اثر سطوح مختلف ریزجلبک نانوکلروپسیس (Nannochloropsis oculata) بر عملکرد رشد، فراسنجه‌های خونی و برخی فاکتورهای بیوشیمیایی سرم ماهی گورخری (Danio rerio)

الموضوعات :

شیما جعفری ¹ , کاوس نظری ² , محمد اخوان بهابادی ³ , سید پژمان حسینی شکرابی ⁴ , مهدی شمسایی ⁵

1 - گروه شیلات، دانشگاه آزد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات، تهران، ایران.
2 - موسسه تحقیقات علوم شیلاتی کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، تهران، ایران
3 - آزمایشگاه بیوتکنولوژی پروتئین دانشکده زیست شناسی دانشگاه تهران
4 - موسسه تحقیقات علوم شیلاتی کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی
5 - گروه آموزشی شیلات، دانشکده منایع طبیعی و محیط زیست، واحد علوم و تحقیقات تهران

تاريخ الإرسال : 25 الإثنين , ربيع الثاني, 1446 تاريخ التأكيد : 21 السبت , جمادى الأولى, 1446 تاريخ الإصدار : 17 الأحد , شعبان, 1446

الکلمات المفتاحية: نانوکلروپسیس اکولاتا, ماهی گورخری, شاخص رشد, خون شناسی, شاخص‌های بیوشیمیایی سرم,

ملخص المقالة :

مقدمه: یکی از راه‌های اصلی برای افزایش کیفیت خوراک مورد استفاده آبزیان، افزودن انواع ریزجلبک‌ها به عنوان مکمل غذایی به جیره‌های مصرفی می باشد.

 هدف: این مطالعه با هدف بررسی اثرات مکمل خوراکی ریزجلبک نانوکلروپسیس بر عملکرد رشد و بقا، برخی فراسنجه‌های خونی و پارامترهای شیمیایی سرم ماهی گورخری انجام شد.

 مواد و روش ها: تعداد 315 قطعه ماهی گورخری با وزن اولیه 02/0 ±25/0 گرم در یک طرح آزمایشی تصادفی شامل سه تیمار و 3 تکرار، در 9 آکواریوم تقسیم شدند. بدین منظور جیره‌های آزمایشی با مقادیر صفر (شاهد)، 5 (تیمار 1) و 10 (تیمار 2) درصد جلبک خشک آماده گردید و ماهیان به مدت 54 روز با این جیره ها تغذیه شدند.

نتایج: پس از پایان دوره پرورش، بیشترین مقدار وزن نهایی و افزایش وزن در تیمار 2 مشاهده شد که میزان آن نسبت به تیمار 1 و گروه شاهد دارای اختلاف معنی‌دار بود (05/0>p). همچنین بیش‌ترین نرخ رشد ویژه و کم ترین ضریب تبدیل غذایی نیز در تیمار 2 مشاهده شد. نتایج مربوط به پارامترهای خونی (شامل تعداد گلبول قرمز، تعداد گلبول سفید، شمارش افتراقی لکوسیت‌ها) در بین تیمارها فاقد اختلاف معنی‌دار بود (05/0<p). در بررسی پارامترهای بیوشیمیایی سرم، بیشترین و کمترین میزان پروتئین کل به ترتیب برای تیمار 2 و شاهد ثبت شد.

نتیجه گیری: نتایج این مطالعه نشان داد که افزودن 10 درصد جلبک نانوکلروپسیس اکولاتا به جیره ماهیان، سبب بهبود عملکرد رشد و پارامترهای بیوشیمیایی سرم در ماهیان گورخری می‌گردد.

المصادر:

