افزایش رشد کالوس در گیاه زینتی شیپوری (Zantedeschia 'Sun Club') با کاربرد فیپکسید، زغال فعال و اسید اسکوربیک در کشت درون شیشه‌ای
محورهای موضوعی : مجله گیاهان زینتیحسن عابدینی 1 , پژمان آزادی 2 * , محمد حسین عظیمی 3 * , سپیده کلاته جاری 4 , اعظم برزویی 5
1 - دانشجوی دکتری، گروه باغبانی، واحد علوم و تحقیقات، دانشگاه آزاد اسلامی، تهران، ایران
2 - بخش تحقیقات مهندسی ژنتیک و ایمنی زیستی، پژوهشگاه بیوتکنولوژی کشاورزی، سازمان تحقیقات آموزش و ترویج کشاورزی، کرج ایران
3 - گروه ژنتیک و اصلاح ایستگاه ملی تحقیقات گل و گیاهان زینتی، مرکز تحقیقات علوم باغبانی، سازمان تحقیقات آموزش و ترویج، محلات اراک
4 - گروه علوم باغبانی و زراعی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات، تهران، ایران
5 - پژوهشکده ی تحقیقات کشاورزی، پزشکی و صنعتی، پژوهشگاه علوم و فنون هسته ای، کرج
کلید واژه: رشد کالوس, ژئوفیت, گیاه زینتی, گیاه گلدانی, کشت بافت گیاهی,
چکیده مقاله :
گل شیپوری گلدانی (Zantedeschia spp.) یک گیاه زینتی محبوب در بازار جهانی گل و گیاهان زینتی است. مهمترین مشکل شیپوری در شرایط درون شیشه‌ای برای تولید به روش اندام‌زایی غیرمستقیم، تولید کالوس، ماندگاری و رشد کم کالوس به دلیل ترکیبات فنلی و آلکالوئیدی موجود است. بر همین اساس، آزمایشی برای بررسی اثر فیپکسید در مقایسه با زغال فعال و اسید آسکوربیک در محیط کشت برای بهبود کیفیت کالوس شیپوری گلدانی (Zantedeschia 'Sun Club') انجام شد. فیپکسید یک از ترکیبات شیمیایی مورد استفاده در صنعت داروسازی بود که اخیراً برای شرایط درون شیشه‌ای در محیط کشت برای بهبود کیفیت مراحل مختلف رشد گیاه استفاده شد. این آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی شامل فیپکسید در غلظت‌های 0، 15 و 30 میکرومول بر لیتر، زغال فعال (0 و 1 گرم بر لیتر) و اسید اسکوربیک در غلظت‌های 0 و 2 گرم بر لیتر، شامل 12 تیمار، 3 تکرار، 12 نمونه برای هر تیمار و در مجموعه با 192 نمونه کالوس اجرا شد. در این تحقیق قطر کالوس، وزن تر کالوس، شاخص رشد کالوس و درصد کالوس‌های سالم ارزیابی شد. نتایج نشان داد که تیمار فیپکسید به ویژه در غلظت 15 میکرومول بر لیتر با زغال فعال بیشترین تأثیر را بر صفات مورد بررسی مانند قطر کالوس (98/15 میلی متر)، درصد کالوس سالم (90 درصد) در مقایسه با نمونه‌های شاهد (به ترتیب با میانگین 36/7 میلی‌متر و 54 درصد) داشت. در مجموع فیپکسید با اثر گذاری بیشتر در این آزمایش، می‌تواند به عنوان یک ماده موثر و جایگزین در محیط رشد کالوس برای افزایش کیفیت و عملکرد در شرایط درون شیشه‌ای استفاده شود.
