تاثیر قند مالتوز برالگوی حرکتی اسپرم اپیدیدیمی گاومیش رودخانه ای ( بوبالوس بوبالیس) پس از مرگ
الموضوعات :
مجتبی دولت پناه
1
(گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، واحد ارومیه ، دانشگاه آزاد اسلامی، ارومیه ، ایران )
کیوان عبدی
2
(گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، واحد ارومیه ، دانشگاه آزاد اسلامی، ارومیه ، ایران )
الکلمات المفتاحية: اپیدیدیم, مالتوز, اسپرم, گاومیش,
ملخص المقالة :
قند دی ساکارید مالتوز طی فرایند قندکافت به دو مولکول گلوکز تبدیل و انرژی لازم برای تحرک اسپرم را فراهم می سازد. برای ارزیابی تاثیر مالتوز بر الگوی حرکتی اسپرم اپیدیدیم گاومیش، پس از کشتار صنعتی مرسوم، ده جفت بیضه گاومیش نر بالغ داخل یونولیت با دمای 5 الی 8 درجه سلسیوس به آزمایشگاه منتقل گردید. پس از تثبیت دم اپیدیدیم بین دو انگشت، در مناطق فاقد مویرگ خونی، چندین برش انجام شد. پس از استخراج مایع شیری رنگ غنی از اسپرم، این مایع به اپندورف های حاوی محیط کشت سلول با ده درصد آلبومین سرم گاوی منتقل گردید. پنج سطح قند مالتوز (1، 3، 5، 10 و 15 میلی مول) به یک میلی لیتر محیط کشت با 30 الی 40 میلیون اسپرم و 10 درصد آلبومین سرم گاوی منتقل و در دمای 37 درجه سلسیوس به مدت 24 ساعت انکوبه گردید. الگوی حرکتی اسپرم در زمان های 1، 6، 12 و 24 ساعت توسط سیستم آنالیز رایانه ای (کاسا)، ارزیابی شد. آنالیز آماری نشان داد که داده های کاسا مثل درصد حرکت سریع پیش رونده، حرکت پیش رونده، زنده مانی، شاخص های سرعت بر حسب میکرو متر در ثانیه مثل سرعت خط مستقیم، سرعت مسیر منحنی، متوسط سرعت مسیر حرکت ، دامنۀ حرکت اسپرم (بر حسب میکرومتر) در ساعت 24 و در گروه مالتوز از شاهد بیشتر بود (0/05>p). در بیان نتیجه گیری کلی مالتوز اثر مفید بر تحرک اسپرم اپیدیدیم گاومیش رودخانه ای دارد و ممکن است به عنوان منبع انرژی برای تحرک اسپرم باشد.
[1] Storey BT. Mammalian sperm metabolism: oxygen and sugar, friend and foe. International Journal of Developmental Biology. 2008; 52(5): 427. doi:10.1387/ijdb.072522bs.
[2] Williams AC, Ford WCL. The role of glucose in supporting motility and capacitation in human spermatozoa. Journal of andrology. 2001; 22(4): 680-95.
doi:10.1002/j.1939-4640.2001.tb02229.x
[3] Yildiz C, Kaya A, Aksoy M, Tekeli T. Influence of sugar supplementation of the extender on motility, viability and acrosomal integrity of dog spermatozoa during freezing. Theriogenology, 2000; 54(4): 579-85.
doi:10.1016/s0093-691x(00)00373-3.
[4] Stanishevskaya O, Silyukova Y, Pleshanov N, Kurochkin A. Role of mono-and disaccharide combination in cryoprotective medium for rooster semen to ensure cryoresistance of spermatozoa. Molecules. 2021; 26(19): 5920.
doi:10.3390/molecules26195920
[5] Salinas S, Letwichaikul T, Khunkaew C, Boonyayatra S, Siringarm K, Chuammitri P. et al. Freezability biomarkers in the epididymal spermatozoa of swamp buffalo. Cryobiology. 2022; 106: 39-47.
doi:10.1016/j.cryobiol.2022.04.005
[6] Golshahi K, Aramli MS, Nazari RM, Habibi E. Disaccharide supplementation of extenders is an effective means of improving the cryopreservation of semen in sturgeon. Aquaculture, 2018; 486: 261-5.
