غربالگری و شناسایی مولکولی آکتینومیست‌‌های تولیدکننده بیوسورفکتانت با خواص ضدمیکروبی و مهار بیوفیلم برعلیه باکتریهای بیماریزا
محورهای موضوعی : میکروب شناسی
سید سهیل آقائی
1
,
فاطمه طالبی دارابی
2
,
سید علی رضایی
3
1 - دانشیار، گروه میکروبیولوژی، واحد قم، دانشگاه آزاد اسلامی، قم، ایران
2 - کارشناسی ارشد، گروه میکروبیولوژی، واحد قم، دانشگاه آزاد اسلامی، قم، ایران.
3 - مربی، گروه میکروبیولوژی، واحد قم، دانشگاه آزاد اسلامی، قم، ایران
کلید واژه: ضد میکروبی, ضد بیوفیلم, آکتینومیست‌‌ها, بیوسورفکتانت, باکتریهای بیماریزا.,
چکیده مقاله :
هدف: هدف پژوهش حاضر جداسازی و شناسایی مولکولی آکتینوباکتری‌های بومی تولیدکننده بیوسورفکتانت دارای فعالیت ضد میکروبی و ضد بیوفیلم برعلیه برخی از باکتریهای بیماریزا بود.
مواد و روش‌ها: غربالگری اولیه براساس تست پراکندگی نفت انجام شده و برترین جدایه انتخاب گردید. حلال اتیل استات برای استخراج استفاده شد. خصوصیات ضد میکروبی و ضد بیوفیلمی به ترتیب با استفاده از روش انتشار چاهک در آگار و میکروپلیت 96 چاهکی ارزیابی شد. برای آنالیز بیوسورفکتانت از تکنیک‌های FTIR و GC-MS استفاده شد. نهایتاً جدایه برتر با استفاده از روش مولکولی PCR شناسایی گردید.
یافته‌‌ها: بیوسورفکتانت جدایه برتر بیشترین و کمترین اثر ضد میکروبی را در تراکم‌های 4/0 و 3/0 میلی‌‌گرم/ میلی‌‌لیتر به ترتیب بر علیه باکتریهای سودوموناس ائروژینوزا و استافیلوکوکوس اورئوس نشان دادند. بیشترین و کمترین اثر ضد بیوفیلمی بر علیه باکتریهای اشرشیاکلی و سودوموناس ائروژینوزا در تراکم‌های 2 میلی‌‌گرم/ میلی‌‌لیتر مشاهده شد. آنالیز ساختاری بیوسورفکتانت با FTIR و GC-MS ساختار حلقه آمینو اسیدی با زنجیره‌ای از اسیدهای چرب و از نوع لیپوپپتید را تایید کرد. جدایه منتخب به جنس استرپتومایسس و گونه B1AY با 95 درصد تشابه داشت.
نتیجه‌گیری: جدایه بومی استرپتومیست توانایی قابل ملاحظه‌ای در تولید بیوسورفکتانت با اثرات ضدمیکروبی و ضدبیوفیلمی بر علیه باکتریهای بیماریزا ازجمله سودوموناس ائروژینوزا و استافیلوکوکوس اورئوس و اشرشیا کلی داشته و می‌تواند در زمینه بیوتکنولوژی دارویی استفاده شود.
Purpose: The purpose of the present study was to isolate and identify molecularly native actinobacteria that produce biosurfactant with antimicrobial and anti-biofilm activity against some pathogenic bacteria.
Materials and methods: initial screening was done based on oil dispersion test and the best isolate was selected. Ethyl acetate solvent was used for extraction. Antimicrobial and anti-biofilm properties were evaluated using the well diffusion method in agar
and 96-well microplate, respectively. FTIR and GC-MS techniques were used for biosurfactant analysis. Finally, the superior isolate was identified using the molecular PCR method.
Findings: Biosurfactant of the superior isolate showed the highest and lowest antimicrobial effect at concentrations of 0.4 and 0.3 mg/ml against Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus, respectively. The highest and lowest anti-biofilm effects against Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa bacteria were observed at concentrations of 2 mg/ml. Structural analysis of biosurfactant with FTIR and GC-MS confirmed the structure of amino acid ring with chain of fatty acids and lipopeptide type. The selected isolate was 95% similar to Streptomyces genus and B1AY species.
Conclusion: The local isolate of Streptomyces has a remarkable ability to produce biosurfactant with antimicrobial and anti-biofilm effects against pathogenic bacteria such as Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus and Escherichia coli and can be used in the field of pharmaceutical biotechnology.
