• صفحه اصلی
  • بررسی اثر تنش شوری بر برخی پاسخ‌های مورفولوژیکی، بیوشمیایی و آنتی‌اکسیدانی گیاه دارویی Securigera securidaca L.

اشتراک گذاری

آدرس مقاله


کد مقاله : EJMP-1705-1233 (R1) بازدید : 224 صفحه: 32 - 43

20.1001.1.23223235.1397.6.1.4.0

نوع مقاله: پژوهشی

بررسی اثر تنش شوری بر برخی پاسخ‌های مورفولوژیکی، بیوشمیایی و آنتی‌اکسیدانی گیاه دارویی Securigera securidaca L.

محورهای موضوعی : فیزیولوژی محیطی

فاطمه میروکیلی 1 , اصغر مصلح آرانی 2 , محمدرضا سرافراز اردکانی 3 , حمید سودائی زاده 4

1 - دانشجوی گروه محیط‌زیست، دانشکده منابع طبیعی و کویرشناسی، دانشگاه یزد، یزد، ایران.
2 - دانشیار گروه محیط‌زیست، دانشکده منابع طبیعی و کویرشناسی، دانشگاه یزد، یزد، ایران
3 - استادیار گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه یزد، یزد، ایران
4 - دانشیار گروه مدیریت مناطق خشک و بیابانی، دانشکده منابع طبیعی و کویرشناسی، دانشگاه یزد، یزد، ایران

تاریخ دریافت : 1396/02/13 تاریخ پذیرش : 1397/10/23 تاریخ انتشار : 1397/03/01

کلید واژه: تنش شوری, آنتوسیانین, آنتی‌اکسیدان‌‌های آنزیمی, شاخص فعالیت جاروب رادیکال DPPH, عدس‌الملک, فلاونوئید  ,

چکیده مقاله :

در این تحقیق به منظور بررسی اثر تنش‌های مختلف شوری بر برخی شاخص‌های مورفولوژیکی، بیوشیمیایی و آنتی‌اکسیدانی گیاه دارویی عدس‌الملک (Securigera securidaca L.) در قالب طرح کاملاً تصادفی، بذرهای گیاه در مهرماه سال 1394 از موسسه پاکان بذر اصفهان تهیه و مراحل کاشت و رشد گیاه در اتاق رشد در دانشگاه یزد انجام گردید. ارزیابی و مقایسه تغییرات شاخص‌های مورفولوژیکی، بیوشیمیایی و عملکرد آنتی‌اکسیدانی به روش اسپکتروفتومتری اندازه‌گیری گردید. نتایج نشان داد که با افزایش غلظت شوری برخی شاخص‌های مورفولوژیکی به‌صورت معنی‌داری کاهش یافتند. مقدار رنگیزه‌ها در تیمارهای مختلف شوری نسبت به تیمار کنترل تغییر معنی‌داری نشان نداد. مقدار پرولین، قندهای محلول کل، فلاونوئیدها و آنتوسیانین در بالاترین سطح شوری (12 دسی‌زیمنس بر متر) نسبت به تیمار کنترل و سایر تیمارهای شوری به‌صورت معنی‌داری افزایش قابل توجهی یافتند. مقدار مالون‌دی‌آلدهید در شوری 12 دسی‌زیمنس بر متر افزایش معنی‌داری نشان داد در حالی که بیشترین مقدار فعالیت جاروب رادیکالدى‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازیل (DPPH) و فعالیت آنزیم‌های سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز و کاتالاز در شوری 8 دسی‌ریمنس بر متر مشاهده شد. یافته‌های فوق نشان داد که با توجه به عدم تغییرات معنی‌دار شاخص‌های موفولوژیکی، بیوشیمیایی و آنتی‌اکسیدانی بویژه در شوری‌های پایین (4 دسی‌زیمنس بر متر)، احتمالاً بتوان رقم عدس‌الملک مورد مطالعه را به‌عنوان یک گونه نیمه‌حساس (با تحمل متوسط) به شوری پیشنهاد کرد.

چکیده انگلیسی:

In this research in order to study of stress influence(4, 8 and 12 ds/m of NaCl ) on some morphological, biochemical and antioxidantactivity of Securigera securidaca L.  based on a randomized complete design with three replications, the seeds of plant were provided from Esfahan Pakan Bazr Institute and were grown in growth chamber located in Yazd University during September, 2014. Biochemical and antioxidant traits were measured spectrophotometrically. Results were showed that some morphological traits significantly decreased when salinity were increased. The pigments content were not significantly affected by different levels of salinity. Proline, total soluble sugar, flavonoid and anthocyanin content significantly increased in highest level of salinity in compared with other salinity and control treatments. Malondialdehyde (MDA) significantly increased in salinity of 12 ds/m while the most significant activity of DPPH scavenging and superoxide dismutase (SOD), peroxidase (POX) and catalase (CAT) enzymes were showed in salinity of 8 ds/m. in concluded, due to non-significant changes of morphological, biochemical and antioxidant traits in salinity of 4 ds/m especially, it may be suggested that Securiger securidaca L. is a semi-tolerant genotype under salt stress.

