منتقل گردید. پس از آماده سازی خاک، 4 کیلوگرم خاک به هر گلدان منتقل گردید. سپس نمک آرسنیک (Na2AsHO4.7H2O) به مقدار 40 میلی گرم بر کیلوگرم خاک به گلدان ها اضافه و هم زده شد، پس از کشت گیاه کینوا رقم Titicaca، هنگامی که گیاهان به مرحله دوبرگی رسیدند، محیط کشت مایع حاوی باکتری سودوموناس در سه مرحله (با فواصل 5 روزه) اضافه شدند ومحلول پاشی گیاهان در مرحله 4 برگی با اسید سالیسیلیک طی 5 مرحله (با فواصل 6 روزه) انجام شد. سپس پارامترهای رنگیزه های فتوسنتزی (Lichtenthaler, 1987)، فعالیت آنتی اکسیدانی (Brand-Williams et al, 1995)، پرولین (Bates et al, 1973) و کاتالاز (Dhindsa et al, 1981) برگ های تازه گیاه در آزمایشگاه خاکشناسی دانشگاه فردوسی انجام گردید.یافته ها: نتایج تجزیه واریانس اثر متقابل سه گانه آرسنیک×اسیدسالیسیلیک ×باکتری نشان داد که اثر متقابل سه گانه برکاروتنوئید در سطح 1 درصد (p< 0.01)، و بر مقادیر کلروفیلa، پرولین و فعالیت آنتی اکسیدانی درسطح 5 درصد (p< 0.05) معنی دارشدند.نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل سه گانه سطوح آرسنیک، محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک و باکتری نشان داد که در سطح صفر آرسنیک+ محلول پاشی5/0 میلی مولار اسید سالیسیلیک + تلقیح باکتری نقش مثبت و معنی‌داری بر مقدار کلروفیل a (76/10 میکروگرم بر گرم وزن تر) معادل 11/25+% و کاروتنوئید (53/3 میکروگرم بر گرم وزن تر) معادل 17/25+% نسبت به شاهد هر یک (خاک شور) افزایش نشان داد. همچنین حضور آرسنیک (40 میلی گرم بر کیلوگرم) + محلول‌پاشی 5/0 میلی مولار اسید سالیسیلیک + تلقیح باکتری موجب افزایش معنی‌دار پرولین (23/8 میکروگرم بر گرم وزن تر) معادل 29/22+% نسبت به نمونه شاهد شد که اثرات مثبت محلول پاشی اسید سالیسیلیک و باکتری را در شرایط تنش شوری همراه با آلودگی آرسنیک در خاک نشان داد. آرسنیک (40 میلی گرم بر کیلوگرم) + محلول‌پاشی5/0 میلی مولار اسید سالیسیلیک + تلقیح باکتری افزایش معنی‌داری بر فعالیت آنتی اکسیدانی گیاه کینوا (03/45 میکروگرم بر گرم وزن تر) معادل 88/47+% نسبت به نمونه شاهد داشت.نتیجه گیری: استفاده از باکتری سودوموناس پوتیدا و اسید سالیسیلیک می توانند با تنظیم سطوح متابولیت های مختلف آنزیم های آنتی اکسیدانی، متابولیت های ثانویه و ترکیبات کلات کننده فلز، تحمل گیاهان را در برابر تنش های شوری و فلزات سنگین افزایش دهند. در این تحقیق اسید سالیسیلیک در شرایط شوری طبیعی خاک (dS/m 16/8) باعث افزایش کلروفیل a، کاروتنوئید، پرولین و فعالیت آنتی اکسیدانی به ترتیب به میزان 14+%، 6/9+%، 4/6+% و 7/8+% شد. از طرفی دیگر، درشرایط شوری طبیعی خاک (dS/m 16/8) با آلودگی 40 میلی گرم برکیلوگرم آرسنیک در خاک باعث افزایش شدید پرولین گیاه به میزان 65/20% شده که منجر به افزایش فعالیت آنتی اکسیدانی به میزان 02/38+% شده است. تلقیح باکتری سودوموناس پوتیدا به خاک شور آلوده به آرسنیک باعث افزایش پرولین گیاه به میزان 29/22+% و افزایش فعالیت آنتی اکسیدانی به میزان 88/47+% شده است که بهبود زیادی درمحتوای کلروفیل، کاروتنوئید و فتوسنتز گیاه کینوا گردیده است.
Adir, N., Zer, H., Shochat, S., & Ohad, I. (2003). Photoinhibition–a historical perspective. Photosynthesis research, 76(1), 343-370.