1. Sobrinho HB, Luna JM, Rufino RD, Porto AL & Sarubbo LA. Biosurfactants: classification, properties and environmental applications. Recent developments in biotechnology. 2013; 11(14): 1-29.
2. Gudiña EJ, Teixeira JA & Rodrigues LR. Biosurfactants produced by marine microorganisms with therapeutic applications. Marine drugs. 2016; 14(2): 38.
3. Santos DK, Rufino RD, Luna JM, Santos VA & Sarubbo LA. Biosurfactants: multifunctional biomolecules of the 21st century. International journal of molecular sciences. 2016; 17(3): 401.
4. Flemming HC & Wuertz S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 2019; 17(4): 247-260.
5. Galie S, García-Gutiérrez C, Miguélez EM, Villar CJ & Lombó F. Biofilms in the food industry: health aspects and control methods. Frontiers in microbiology. 2018; 9: 898.
6. Percival SL, Suleman L, Vuotto C & Donelli G. Healthcare-associated infections, medical devices and biofilms: risk, tolerance and control. Journal of medical microbiology. 2015; 64(4): 323-34.
7. Ciofu O & Tolker-Nielsen T. Tolerance and resistance of Pseudomonas aeruginosa biofilms to antimicrobial agents—how P. aeruginosa can escape antibiotics. Frontiers in microbiology. 2019; 10: 913.
8. Coughlan LM, Cotter PD, Hill C & Alvarez-Ordóñez A. New weapons to fight old enemies: novel strategies for the (bio) control of bacterial biofilms in the food industry. Frontiers in microbiology. 2016; 7: 1641.
9. van Dissel D, Claessen D & van Wezel GP. Morphogenesis of Streptomyces in submerged cultures. Advances in applied microbiology. 2014; 89: 1-45.
10. Deepika TL & Kannabiran K. A report on antidermatophytic activity of Actinomycetes isolated from Ennore coast of Chennai, Tamil Nadu, India. Int J Integrat Biol. 2009; 6(3): 132-6.
11. Sujatha J, Suriya P & Rajeshkumar S. Biosynthesis and Characterization of silver Nanoparticles by Actinomycetes isolated from Agriculture field and its application on antimicrobial activity. Research Journal of Pharmacy and Technology. 2017; 10(6): 1963-8.
12. Ranjani A, Gopinath PM, Rajesh K, Dhanasekaran D & Priyadharsini P. Diversity of silver nanoparticle synthesizing Actinobacteria isolated from marine soil, Tamil Nadu, India. Arabian Journal for Science and Engineering. 2016; 41: 25-32.
13. Yousefi Z, Aghaei S, Morovvati A & Zolfaghari MR. Isolation, Molecular Identification, and Phylogenetic Analysis of Antimicrobial Agents Producing Actinomycetes in Farming Saline Soils of Qom City (Iran). Qom University of Medical Sciences Journal. 2019; 13(3): 63-73. [in persian]
14. Alav I, Sutton JM & Rahman KM. Role of bacterial efflux pumps in biofilm formation. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 2018; 73(8): 2003-20.
15. Kumar CG, Mamidyala SK, Das B, Sridhar B, Devi GS & Karuna MS. Synthesis of biosurfactant-based silver nanoparticles with purified rhamnolipids isolated from Pseudomonas aeruginosa BS-161R. Journal of microbiology and biotechnology. 2010; 20(7): 1061-8.
16. Silva VO, Soares LO, Silva Junior A, Mantovani HC, Chang YF & Moreira MA. Biofilm formation on biotic and abiotic surfaces in the presence of antimicrobials by Escherichia coli isolates from cases of bovine mastitis. Applied and environmental microbiology. 2014; 80(19): 6136-45.
17. Javadi A, Pourmand MR, Hamedi J, Gharebaghi F, Baseri Z, Morovvati A, Mohammadzadeh R & Eshraghi SS. Evaluation of anti-biofilm potential of biosurfactant extracted from Nocardia species. Folia Medica. 2021; 63(3): 392-9. [in persian]
18. Botshekan F, Aghaei S & Haghighi N. Studying the anti-adhesion and anti-biofilm properties of biosurfactant production by native isolates of Rhodococcus on pathogenic bacteria. 2019. [in persian]
19. Arifiyanto A, Surtiningsih T, Agustina D & Alami NH. Antimicrobial activity of biosurfactants produced by Actinomycetes isolated from rhizosphere of Sidoarjo mud region. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology. 2020; 24: 101513.
20. George S & Jayachandran K. Biosurfactants from processed wastes. Waste to Wealth. 2018: 45-58.