1. Paterson S, Gómez-Cortés P, de la Fuente MA, Hernández-Ledesma B. Bioactivity and digestibility of microalgae Tetraselmis sp. and Nannochloropsis sp. as basis of their potential as novel functional foods. Nutrients. 2023; 15(2):477. doi.org/10.3390/nu15020477
2. Saadaoui I, Rasheed R, Aguilar A, Cherif M, Al Jabri H, Sayadi S, Manning SR. Microalgal-based feed: promising alternative feedstocks for livestock and poultry production. Journal of Animal Science and Biotechnology. 2021; 12(1):76. doi.org/10.1186/s40104-021-00593-z
3. El-Sayed M, El-Azzazi F, Khalil H, El-Gayar M. Using marine algae (Nannochloropsis oculata) as natural feed additives to improve reproductive performance in rabbits. Journal of Animal, Poultry & Fish Production. 2022; 11:15–23. doi.org/10.21608/japfp.2022.284089.
4. Mohammadi M, Kazeroni N, Baboli MJ. Fatty acid composition of the marine micro alga Tetraselmis chuii Butcher in response to culture conditions. J. Algal. Biomass Utln. 2015; 6:49-55.
5. Rodolfi L, Zittelli GC, Barsanti L, Rosati G, Tredici MR. Growth medium recycling in Nannochloropsis sp. mass cultivation. Biomolecular engineering, 2003; 20(4-6):243-248. doi.org/10.1016/S1389-0344(03)00063-7
6. Lubián LM, Olimpio M, Ignacio MG, Huertas IE, Sobrino C, Manuel Gonzálezdel V, Griselda P. Nannochloropsis (Eustigmatophyceae) as source of commercially valuable pigments. Journal of Applied Phycology. 2000; 12(10): 249-255. doi.org/10.1023/A:1008170915932
7. Rebolloso-Fuentes MM, Navarro-Pérez A, García-Camacho F, Ramos-Miras JJ, Guil-Guerrero JL. Biomass nutrient profiles of the microalga Nannochloropsis. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2001; 49(6):2966-2972. doi.org/10.1021/jf0010376
8. Durmaz Y. Vitamin E (α-tocopherol) production by the marine microalgae Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) in nitrogen limitation. Aquaculture. 2007; 272(1-4):717-722. doi.org/10.1016/j.aquaculture.2007.07.213
9. FDA, US Food and Drug Administration New Dietary Ingredient Notification Report #826, 2015
10. Derner RB, Ohse S, Villela M, Carvalho SMD, Fett R. Microalgas, produtos e aplicações. Ciência Rura. 2006; 36:1959-1967. doi.org/10.1590/S0103-84782006000600050
11. Colla LM, Furlong EB, Costa JAV. Antioxidant properties of Spirulina (Arthospira) platensis cultivated under different temperatures and nitrogen regimes. Brazilian archives of biology and technology. 2007; 50:161-167. doi.org/10.1590/S1516-89132007000100020
12. Ayala MD, Balsalobre N, Chaves-Pozo E, Sáez MI, Galafat A, Alarcón FJ, Martínez TF, Arizcun M. Long-Term Effects of a Short Juvenile Feeding Period with Diets Enriched with the Microalgae Nannochloropsis gaditana on the Subsequent Body and Muscle Growth of Gilthead Seabream, Sparus aurata L. Animals. 2023; 13(3):482. doi.org/10.3390/ani13030482
13. Yang JL, Chen HC. Effects of gallium on common carp (Cyprinus carpio): acute test, serum biochemistry, and erythrocyte morphology. Chemosphere. 2003; 53(8):877-882. doi.org/10.1016/S0045-6535(03)00657-X
14. Patriche T, Patriche N, Tenciu M. Cyprinids total blood proteins determination. Scientific Papers Animal Science and Biotechnologies. 2009; 42(2):95-95.
15. Ponsen S, Narkkong NA, Pamok S, Aengwanich W. Comparative hematological values, morphometric and morphological observation of the blood cell in capture and culture Asian Eel, Monopterus albus (Zuiew). American Journal of Animal and Veterinary Science. 2009; 4(2):32-36.
16. Simanjuntak SBI, Indarmawan I, Wibowo ES. Impact of fed containing different levels of diets supplementation Spirulina platensis on growth, haematological, body composition and biochemical parameters, of Gurami (Osphronemus gouramy). Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 2018; 18(5):681-690. doi.org/10.4194/1303-2712-v18_5_04