doi:10.1016/j.aquaculture.2017.12.045
[7] Arshadi N, Abdy K. The effects of Xylose monosaccharide on Water Buffalo (Bubalus bubalis) epididymal sperm kinetic parameters at 37˚ C. Journal of Basic and Clinical Veterinary Medicine. 2023; 4(1): 1-11.
doi: 10.30495/jbcvm.2023.1979108.1037
[8] Indhu MS, Ramamoorthy M, Pandey S, Mathesh K, Mahawar M, Sarkar M, Ghosh KS. et al. Improved quality and fertilizability of cryopreserved buffalo spermatozoa with the supplementation of methionine sulfoxide reductase A. Andrology. 2021; 9(6): 1943-57. doi:10.1111/andr.13080
[9] Dziekońska A, Niedźwiecka E, Niklewska ME, Koziorowska-Gilun M, Kordan W. Viability longevity and quality of epididymal sperm stored in the liquid state of European red deer (Cervus elaphus elaphus). Animal Reproduction Science. 2020; 213: 106269. doi:10.1016/j.anireprosci.2019.106269
[10] Miró J, Morato R, Vilagran I, Taberner E, Bonet S, Yeste M. Preservation of epididymal stallion sperm in liquid and frozen states: effects of seminal plasma on sperm function and fertility. Journal of Equine Veterinary Science. 2020; 88: 102940. doi:10.1016/j.jevs.2020.102940
[11] van der Horst G. Computer Aided Sperm Analysis (CASA) in domestic animals: Current status, three D tracking and flagellar analysis. Animal Reproduction Science. 2020; 220: 106350.
doi:10.1016/j.anireprosci.2020.106350
[12] Boe-Hansen GB, Satake N. An update on boar semen assessments by flow cytometry and CASA. Theriogenology. 2019; 137: 93-103.
doi:10.1016/j.theriogenology.2019.05.043
[13] Giaretta E, Munerato M, Yeste M, Galeati G, Spinaci M, Tamanini C. et al. Implementing an open-access CASA software for the assessment of stallion sperm motility: Relationship with other sperm quality parameters. Animal Reproduction Science, 2017; 176(Supplement C): 11-19. doi:10.1016/j.anireprosci.2016.11.003
[14] Rurangwa E, Kime DE, Ollevier F, Nash JP. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture, 2004; 234(1–4):1-28.
doi:10.1016/j.aquaculture.2003.12.006
[15] Fréour T, Jean M, Mirallie S, Dubourdeuo S, Barriere P. Computer-Assisted Sperm Analysis (CASA) parameters and their evolution during preparation as predictors of pregnancy in intrauterine insemination with frozen-thawed donor semen cycles. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology. 2010; 149(2): 186-9. doi:10.1016/j.ejogrb.2009.12.029
[16] Sheth A, Rao SS. Purification and properties of human seminal maltase. Reproduction. 1962; 4(3): 267-76.
[17] Amaral A. Energy metabolism in mammalian sperm motility. WIREs Mechanisms of Disease. 2022; 14(5): e1569.doi:10.1002/wsbm.1569
[18] Wattimena J, Parera F, Veerman M. Effect of maltose concentration in Tris dilution on epididymal spermatozoa quality of Bali bull preserved at 5°C. Journal of the Indonesian Tropical Animal Agriculture. 2009; 34(4): 272-8. doi:10.14710/jitaa.34.4.272-278
[19] Malo C, Gil L, Gonzalez N, Martínez F, Cano R, de Blas I. et al. Anti-oxidant supplementation improves boar sperm characteristics and fertility after cryopreservation: Comparison between cysteine and rosemary (Rosmarinus officinalis). Cryobiology. 2010; 61(1):142-7. doi:10.1016/j.cryobiol.2010.06.009
[20] Lapwood K, Martin I. The use of monosaccharides, disaccharides, and trisaccharides in synthetic diluents for the storage of ram spermatozoa at 37°C and 5°C. Australian Journal of Biological Sciences, 1966; 19(4): 655-72. doi:10.1071/BI9660655