منابع و مأخذ:


  1. Abe, N., Murata, T. and Hirota, A. 1998. Novel 1, 1-diphenyl-2-picryhy- drazyl- radical scavengers, bisorbicillin and demethyltrichodimerol, from a fungus. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 62: 661-662.
    2.
  2. Abogadallah, G.M. 2010. Antioxidative defense under salt stress. Plant Signal Behavior, 5(4):369-374.
    3.
  3. Aebi, H.E. 1984. “Catalase in vitro”. Method,s Enzymology, 105:121-126.
    4.
  4. Aghaei, K., Barzli, M., Jafarian, V. and Shekari, F. 2016. Study of some physiological and biochemical responses in Artemisia dracunculus under water deficit stress. Journal of Plant Process and Function, 6 (19): 16-24.
    5.
  5. Amin, G.h. 2005. The m ost common traditional herbal plants of Iran. Tehran: ethics and history of medicine research center,pp.240.
    6.
  6. Ashraf, M. and Foolad, M.R. 2007. Roles of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance. Environmental and Experimental Botany, 59(2): 206–216.
    7.
  7. Azari, A., ModaresSanavi, S.A.M., Askari, H., Ghanati, F., Naji, A.M. and Alizadeh, B. 2012. Effect of salt stress onmorphological and physiological traits of two species of rapeseed (Brassica napus and B. rapa). Iranian Journal of Crop Sciences, 14(2):121-135.
    8.
  8. Bates, L.S., Waldren, R.P. and Teare, I.D. 1973. Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant Soil, 39(1):205-207.
    9.
  9. Caverzan, A., Casassola, A. and Brammer, S.P. 2016. Antioxidant responses of wheat plants under stress. Genetic molecular and Biology, 39(1):1-6.
    10.
  10. Chance, B. andMaehly, A. 1955.“Assay of catalase and peroxidase”. Method of Enzymology, 2: 764-817.
    11.
  11. Chaparzadeh, N. and Zarandi Miandoab, L. 2011. The effects of salinity on pigments content and growth of two canola (Brassica napus) cultivars. Journal of Plant Biology, 3(9): 13-26.
    12.
  12. Dadkhah, A. 2011. Effect of salinity on growth and leaf photosynthesis of two sugar beet cultivers. Journal of Agricultural science and Technology, 13:1001-1012.
    13.
  13. Dkhil, B. B. and Denden, M. 2010. Salt stress induced changes in germination, sugars,starch and enzyme of carbohydrate metabolism in Abelmoschuses culentus L. (Moench.) seeds. African Journal of Agricultural Research, 5(6): 408-415.
    14.
  14. Dubios, M., Gilles, K.A., Hamilton, J.K., Rebers, P.A. and Smith, F. 1956. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Analytical Chemistry, 28(3): 350-356.
    15.
  15. Ehsanzadeh, P., Nekoonam, M.S., Azhar, J.N., Pourhadian, H. and Shaydaee, S. 2009. Growth, chlorophyll and action concentration tetraploid wheat on a solution high in sodium chloride salt:hulled versus free-threshing genotypes. Journal of Plant Nutrition, 32(1): 58-70.
    16.
  16. Fathi Azad, F., AlafAkbari, N., Zakheri, A., Andalib, S., Maleki Dizaji, N., Gharah Baghian, A., Ghorbani Haghjou, A., Fakhrjou, A. and Garjani, A.R. 2010. Hypolipidemic and antioxidant effects of Securigerase curidaca L. seed in high fat fed rats. Pharmaceutical Science, 15(4): 293-301.
    17.
  17. Filippo, L., Moretti, A. and Lovat, A. 2002. Seed yield, yield components oil content and essential oil and composition of Nigella sativa L. and Nigella damascene L. Industrial Crop and Products, 15(1): 59-69.
    18.
  18. Garjania, A., Fathizad, F. and Zakheri, A. 2009. The effect of total extract of securigerase curidaca (L.) seeds on serum lipid profiles, antioxidant status, and vascular function inhypercholesterolemic rats. Journal of Ethnopharmacology, 126(3): 525-532.
    19.
  19. Ghorbani, A., Moradi Marjaneh, R., Rajaei, Z. and Hadizadeh, M.A.R. 2014. Effects of Securigerase curidaca extract on lipolysis and adipogenesis in diabetic rats. Cholesterol, Article ID 582106, 1-5.
    20.
  20. Giannopolitis, C.N. and Ries, S.K. 1977. Superoxide dismutase I. Occurrences in higher plants. Plant Physiology, 59(2): 309-414.
    21.
  21. Gill, S.S. and Tuteja, N. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry, 48(12): 909-930.