17. Abdelghany MF, El-Sawy HB, Abd El-hameed S., Khames MK, Abdel-Latif HM, Naiel MA. Effects of dietary Nannochloropsis oculata on growth performance, serum biochemical parameters, immune responses, and resistance against Aeromonas veronii challenge in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Fish & shellfish immunology. 2020; 107:277-288. doi.org/10.1016/j.fsi.2020.10.015
18. Ahmadifar E, Takami GA, Sudagar M. Growth performance, survival and immunostimulation, of Beluga (Huso huso) juvenile following dietary administration of alginic acid (ergosan). Pakistan Journal of Nutrition. 2009; 8(3):227-232. doi.org/ 10.3923/pjn.2009.227.232
19. Mohammed B, Elzubeir AM, Elmahdi T. Assessment the Effect of Omega-3 Fatty Acid Supplementation in Sudanese patients with Sickle Cell Anemia; Khartoum, Sudan. International Journal of Multidisciplinary and Current Research. 2014; 7:133-138.
20. Carneiro WF, Castro TFD, Orlando TM, Meurer F, de Jesus Paula DA, Virote BDCR, Vianna ARDCB, Murgas LDS. Replacing fish meal by Chlorella sp. meal: effects on zebrafish growth, reproductive performance, biochemical parameters and digestive enzymes. Aquaculture. 2020; 528:735612. doi.org/10.1016/j.aquaculture.2020.735612
21. KGbadamosi O, Lupatsch I. Effets of dietary Nannochloropsis salina on the nutritional performance and fatty acid profile of Nile tilapia, Oreochromis niloticus. Algal Research. 2018; 33:48-54. doi.org/10.1016/j.algal.2018.04.030
22. Zahran E, Elbahnaswy S, Ahmed F, Ibrahim I, AKhaled A, AEldessouki E. Nutritional and immunological evaluation of Nannochloropsis oculate as apotential Nile tilapia-aquafeed supplement. BMC Veterinary Research. 2023; 19(1):65-83. doi.org/10.1186/s12917-023-03618-z
23. Spence R, Gerlach G, Lawrence C, Smith C. The behavior and ecology of the Zebrafish, Danio rerio. Biological Rev. 2008; 83 (1): 13-34. doi.org/10.1111/j.1469-185X.2007.00030.x
24. Asaoka Y, Terai S, Sakaida I, Nishina H. The expanding role of fish models in understanding non-alcoholic fatty liver disease. Disease models & mechanisms. 2013; 6(4):905-914. doi.org/10.1242/dmm.016022
25. Engeszer RE, Patterson LB, Rao AA, Parichy DM. Zebrafish in the wild: a review of natural history and new notes from the field. Zebrafish. 2007; 4(1):21-40. doi.org/10.1089/zeb.2006.9997
26. Wang S, Miller SR, Ober EA, Sadler KC. Making it new again: insight into liver development, regeneration, and disease from zebrafish research. Current topics in developmental biology. 2017; 124:161-195. doi.org/10.1016/bs.ctdb.2016.11.012
27. Salmi TM, Tan VW, Cox AG. Dissecting metabolism using zebrafish models of disease. Biochemical Society Transactions. 2019; 47(1):305-315. doi.org/10.1042/BST20180335
28. Guillard RR, Ryther JH. Studies of marine planktonic diatoms: I. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran. Canadian journal of microbiology. 1962; 8(2):229-239. doi.org/10.1139/m62-029
29. Knuckey RM, Brown MR, Robert R, Frampton DM. Production of microalgal concentrates by flocculation and their assessment as aquaculture feeds. Aquacultural Engineering. 2006; 35(3):300-313. doi.org/10.1016/j.aquaeng.2006.04.001
30. Murtha JM, Keller ET. Characterization of the heat shock response in mature zebrafish (Danio rerio). Jornal of Sciencedirect. 2003; 38(6):683 -691. doi.org/10.1016/S0531-5565(03)00067-6
31. Wallace CK, Bright LA, Marx JO, Andersen RP, Mullins MC, Carty AJ. Effectiveness of rapid cooling as a method of euthanasia for young zebrafish (Danio rerio). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 2018; 57(1):58-63.
32. Babaei F, Ramalingam R, Tavendale A, Liang Y, Yan LSK, Ajuh P, Cheng SH, Lam YW. Novel blood collection method allows plasma proteome analysis from single zebrafish. Journal of proteome research. 2013; 12(4):1580-1590. doi.org/10.1021/pr3009226