Ahmad, I., Akhtar, M. J., Asghar, H. N., Ghafoor, U., & Shahid, M. (2016). Differential effects of plant growth-promoting rhizobacteria on maize growth and cadmium uptake. Journal of plant growth regulation, 35(2), 303-315.
Aksakal O, Esim N, (2015). Evaluation of arsenic trioxide genotoxicity in wheat seedlings usingoxidative system and RAPD assays. Environ. Sci Pollut Res 22:7120–7128
Alsaleh, A. E., Astaraei, A.R., Emami, H., & Lakzian, A. (2021). Impact of Pseudomonas putida Inoculation on Alleviating Mercury Stress in Turnip Planted on a Saline Soil. Malaysian Journal of Soil Science, 25, 67-85.
Awasthi, S., Chauhan, R., Dwivedi, S., Srivastava, S., Srivastava, S., & Tripathi, R. D. (2018). A consortium of alga (Chlorella vulgaris) and bacterium (Pseudomonas putida) for amelioration of arsenic toxicity in rice: A promising and feasible approach. Environmental and Experimental Botany, 150, 115-126.
Azoddein, A.A.M., R.M. Yunus, N.M. Sulaiman, A.B. Bustary and K. Sabar. (2015). Mercury removal using Pseudomonas putida (attc 49128): effect of acclimatization time, speed and temperature of incubator. World Academy of Science, Engineering and Technology. International Journal of Biotechnology and Bioengineering 9(2): 204-209.
Erdal, S., Aydın, M., Genisel, M., Taspınar, M. S., Dumlupinar, R., Kaya, O., & Gorcek, Z. (2011). Effects of salicylic acid on wheat salt sensitivity. African Journal of Biotechnology, 10(30), 5713-5718.
Bates, L.S., Waldren, R.P., Teare, I.D., (1973). “Rapid determination of free Pro for water stress studies”. Plant Soil, 39: 205–217.
Bazile, D., Bertero, H. D., & Nieto, C. (2015). State of the art report on quinoa around the world in 2013.
Behera, P. K. (2006). Soil and Solid Waste Analysis. New Delhi: Dominnant Publishers and Distributors.
Belkadhi, A., De Haro, A., Obregon, S., Chaïbi, W., & Djebali, W. (2015). Positive effects of salicylic acid pretreatment on the composition of flax plastidial membrane lipids under cadmium stress. Environmental Science and Pollution Research, 22(2), 1457-1467.
Brand-Williams, W., Cuvelier, M. E. and Berset, C. (1995). Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. LWT- Food Science and Technology. 28(1): 25-30.
Chandrakar V, Naithani SC, Keshavkant S, (2016). Arsenic-induced metabolic disturbances andtheir mitigation mechanisms in crop plants: a review. Biologia 71:367–377
Chandrakar V, Yadu B, Meena RK, Dubey A, Keshavkant S, (2017), Arsenic-induced genotoxicresponses and their amelioration by diphenylene iodonium, 24-epibrassinolide and proline inGlycine max L. Plant Physiol Biochem 112:74–86.
Chapman, H.D. 1965. Total exchangeable bases.Methods of soil analysis. Part 2.Chemical and microbiological properties.
Costa, G., & Morel, J. L. (1994). Efficiency of h+‐atpase activity on cadmium uptake by four cultivars of lettuce. Journal of plant nutrition, 17(4), 627-637.
Demir, E., Dinler, B. S., & Ozdener, Y. (2013). Biochemical effects of arsenic stress in the leaves of halophyte Cakile maritima (scop.) plants under salinity. Fresenius Environ Bull, 22, 3465-3473.
Dhindsa, R. S., Plumb-Dhindsa, P. A. M. E. L. A., & Thorpe, T. A. (1981). Leaf senescence: correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation, and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. Journal of Experimental botany, 32(1), 93-101.
Fazelian N, Asrar Z, (2011). Arsenic and salicylic acid interaction onthe growth and some other physiological parameters in Matricaria recutita. J Plant Biol 8:1–11.
G., Amjad, M., Saqib, M., Murtaza, B., Naeem, M.A., Shabbir, A., Murtaza, G., (2021). Soil sodicity is more detrimental than salinity for quinoa (Chenopodium quinoa Willd.): a multivariate comparison of physiological, biochemical and nutritional quality attributes. J. Agron. Crop Sci. 207, 59–73.