    22.
  22. Heath, R.L. and Packer, L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplast I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125(1): 189-198.
    23.
  23. Lichtenthaler, H.K. and Wellburn, W.R. 1983. Determination of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transactions, 11(5): 591-592.
    24.
  24. Mard, S.A., Bahari, Z., Eshaghi, N. and Farbood, Y. 2008. Antiulcerogenic effect of Securigera securidaca L. seed extract on various experimental gastric ulcer models in rats. Pakistan Journal of Biological Sciences, 11(23): 2619-2623.
    25.
  25. Moslehi, Sh., Najafi, P., Tabatabaei, S.H. and Noumahnad, N. 2011. Effect of soil moisture stress on yield and growth indexes of greenhouse Cucumber. Journal of Water and Soil, 25(4): 770-775.
    26.
  26. Munns, R. and Tester, M. 2008. Mechanisms of Salinity Tolerance, Annual Review of Plant Biology, 59: 651–681.
    27.
  27. Pouramir, M., Shahaboddin, M.E., Moghadamnia, A.A. and Parastouei, K. 2011. To study the effects of Securigera securidaca (L.) seed against alloxan-induced hyperglycemia. Journal of Medicinal Plant Research, 5(14): 3188-3191.
    28.
  28. Rao, M.V., Paliyath, G. and Ormrod, D.P. 1996. Ultraviolet-B- and ozone-induced biochemical changes in antioxidant enzymes of Arabidopsis thaliana. Plant Physiology, 110(1): 125-136.
    29.
  29. Sharifi, P., Amirnia, R., Majidi, E., Hadi, H., roustaii, M., Nakhoda, B., Alipoor, H.M. and Moradi, F. 2012. Relationship between drought stress and some antioxidant enzymes with cell membrane and chlorophyll stability in wheat lines. African Journal of Microbiology Research. 6(3), 617-623.
    30.
  30. Nogues, S. and Baker, N.R. 2000. Effect of drought on photosynthesis in Mediterranean plants grown under enhanced UV-B radiation. Journal of Experimental Botany, 51(348):1309 -1317.
    31.
  31. Orabi, S.A., Salman, S.R. and Shalaby, A.F. 2010. Increasing   resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous     application of salicylic acid and paclobutrazol. World Journal Agriculture of Science 6(3): 252-259.
    32.
  32. Sameni, H-R., Jadidi, M., Sadeghi, S.,Sharifi, S. and Taherian, A.A. 2016. Effects of hydroalchoholic extract of Securigera securidaca L. seed on acute, chronic and visceral pain in male albino mice. Koomesh, 17(2): 288-296. 
    33.
  33. Van denEnde, W. and Valluru, R. 2008. Sucrose, sucrosyl oligosaccharides, and oxidative stress: scavenging and salvaging? Journal of Experimental Botany, 60 (1) 9-18.
    34.
  34. Wang, W-B., Kim, Y-H., Lee, H-S., Kim, K-Y., Deng, X-P. and Kwak, S-S. 2007. Analysis of antioxidant enzyme activity during germination of alfalfa under salt and drought stresses. Plant Physiology and Biochemistry, 47(7): 570-577.
    35.
  35. Wang, C.J., Yang, W., Wang, C., Gu, C., Niu, D.D., Liu, H.X., Wang, Y.P. and Guo, J.H. 2012. Induction of drought tolerance in cucumber plants by a consortium of three plant growth promoting rhizobacterium strains. PlOS, 7(12): 1-12.
    36.
  36. Wahid, A. and Ghazanfar, A. 2006. Possible involvement of some secondary metabolites in salt tolerance of sugarcane. Journal of Plant Physiology, 163(7): 723-730.
    37.

37. Wakeela, A., Asif, A.R., Pitann, B. and Schubert, S. 2010. Proteome analysis of sugar beet (Beta vulgaris L.) elucidates constitutive adaptation during the first phase of salt stress. Journal of  Plant Physiology, 168(6): 519-526.

38. Yin, Y.G., Kobayashi, Y., Sanuki, A., Kondo, S., Fukuda, N., Ezura, H, Sugaya, S. and Matsukura, C. 2010. Salinity induces carbohydrate accumulation and sugar-regulated starch biosynthetic genes in tomato (Solanumlycopersicum L. cv. 'Micro-Tom') fruits in an ABA- and osmotic stress-independent manner. Journal of Experimental and Botany, 61(2):563-574.

 

 

 

 

 



 

_||_

مقالات مرتبط

حقوق این وب‌سایت متعلق به سامانه مدیریت نشریات دانشگاه آزاد اسلامی است.
حق نشر © 1403-1400

صفحه اصلی| عضویت/ ورود| درباره سند| تماس با ما|
[English] [العربية] [en] [ar]