The potted calla lily (Zantedeschia spp.) is a popular ornamental plant in the global flower market. The most important problem of calla lily in indirect organogenesis is callus production, low durability and growth of callus due to the phenolic and alkaloidal compounds present. For this purpose, an experiment was conducted to investigate the effect of fipexide (FPX) compared with activated charcoal and ascorbic acid in the culture medium to improve the quality of the callus of the potted calla lily (Zantedeschia ‘Sun Club’). FPX is one of the chemical compounds used in the pharmaceutical industry. Recently, for in vitro conditions FPX was used in the culture media to improve the quality of different stages of plant growth. A factorial experiment in the form of a completely randomized design including FPX at concentrations of 0, 15 and 30 μmol L-1, activated charcoal (0 and 1 g L-1) and ascorbic acid at concentrations of 0 and 2 g L-1, including 12 treatments, 3 replications, 12 samples for each treatment and in the collection with 192 callus samples were implemented. In this research, callus diameter, callus fresh weight, callus growth index and healthy callus percentage were evaluated. The results showed that, FPX treatment, especially at a concentration of 15 μmol L-1 with activated charcoal, had the greatest effect on the examined traits such as callus diameter (15.98 mm), healthy callus percentage (90%) compared to the control samples (with an average of 7.36 mm and 54 % respectively). Totally, FPX can be used as an effective and alternative compound in the callus growth medium to increase quality and performance.
Amente, G. and Chimdessa, E. 2021. Control of browning in plant tissue culture: A review. Journal of Scientific Agriculture, 5: 67-71.
Chaabani, G., Tabart, J., Kevers, C., Dommes, J., Khan, M. I., Zaoui, S. and Karray-Bouraoui, N. 2015. Effects of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid combined to 6-benzylaminopurine on callus induction, total phenolic and ascorbic acid production, and antioxidant activities in leaf tissue cultures of Crataegus azarolus L. var. Aronia. Acta Physiologiae Plantarum, 37(2): 28-37.
Chutipaijit, S. and Sutjaritvorakul, T. 2018. Application of activated charcoal and nanocarbon to callus induction and plant regeneration in aromatic rice (Oryza sativa L.). Chemical Speciation and Bioavailability, 30(1): 1–8.
Corduk, O. and Cuneyt Aki, N. 2011. Inhibition of browning problem during micropropagation of sideritis trojana bornm an endemic medicinal herb of Turkey. Romanian Biotechnological Letters, 16 (6): 6760-6765.
Dias, M.I., Sousa, M.J., Alves, R.C. and Ferreira, I.C.F.R. 2016. Exploring plant tissue culture to improve the production of phenolic compounds: A review. Industrial Crops and Products, 82: 9–22.
Efferth, T. 2018. Biotechnology applications of plant callus cultures. Engineering, 5: 50-59.
Elmore, H., Samples, B., Sharma, S. and Harrison, M. 1990. Influence of cultural and physiochemical factors on ascorbate stability in plant tissue culture media. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 20: 131-135.
Fitriana, D., Prihastanti, E., Nurchayati, Y. and Hastuti, R.B. 2019. Effect of combination explant difference leaf part and concentration of active charcoal on callus initiation mangrove (Rhizophora Apiculata BI) by in-vitro. Journal of Physics Conference Series, 1217(1): 012166.
Gerema, A. and Emiru, Ch. 2021. Control of browning in plant tissue culture: A review. Journal of Scientific Agriculture, 5: 67-71.
Giri, L., Dhyani, P., Rawat, S., Bhatt, I. D., Nandi, S. K., Rawal, R. S. and Pande, V. 2012. In vitro production of phenolic compounds and antioxidant activity in callus suspension cultures of Habenaria edgeworthii: A rare Himalayan medicinal orchid. Industrial Crops and Products, 39: 1–6.
Huang, Y., Li, N., Ma, Y., Du, F., Li, F., He, X., Lin, X., Gao, H. and Chen, Y. 2007. The influence of single-walled carbon nanotube structure on the electromagnetic interference shielding efficiency of its epoxy composites. Carbon, 45 (8): 1614-1621.
Karolina, J., Pawel, K., Marta, S., Aleksandra, K., Magdalena, A., Malinowska, S.G. and Agnieszka S. 2024. Phenolic compound profiling and antioxidant potential of different types of Schisandra Henryi in vitro cultures. Applied Microbiology and Biotechnology, 108 (322): 108-322.
Kulpa, D. 2016. Micropropagation of calla lily (Zantedeschia rehmannii). Folia Horticulturae, 28(2): 181–186.
Missale, C, Pasinetti, G, Govoni, S, Spano, P.F. and Trabucchi, M. 1983. Fipexide: A new drug for the regulation of dopaminergic system at the macromolecular level. Bollettino Chimico Farmaceutico, 122 (2): 79–85.