González, J. A., Hinojosa, L., Mercado, M. I., Fernández-Turiel, J. L., Bazile, D., Ponessa, G. I., ... & Ebrahim, M. E. (2021). A long journey of CICA-17 quinoa variety to salinity conditions in Egypt: Mineral concentration in the seeds. Plants, 10(2), 407.
Gunes A, Pilbeam DJ, Inal A, (2009). Effect of arsenic-phosphorousinteraction on arsenic-induced oxidative stress in chickpeaplants. Plant Soil 314:211–220.
Guo, J., Zhou, R., Ren, X., Jia, H., Hua, L., Xu, H., & Wei, T. (2018). Effects of salicylic acid, Epi-brassinolide and calcium on stress alleviation and Cd accumulation in tomato plants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 157, 491-496.
Jacobsen, S. E., Mujica, A., & Jensen, C. R. (2003). The resistance of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) to adverse abiotic factors. Food reviews international, 19(1-2), 99-109.
Khadem Moghadam Igdelou, N., & Golchin, A. (2019). Risk Assessment of Contamination of the Country's Soil and Water Resources with Arsenic. Iranian Journal of Soil and Water Research, 50(7), 1595-1617.
Khan N, Zandi P, Ali S, Mehmood A, Shahid MA and Yang J (2018) Impact of salicylic acid and PGPR on the drought tolerance and phytoremediation potential of Helianthus annus. Frontiers in microbiology 9, 1–15.
Khoshfarman-Borji, H., Yali, M. P., & Bozorg-Amirkalaee, M. (2020). Induction of resistance against Brevicoryne brassicae by Pseudomonas putida and salicylic acid in canola. Bulletin of Entomological Research, 110(5), 597-610.
Kisa, D. (2019). Responses of phytochelatin and proline-related genes expression associated with heavy metal stress in Solanum lycopersicum. Acta Bot. Croat. 78, 9–16.
Lichtenthaler, H. K. (1987) Chlorophylls and carotenoids; Pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology 48:350-382.
Ma Y, Prasad MNV, Rajkumar M, Freitas H, (2011) Plant growth promoting rhizobacteria and endophytes accelerate phytoremediation of metalliferous soils. Biotechnol Adv 29(2):248–258
Mishra S, Srivastava S, Dwivedi S, Tripathi RD, (2013) Investigation of biochemical responses ofBacopa monnieri L. upon exposure to arsenate. Environ Toxicol 28:419–430
Mishra, J., Singh, R., & Arora, N. K. (2017). Alleviation of heavy metal stress in plants and remediation of soil by rhizosphere microorganisms. Frontiers in microbiology, 8, 1706.nontolerant ecotype of Silene vulgaris. Physiol Plant 1997; 101:477–82.
Mittler R (2002) Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci 7: 405-410.
Moameni, A. (2010). Geographical Distribution and Salinity Levels of Soil Resources of Iran. 24(3), 203-215. [in Persian]
Naseem H, Ahsan M, Shahid MA and Khan N (2018) Exopolysaccharides producing rhizobacteria and their role in plant growth and drought tolerance. Journal of Basic Microbiology 58, 1009–1022.
Olsen, S.R., Sommers, L.E., and Page, A.L. 1982. Methods of soil analysis. Part 2. Chemical andmicrobiological properties of Phosphorus. ASA Monograph, (9); 403-430.
Page, A.L., Miller, R.H., and Keeney, D.R. 1982. Method of soil analysis. Part 2. Chemical and Microbiological Properties. American Society of Agronomy. In Soil Science Society of America, Vol. 1159.
Parida A, Das AB, Mittra B (2004) Effects of salt on growth, ion accumulation, photosynthesis and leaf anatomy of the mangrove, Bruguiera parviflora. Trees Struct Funct 18: 167-174.
Parvez, S., Abbas, G., Shahid, M., Amjad, M., Hussain, M., Asad, S.A., Imran, M., Naeem, M.A., (2020). Effect of salinity on physiological, biochemical and photostabilizing attributes of two genotypes of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) exposed to arsenic stress. Ecotoxicol. Environ. Saf.
Patten, C. L., & Glick, B. R. (2002). Role of Pseudomonas putida indoleacetic acid in development of the host plant root system. Applied and environmental microbiology, 68(8), 3795-3801.
Qadir, M., Quille´rou, E., Nangia, V., Murtaza, G., Singh, M., Thomas, R.J., et al.,
(2014). Economics of salt-induced land degradation and restoration. Nat. Resour.
Forum 38, 282295.
Richards, L.A. 1954. Diagnosis and improvement of saline and alkali soils. In: L.A. Richards (ed.). U. S. Salinity Labroratory Staff, USDA Hand book NO. 60. Washangton, DC, USA, 160 P.
