مطالعه استریولوژیک اثر هیدروژل آلژینات – کیتوزان حاوی اریتروپویتین بر ضایع نخاع سینه ای T9 در موش صحرایی

الموضوعات : پاتوبیولوژی مقایسه ای

مهدی .غلامی ¹ , حسن گیلانپور ² , جواد صادقی نژاد ³

1 - گروه علوم پایه ، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران
2 - گروه علوم پایه ، دانشکده علوم تخصصی دامپزشکی، واحد علوم و تحقیقات دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران
3 - گروه علوم پایه، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تهران، تهران، ایران

تاريخ الإرسال : 09 الإثنين , صفر, 1444 تاريخ التأكيد : 09 الإثنين , صفر, 1444 تاريخ الإصدار : 19 الأحد , رجب, 1443

الکلمات المفتاحية: آسیب طناب نخاعی, استریولوژی, هیدروژل, آلژینات, کیتوزان, اریتروپویتین, بخش سینه ای نخاع,

ملخص المقالة :

آسیب طناب نخاعی (SCI) یک وضعیت عصبی ناتوان کننده است. در ابتدا با روش استریولوژی، حجم کلی نخاع سینه ای موش صحرایی سالم محاسبه شد. سپس حجم نخاع سینه ای در ناحیه T9 ، حجم ماده خاکستری، ماده سفید، واکوئل، اسکار و عملکرد حرکتی حیوان با تست BBB در موش ضایعه دیده، ارزیابی گردید. اریتروپویتین (EPO) از طریق فعال کردن مسیرهای پیامرسانی باعث محافظت از سلول ها در انواع بافت ها از جمله نخاع می شود. هدف از این مطالعه بررسی نقش هیدروژل کیتوزان آلژینات حاوی EPO بر آسیب طناب نخاعی می باشد. یافته های حاصل از تست BBB نشان داد استفاده از هیدروژل حاوی EPO پس از 20 روز می تواند عملکرد حرکتی حیوان را به شکل معناداری بهبود بخشد. تخمین های ناشی از مطالعات استریولوژیک ناحیه سینه ای نشان می دهد که حجم کل ماده خاکستری درناحیه سینه ای موش صحرایی میانگین 126.2886 میلی متر مکعب (mm3) و همچنین حجم کل ماده سفید در ناحیه سینه ای میانگین mm3 295.1914 می باشد. میانگین بدست آمده از شاخ پشتی در ناحیه سینه ای mm3 52.35028 و شاخ شکمی mm3 60.79638 می باشد و یا به عبارتی میانگین حجم کل نخاع سینه ای در موش صحرایی mm3 514.06 محاسبه گردید. در گروه های درمان شده با هیدروژل حاوی EPO ، میزان واکوئول و اسکار در بافت نخاع نسبت به گروه کنترل منفی به طور معناداری کاهش پیدا کرده است. هیدروژل حاوی 1000 واحد اریتروپویتین می تواند به طور قابل توجهی ترمیم بافت و ظاهر بافت شناسی نخاع را در محل آسیب بهبود بخشد.

المصادر:

1. Alizadeh A, Dyck SM, Karimi-Abdolrezaee S. Traumatic Spinal Cord Injury: An Overview of Pathophysiology, Models and Acute Injury Mechanisms. Front Neurol. 2019;10:282.


2. Jazayeri SB, Beygi S, Shokraneh F, Hagen EM, Rahimi-Movaghar V. Incidence of traumatic spinal cord injury worldwide: a systematic review. Eur Spine J. 2015;24(5):905-18.


3. Kang Y, Ding H, Zhou H, Wei Z, Liu L, Pan D, et al. Epidemiology of worldwide spinal cord injury: a literature review. Journal of Neurorestoratology. 2018;6(1):3.


4. Apuzzo ML. Pharmacological therapy after acute cervical spinal cord injury. Neurosurgery. 2002;50(3 Suppl):S63-S72.


5. Kaptanoglu E, Solaroglu I, Okutan O, Surucu HS, Akbiyik F, Beskonakli E. Erythropoietin exerts neuroprotection after acute spinal cord injury in rats: effect on lipid peroxidation and early ultrastructural findings. Neurosurgical review. 2004;27(2):113-20.


6. Marcos R, Monteiro RA, Rocha E. The use of design‐based stereology to evaluate volumes and numbers in the liver: a review with practical guidelines. Journal of anatomy. 2012;220(4):303-17.


7. Cho Y, Shi R, Borgens RB. Chitosan produces potent neuroprotection and physiological recovery following traumatic spinal cord injury. Journal of experimental biology. 2010;213(9):1513-20.


8. Yao Z-a, Chen F-j, Cui H-l, Lin T, Guo N, Wu H-g. Efficacy of chitosan and sodium alginate scaffolds for repair of spinal cord injury in rats. Neural regeneration research. 2018;13(3):502.


9. Prang P, Müller R, Eljaouhari A, Heckmann K, Kunz W, Weber T, et al. The promotion of oriented axonal regrowth in the injured spinal cord by alginate-based anisotropic capillary hydrogels. Biomaterials. 2006;27(19):3560-9.


10. Gholami M, Gilanpour H, Sadeghinezhad J, Asghari A. Facile fabrication of an erythropoietin-alginate/chitosan hydrogel and evaluation of its local therapeutic effects on spinal cord injury in rats. DARU Journal of Pharmaceutical Sciences. 2021;29(2):255-65.


11. Acar N, Karakasli A, Karaarslan A, Mas NN, Hapa O. The reliability of Cavalier’s principle of stereological method in determining volumes of enchondromas using the computerized tomography tools. Journal of Orthopaedic Surgery. 2017;25(1):2309499016684503.


12. Khodabandeh Z, Mehrabani D, Dehghani F, Gashmardi N, Erfanizadeh M, Zare S, et al. Spinal cord injury repair using mesenchymal stem cells derived from bone marrow in mice: A stereological study. Acta histochemica. 2021;123(5):151720.


13. Sadeghinezhad J, Nyengaard JR. Morphometry of cervical spinal cord in cat using design‐based stereology. Anatomia, Histologia, Embryologia. 2021;50(4):746-55.


14. Sadeghinezhad J, Zadsar N, Hasanzadeh B. Morphometric changes in the spinal cord during prenatal life: a stereological study in sheep. Anatomical Science International. 2018;93(2):269-76.


15. Zhang H, Fang X, Huang D, Luo Q, Zheng M, Wang K, et al. Erythropoietin signaling increases neurogenesis and oligodendrogenesis of endogenous neural stem cells following spinal cord injury both in vivo and in vitro. Molecular Medicine Reports. 2018;17(1):264-72.

16. Mofidi A, Bader A, Pavlica S. The use of erythropoietin and its derivatives to treat spinal cord injury. Mini Reviews in Medicinal Chemistry. 2011;11(9):763-70.


17. Costa DD, Beghi E, Carignano P, Pagliacci C, Faccioli F, Pupillo E, et al. Tolerability and efficacy of erythropoietin (EPO) treatment in traumatic spinal cord injury: a preliminary randomized comparative trial vs. methylprednisolone (MP). Neurological Sciences. 2015;36(9):1567-74.


18. Nekoui A, Tresierra VDCE, Abdolmohammadi S, Shedid D, Blaise G. Neuroprotective effect of erythropoietin in postoperation cervical spinal cord injury: case report and review. Anesthesiology and pain medicine. 2015;5(6).