Mohd Din, A. R. J., Iliyas Ahmad, F., Wagiran, A., Abd Samad, A., Rahmat, Z. and Sarmidi, M. R. 2016. Improvement of efficient in vitro regeneration potential of mature callus induced from Malaysian upland rice seed (Oryza sativa cv. Panderas). Saudi Journal of Biological Sciences, 23(1): S69–S77.
Murashige, T. and Skoog. F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Plant Physiology, 15 (3): 473-479.
Nakano, T., Tanaka, S., Ohtani, M., Yamagami, A., Takeno, S., Hara, N. and Shinozaki, K. 2018. FPX is a novel chemical inducer that promotes callus formation and shoot regeneration in plants. Plant and Cell Physiology, 59(8): 1555–1567.
Nalousi, A. M., Hatamzadeh, A., Azadi, P., Mohsenpour, M. and Samizadeh Lahiji, H. 2019. A procedure for indirect shoot organogenesis of Polianthes tuberosa L. and analysis of genetic stability using ISSR markers in regenerated plants. Scientia Horticulturae, 244: 315–321.
Nery, F. C., Goulart, V. L. A., Viol, M. A., Paiva, P. D. O., Paiva, R., Prudente, D. O. and Nery, M. C. 2015. In vitro geramination and chemical composition of Zantedeschia aethiopica callus. Acta Horticulturae, 1083: 189–196.
Nisyawati, N. and Kariyana K. 2013. Effect of ascorbic acid, activated charcoal and light duration on shoot regeneration of banana cultivar barangan (Musa acuminata L.) in vitro culture. International Journal of Research and Reviews in Applied Sciences, 15(1): 13-17.
Onay, A., Jeffree, C.E. and Yeoman, M.M. 1996. Plant regeneration from encapsulated embryoids and an embryogenic mass of pistachio. Plant Cell Reports, 15: 723–726.
Onuoha, I.C., Chinonye, J.E. and Chibuikem, I.N.U. 2011. In vitro prevention of browning in plantain culture. Online Journal of Biological Sciences, 11 (1): 13-17.
Ozyigit, L.L. 2009. In vitro shoot development from three different nodes of cotton (Gossypium hirsutum L.). Notulae Botanicae Horti Agrobotanici, 37(1): 74-78.
Pan, M.J. and Staden, J.V. 1999. Effect of activated charcoal, autoclaving and culture media on sucrose hydrolysis. Journal of Plant Growth Regulation, 29(3): 135-141.
Parthasarathy, V.A., Anitha K. and Rajesh, M. K. 2007. Biotechnology of coconut. Journal of Horticultural Sciences, 2(1): 1-12.
Priyanka, D. and Alok, K.S. 2015. To study the effect of activated charcoal, ascorbic acid and light duration on in vitro micropropagation of Aloe vera L. International Journal of Innovative Research in Science, Engineering And Technology, 4(5): 3131-3138.
Sakularat, S., Tiwa, R. and Sorapong, B. 2015. Influence of different type of culture media and activated charcoal on callus induction and shoot multiplication of Cardamine lyrata. Journal of Agricultural Technology, 11(8): 1697-1704.
Thomas, T. D. 2008. The role of activated charcoal in plant tissue culture. Biotechnology Advances, 26 (6): 618–631.
Xuan, S., Xue, W., Bijaya, Sh. S., Yin, J., Di, W., Rongxin, G., Guojun, Zh., Wenting X. and Zunzheng, W. 2023. Tissue culture of calla lily (Zantedeschia spreng.): An updated review on the present scenario and future prospects. International Journal of Social Robotics, 92(8): 2413-2428.
Yoshiki, T., Kaho Y., Kentaro, K., Yukiko, A. and Takashi, N. 2022. Establishment of an efficient transformation method of garden stock (Matthiola incana) using a callus formation chemical induce. Plant Biotechnology, 39: 273–280.
Yu, Y., Liu, D., Liu, C., Yan, Z., Yang, X. and Feng, G. 2021. In vitro regeneration of Phaseolus vulgaris L. via direct and indirect organogenesis. Plant Biotechnology Reports, 15: 279–288.