Safari, F., Akramian, M., Salehi-Arjmand, H., & Khadivi, A. (2019). Physiological and molecular mechanisms underlying salicylic acid-mitigated mercury toxicity in lemon balm (Melissa officinalis L.). Ecotoxicology and environmental safety, 183, 109542.
Schat, H., Sharma, S. S., & Vooijs, R. (1997). Heavy metal‐induced accumulation of free proline in a metal‐tolerant and a nontolerant ecotype of Silene vulgaris. Physiologia plantarum, 101(3), 477-482.
Selim, S., Abuelsoud, W., Al-Sanea, M. M., & AbdElgawad, H. (2021). Elevated CO2 differently suppresses the arsenic oxide nanoparticles-induced stress in C3 (Hordeum vulgare) and C4 (Zea maize) plants via altered homeostasis in metabolites specifically proline and anthocyanin metabolism. Plant Physiology and Biochemistry, 166, 235-245.
Shabbir, A., Abbas, G., Asad, S.A., Razzaq, H., Haq, M.A., Amjad, M., (2020). Effects of arsenite on physiological, biochemical and grain yield attributes of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.): implications for phytoremediation and health risk assessment. Int. J. Phytoremediation.
Shabbir, A., Saqib, M., Murtaza, G., Abbas, G., Imran, M., Rizwan, M., & Javeed, H. M. R. (2021). Biochar mitigates arsenic-induced human health risks and phytotoxicity in quinoa under saline conditions by modulating ionic and oxidative stress responses. Environmental Pollution, 287, 117348.
Shukla, P. R., Skeg, J., Buendia, E. C., Masson-Delmotte, V., Pörtner, H. O., Roberts, D. C., ... & Malley, J. (2019). Climate Change and Land: an IPCC special report on climate change, desertification, land degradation, sustainable land management, food security, and greenhouse gas fluxes in terrestrial ecosystems.
Srivastava, S., Srivastava, A.K., Singh, B., Suprasanna, P., D’souza, S.F., (2013). The effect
of arsenic on pigment composition and photosynthesis in Hydrilla verticillata. Biol.
Plant 1–6.
Talukdar T, Talukdar D, (2013), Response of antioxidative enzymes to arsenic induced phytotoxicity in leaves of amedicinal daisy, Wedelia chinensis Merrill. J Nat Sci Biol Med 4:383–388
Tamás, L., Mistrík, I., Alemayehu, A., Zelinová, V., Bočová, B., & Huttová, J. (2015). Salicylic acid alleviates cadmium-induced stress responses through the inhibition of Cd-induced auxin-mediated reactive oxygen species production in barley root tips. Journal of Plant Physiology, 173, 1-8.
Tian J, Peng XW, Li X, Sun YJ, Feng HM, Jiang ZP, (2014), Isolation and characterization of twobacteria with heavy metal resistance and phosphate solubilizing capability. Huan Jing Ke Xue35:2334–2340.
Ullrich-Eberius CI, Sanz A, Novacky AJ, (1989), Evaluation of arsenate- and vanadate-associatedchanges of electrical membrane potential and phosphate transport in Lemna gibba.Journal of Experimental Botany 40: 119-128.
Walkley, A. and Black, I.A. 1934. An examination of the Degtjareff method for determining soil organic matter, and a proposed modification of the chromic acid titration method.Soil Science, 37(1): 29-38.
Wang YP, Shi YJ, Wang H, Lin Q, Chen XC, Chen YX (2007) The influence of soil heavy metals pollution on soil microbial biomass,enzyme activity, and community composition near a copper smelter.Ecotoxicol Environ Saf 67:75–81.
Wang, Y. Y., Wang, Y., Li, G. Z., & Hao, L. (2019). Salicylic acid-altering Arabidopsis plant response to cadmium exposure: Underlying mechanisms affecting antioxidation and photosynthesis-related processes. Ecotoxicology and environmental safety, 169, 645-653.
Weil, R.R., Brady, N.C., (2016). The Nature and Properties of Soils, fifteenth ed. Pearson, Columbus, OH (Chapter 10).
Yin, Q. S., Yuan, X., Jiang, Y. G., Huang, L. L., Li, G. Z., & Hao, L.(2018). Salicylic acid-mediated alleviation in NO2 phytotoxicity correlated to increased expression levels of the genes related to photosynthesis and carbon metabolism in Arabidopsis. Environmental and Experimental Botany, 156, 141-150.