33. Bullis RA. Clinical pathology of temperate freshwater and estuarine fishes. fish medicine. WB Sanders Co., Philadelphia;1993: 232-239.
34. Brown BA. Hematology: principles and procedures. Philadelphia: Lea and Febiger; 1993.
35. Blaxhall PC, Daisley KW. Routine hematological methods for use with fish blood. Journal of Fish Biology. 1973; 5(6): 771 –781. doi.org/10.1111/j.1095-8649.1973.tb04510.x
36. Burtis CA, Ashwood ER. Tietz textbook of clinical chemistry. Philadelphia, 1999:1654-5.
37. Doumas BT, Watson WA, Biggs HG. Albumin standards and the measurement of serum albumin with bromcresol green. Clinica chimica acta. 1971; 31(1):87-96. doi.org/10.1016/0009-8981(71)90365-2
38. Lara-Flores M, Olvera-Novoa MA, Guzmán-Méndez BE, López-Madrid W. Use of the bacteria Streptococcus faecium and Lactobacillus acidophilus, and the yeast Saccharomyces cerevisiae as growth promoters in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture. 2003; 216(1-4):193-201. doi.org/10.1016/S0044-8486(02)00277-6
39. Zarif Manesh T, Zoreih Zahra S. (2012). Sustainable development, Persistent Future. The first national conference of solutions for access to Sustainable development in deferent sections of agriculture, natural resources and environment. March 2012, Tehran, Iran.
40. Priyadarshani I, Rath B. Commercial and industrial applications of micro algae–A review. Journal of Algal Biomass Utilization. 2012; 3(4):89-100.
41. Chen HL, Li SS, Huang R, Tsai HJ. Conditional production of a functional fish growth hormone in the transgenic line of nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) 1. Journal of Phycology. 2008; 44(3):768-776. doi.org/10.1111/j.1529-8817.2008.00508.x
42. Wang Q, Feng Y, Lu Y, Xin Y, Shen C, Wei L, Liu Y, Lv N, Du X, Zhu W, Jeong BR. Manipulating fatty-acid profile at unit chain-length resolution in the model industrial oleaginous microalgae Nannochloropsis. Metabolic Engineering. 2021; 66:157-166. doi.org/10.1016/j.ymben.2021.03.015
43. Yadav AK, Rossi Jr W, Habte-Tsion HM, Kumar V. Impacts of dietary eicosapentaenoic acid (EPA) and docosahexaenoic acid (DHA) level and ratio on the growth, fatty acids composition and hepatic-antioxidant status of largemouth bass (Micropterus salmoides). Aquaculture. 2020; 529:735683. doi.org/10.1016/j.aquaculture.2020.735683
44. Qiao H, Hu D, Ma J, Wang X, Wu H, Wang J. Feeding effects of the microalga Nannochloropsis sp. on juvenile turbot (Scophthalmus maximus L.). Algal Research. 2019; 41:101540. doi.org/10.1016/j.algal.2019.101540
45. El-Dahhar AA, Salama ME, Moustafa YT, Elmorshedy EM. Effect of using algae (Nannochloropsis Oculata) in grey mullet (Liza Ramada) larval diets on growth performance and feed utilization. Arabian Aquaculture society. 2014; 374(3354):1-14.
46. Naraghi M, Shamsaeie Mehrgan M, Rajabi Islami H, Hosseini Shekarabi SP. Effect of dietary supplementation of Nannochloropsis oculata powder on some hematological indices of rainbow trout fingerling. Iranian Scientific Fisheries Journal. 2018; 27(6):105-113. doi.org/10.22092/ISFJ.2019.118400
47. Wiegertjes GF, Stet RM, Parmentier HK, van Muiswinkel WB. Immunogenetics of disease resistance in fish: a comparative approach. Developmental & Comparative Immunology. 1996; 20(6):365-381. doi.org/10.1016/S0145-305X(96)00032-8
48. Schulze PS, Pereira HG, Santos TF, Schueler L, Guerra R, Barreira LA, Perales JA, Varela JC. Effect of light quality supplied by light emitting diodes (LEDs) on growth and biochemical profiles of Nannochloropsis oculata and Tetraselmis chuii. Algal research. 2016; 16:387-398. doi.org/10.1016/j.algal.2016.03.034
49. Abbas N, El-shafei R, Zahran E, Amer M. Some pharmacological studies on Chlorella vulgaris in tilapia fish. Kafrelsheikh Veterinary Medical Journal. 2020; 18(1):6-9. doi.org/10.21608/kvmj.2020.109063